Пентациклические тритерпеноиды Onopordum acanthium L. и их синтетические трансформации тема автореферата и диссертации по химии, 02.00.03 ВАК РФ

На правах рукописи

Шакурова Эльвира Рифовна

ПЕНТАЦИКЛИЧЕСКИЕ ТРИТЕРПЕНОИДЫ ОШРОШУиМ АСАттиМХи. И ИХ СИНТЕТИЧЕСКИЕ ТРАНСФОРМАЦИИ

02.00.03 — Органическая химия

АВТОРЕФЕРАТ

диссертации на соискание ученой степени кандидата химических наук

Уфа - 2006

Работа выполнена в Институте нефтехимии и катализа Российской академии наук.

Научный руководитель:

доктор химических наук, старший научный сотрудник Ахметова Внира Рахимовна

Официальные оппоненты: доктор химических наук,

профессор

Куковинец Ольга Сергеевна

кандидат химических наук, старший научный сотрудник Комиссарова Наталия Григорьевна

Ведущая организация: Новосибирский институт органической

химии им. H.H. Ворожцова СО РАН

Защита диссертации состоится «02» ноября 2006 г. в «14.00» ч. на заседании диссертационного совета Д 002.062.01 при Институте нефтехимии и катализа РАН по адресу: 450075, г. Уфа, проспект Октября, 141, Тел/факс: (3472)312750, E-mail: ink@anrb.ru.

С диссертацией можно ознакомиться в научной библиотеке Института нефтехимии и катализа РАН.

Автореферат разослан «28» сентября 2006 г.

Учёный секретарь диссертационного совета доктор химических наук, профессор

Р.Г. Булгаков

ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ

Актуальность работы. Неослабевающий интерес к лекарственным препаратам природного происхождения стимулирует поиск растений богатых физиологически активными метаболитами.

На территории России, в том числе в республике Башкортостан, произрастает множество видов лекарственных растений, используемых в народной медицине. Так, кардиотонические, противоопухолевые и противовоспалительные свойства татарника колючего Onopordum acanthium L., издавна применяемого как эффективное лекарственное средство, позволяют сделать предположение о высоком потенциале биосинтеза соединений, ответственных за терапевтический эффект. Недавно фармацевтическая компания Auravita (Англия) представила новый гомеопатический препарат на основе экстракта татарника колючего "Onopordon Comp В Drops," регулирующий деятельность сердечно-сосудистой системы.

Ранее в составе метаболитов надземной части Onopordum acanthium L. обнаружены пентациклические тритерпеновые спирты ряда лупана и олеанана и сесквитерпеновые лактоны (арктиопикрин и онопордопикрин), что позволяет рассматривать Onopordum acanthium L., как перспективный возобновляемый источник биологически активных терпенов. Между тем, до настоящего времени, полный состав тритерпеноидов растения Onopordum acanthium L. малоизучен.

Согласно имеющимся в литературе сведениям, пентациклические три-терпеноиды и их синтетические аналога успешно применяются в составе антибактериальных и анти-ВИЧ препаратов. В этой связи, изучение тритерпенового состава корневой и надземной частей татарника колючего Onopordum acanthium L., выделение и идентификация тритерпеноидов, а также синтез фармакологически значимых аналогов на их основе представляется важной и актуальной задачей*.

Работа выполнена в соответствии с планом научно-исследовательских работ Института нефтехимии и катализа РАН по теме: «Природные и синтетические гетероатомные соединения - выделение, синтез и свойства» (регистрационный номер 01.200.204388).

Работа проводилась при финансовой поддержке Российского Фонда Фундаментальных Исследований (грант № 02-03-97901).

* Автор выражает искреннюю благодарность член-корр. РАН Джемилеву У. М. за помощь в выборе направления исследования.

Цель работы. Изучение тритерпенового состава надземной части растения Опорог<1ит асаШЫит Ь., выделение, установление структуры и проведение синтетических трансформаций полученных тритерпеноидов, а также исследование противовоспалительной активности синтезированных соединений.

Научная новизна. Впервые выделены из растений ОпорогЛит асаШЫит Ь. пентациклические тритерпеноиды тараксастанового ряда — тараксастерол и тараксастерилацетат с выходами 1% и 2.8% соответственно. Установлено, что наибольшее содержание тараксастерола находится в вегетативных частях растения, а его ацетата- в генеративных. Разработан эффективный способ выделения тараксастерилацетата с применением колоночной хроматографии (КХ) на силикагеле, импрегнированном АдМЭз.

Впервые выполнено рентгенос^руктурное исследование тараксастерилацетата, для которого выявлен полиморфизм кристаллов. Одно- и двумерным экспериментами ЯМР и 13С проведено полное отнесение стереохимически важных сигналов тараксастерилацетата.

Исследованы некоторые трансформации тараксастерола, а именно, осуществлены окисление тараксастерола с помощью пиридинийхлорхромата (РСС) в 3-оксо-20(30)-тараксастен и оксимирование последнего в Е- и Z-изомерные оксимы (2:1). Показано, что перегруппировка Бекмана полученных изомерных кетоксимов реализуется по механизму второго рода с образованием смеси стереоизомеров (1:2) 3,4-с еко-5 (5"//?)-нитрил ов.

Ацилированием тараксастерола получены новые З/З-бензоилокси- и 3/3-трифторацетокси-20(30)-тараксастены.

При озонолизе тараксастерилацетата в хлороформе происходит дегидрирование по С(21)-С(22) углеродным атомам в кольце Е, приводящее к 3(3-ацетокси-30-нортараксаст-21(22)-ен-20-ону. Озонолиз тараксастерилацетата в присутствии метанола (СНС13-МеОН, 80:1) приводит к образованию 20,20-диметокси-ЗО-нортараксаст-З/З-ил ацетата. Селективный синтез 20-гидрокси- и 20-оксо-30-нортараксастерилацетатов осуществлён озонированием хлороформного экстракта цветоложа цветков ОпороЫит асапМит Ь., содержащего наряду с сопутствующими компонентами тараксастерилацетат, с последующим восстановлением продуктов озонолиза 1ЛА1Н4 или Ме28 соответственно.

Оксимирование 3/3-ацетокси-30-нортараксаст-20-она протекает с низкой конверсией (~15%). Перегруппировка Бекмана для 20-кетоксима не реализуется, вероятно, вследствие стерических препятствий (конформация кольца Е -скрученная ванна). Окисление 3/3-ацетокси-30-нортараксаст-20-она по Байеру-Виллигеру приводит к синтезу соответствующего 20,19-(б)-лактона с выходами

~20% под действием /я-хлорпербензойной кислоты (тя-СРВА) и 65% под действием Se02-H202.

Практическая значимость. Разработан эффективный способ выделения тараксастерола и его ацетата из надземной части Onopordum acanthium L., произрастающего на территории республики Башкортостан, что позволяет рассматривать данное растение как богатый источник пентациклических тритер-пенов, перспективных для создания современных лекарственных препаратов. Выявлена противовоспалительная активность 3/З-гидрокси-20(30)-тараксастена и его ацилатов, сравнимая по фармакологической эффективности с преднизо-лоном.

Апробация работы. Результаты исследований были представлены на конференциях: International Conference on Natural Products: Chemistry, Technol-ogy& Medicinal Perspectives (Алма-Ата, 2003 г); XVII-ом Менделеевском съезде по общей и прикладной химии (Казань, 2003 г); Международной научной конференции «Генетические ресурсы лекарственных и ароматических соединений» (ВИЛАР, 12-14 июля 2004 г); IV-ом Всероссийском научном семинаре и Молодёжной научной школе химия и медицина "Проблемы создания новых лекарственных средств" (Уфа, 2003 г); Ill-ем Конкурсе научных работ молодых учёных и аспирантов УНЦ РАН и АН РБ (Уфа, 2005 г); Первой Всероссийской конференции "Озон и другие экологически чистые окислители. Наука и технологии" (Москва, 2005 г); П-ой Всероссийской конференции «Новые достижения в химии и химической технологии растительного сырья» (Барнаул, 21-22 апреля 2005 г); Ш-ей Международной конференции «Экстракция органических соединений» (Воронеж, 17-21 октября 2005 г).

Публикации. По теме диссертации опубликовано 3 статьи в центральных журналах, тезисы 8 докладов, получено 3 положительных решения на выдачу патента.

Объём и структура диссертации. Диссертационная работа состоит из введения, литературного обзора на тему «Тритерпеноиды растительного и животного происхождения: структура, биосинтез и химические модификации», обсуждения результатов, экспериментальной части, приложения и выводов. Материал диссертации изложен на 112 страницах машинописного текста, включает 11 таблиц, 7 рисунков, 28 схем и список литературы из 172 наименований.

Автор выражает глубокую благодарность К.Х+Н. с*н» с. Халилоеой Алие Зуфаровне за неоценимый вклад при выполнении данной работы на этапе выделения и идентификации тритерпеноидов

ОСНОВНОЕ СОДЕРЖАНИЕ РАБОТЫ

1. Выделение и идентификация пентациклических тритерпеноидов из татарника колючего Onopordum acanthium L.

Выделение пентациклических тритерпеноидов из растений Onopordum acanthium L., произрастающих на территории республики Башкортостан (Туй-мазинский район) проводили по разработанному нами способу, основанному на применении многократной экстракции высушенного растения с последующей КХ полученного экстракта на силикагеле, импрегнированном AgN03. Преимуществом данного метода является использование в качестве экстрагента хлороформа, что позволяет увеличить суммарный выход экстракта, и как следствие получить максимальное количество тритерпеноидов по сравнению с другими растворителями (гексан, этанол, бутанол, метанол и ацетон). Надземную часть татарника колючего (отдельно - листья, соцветия и стебли) высушивали в тени при 30-35°С (остаточная влажность, сырья 8.3-11.6%), затем измельчали с помощью гомогенизатора и экстрагировали хлороформом (100 г сырья, 400 мл х 5). Полученный экстракт концентрировали упариванием на роторном испарителе до трети первоначального объёма, из которого полярные вещества извлекали 70%-ным этиловым спиртом (150 мл х 3). Обработанный хлороформный остаток затем концентрировали, и разделяли методом КХ на БЮг, используя градиентное элюирование системой н-СбНн-ЕЮАс. При этом выделили три фракции А, В и С.

Фракция А (0.5%) хлороформного экстракта листьев татарника колючего содержала смесь высших н-алканов (элюент н-СбНн-ЕЮАс, 20:1, Rf=0.83). В ИК-спектре присутствовали полосы валентных СН-, СН2- колебаний в области 1370, 1470, 2830 и 2910 см"1. В спектре ЯМР !Н химические сдвиги протонов наблюдались в области сильного поля, в виде уширенного триплета концевых метильных групп при 0.86 м.д. (3Jch==7 Гц) и интенсивного сигнала метилено-вых групп в области 1.16 - 1.28 м.д. В спектре ЯМР 13С наблюдался характерный набор сигналов в сильном поле при 14.16 (2С, СН3), 22.69 (2С, СН2), 29.43

(2С, СН2), 29.76 (13С, СН2), 31.64 (2С, СН2). Согласно данным ПХ-МС анализа смесь содержала и-С27Н56, и-С^Ибо, Н-С31Н64 в соотношении 1:3:2.6.

Фракция В (0.2%) хлороформного экстракта листьев по данным спектров

1 11

ЯМР'Н и С, представляла собой смесь тритерпеновых спиртов: тараксастеро-ла 1, /3-амирина 2, а-амирина 3, лупеола 4 (элюент н-СбН^-ЕЮАс, 10:1, К*=0.31-0.48), трудноразделимую методом КХ. Идентификация смеси спиртов 1-4 проводилась по описанным спектральным характеристикам. Соотношение спиртов 1,2,3,4 в смеси (12:4:2:1) определялось по интегральным интенсивно-стям характеристичных тест-сигналов протонов двойных связей концевых ме-тилиденовых групп и метановых протонов эндоциклических двойных связей в спектрах ЯМР 'Н.

Фракция С (1%) хлороформного экстракта листьев представляла собой индивидуальный тараксастерол 1 (элюент к-С6Н14-ЕЮАс, 10:1,1^=0.48). Идентификацию проводили сравнением с литературными данными ТСХ, ИК-, ЯМР *Н и 13С спектроскопии.

Фракция А (0.55%) хлороформного экстракта цветоложа цветков растения содержала смесь высших алканов состава н-СцИы, н-СЛо, К-Сз,Нб4.

Фракция В (0.38%), хлороформного экстракта цветоложа цветков по данным спектров ЯМР 'Н и 13С, представляла собой смесь тритерпеновых ацетатов: тараксастерилацетата 5, ацетата /3-амирина 6, ацетата а-амирина 7 и лу-пеолацетата 8 (элюент н-СбНн-ЕЮАс, 15:1, Rp0.35-0.49). Идентификация смеси ацетатов 5-8 проводилась по известным спектральным характеристикам. Соотношение спиртов 5,6,7,8 в смеси составило 12:4:2:1.

Фракция С (1.5%) хлороформного экстракта цветоложа цветков представляла собой индивидуальный тараксастерилацетат 5 (элюент н-СбНн-ЕЮАс, 15:1, 11*=0.49). Идентификацию проводили сравнением с литературными данными ТСХ, ИК-, ЯМР ]Н и 13С спектроскопии.

При разделении хлороформного экстракта цветоложа цветков татарника колючего на хроматографической колонке с БЮг пропитанным 5%-ным водным раствором А^03 выход тараксастерилацетата 5 повышается до 2.8% от веса воздушно-сухого сырья.

При исследовании хлороформных экстрактов других частей растения Опорогйит асаЫЫит Ь. (цветочная корзинка, обёрточные листья, хохолки семян, стебель и корень) были выделены аналогичным способом соединения 1 и 5, выход и некоторые физико-химические характеристики которых приведены в таблице 1.,

Таблица 1

Содержание тараксастерола 1 и его ацетата 5 в различных частях Опорогскит асапШит Ь. и их физико-химические характеристики

Части растения Выход соединений в (%)*

1 5

Цветочная корзинка — 0.3

Оберточные листья — 0.13

Хохолки семян — 0.7

Цветоложе цветка 0.1 2.8

Листья 1.0 0.08

Стебель 0.1 0.05

Корень — 0.1

Т.пл.°С 225-227 232-234

Г«Ъ-(СНС13) +96.3° +101.7°

- в расчёте на воздушно-сухое сырьё

Очевидно, что соединение 1 аккумулируется в основном в вегетативных частях, в наибольшей степени в листьях растения, значительно меньшей в стебле и цветоложе цветка. Соединение 5 было обнаружено во всех исследованных частях растения. Максимальное содержание его находилось в генеративных (цветоложе цветка и хохолки семян) частях растения.

Ранее тараксастерол 1 и его ацетат 5 были выделены из Montanoa tomentosa, Sarcostemma clausum, Caléndula ojjlcinalis, Arctium lappa и из других растений с выходом (в расчёте на воздушно-сухое сырьё) не превышающим 0.7%.

Таким образом, произрастающий в республике Башкортостан Onopordum acanthium L. является перспективным источником сырья для получения тараксастерола 1 (листья) и его ацетата 5 (цветоложа цветков). Выделенное из растения Onopordum acanthium L. кристаллическое вещество 5 по данным ИК- и ЯМР 'Н и 13С спектроскопии отвечает структуре тараксастерилацетата. Однако температура плавления выделенного соединения (т.пл =232-234°С) отличается

от приведённых в литературе значений (т.пл.=245-246°С, а также т.пл.=256-257°С ). В этой связи было проведено дополнительное физико-химическое исследование 5. Литературные и экспериментальные данные ЯМР ,3С и *Н для тараксастерола 1 и его ацетата 5 приведены в таблице 2.

Таблица 2

ЯМР !Н и 13С химические сдвиги (5)* соединений 1 и 5

1 5

Atom 513C, CDCb 813C, CDC13 8 13C, CDClj 813C, CDC13 5 13C, C5D5N 8 'H, C5D5N

С (125 МГц)" (75 МГц) (125 МГц)* (75 МГц) (125 МГц) (500 МГц)

1 38.77 38.71 38.44 38.11 38.55 1.64, 0.92

2 27.35 27.53 23.70 23.67 24.07 1.75, 1.67

3 79.01 79.12 80.96 80.94 80.78 4.70

4 38.82 38.98 37.79 37.77 37.21 -

5 55.37 55.49 55.40 55.42 55.62 0.78

6 18.29 18.41 18.18 18.16 18.42 1.46, 1.35

7 34.06 34.20 33.99 33.97 34.26 1.35, 1.35

8 40.86 41.02 40.91 40.89 41.11 -

9 50.48 50.61 50.39 50.37 50.54 1.33

10 37.12 37.26 37.04 37.02 38.01 -

11 21.43 21.56 21.46 21.44 21.62 1.48, 1.21

12 26.17 25.60 26.15 26.12 26.42 1.65, 1.08

13 39.17 38.42 39.15 39.13 39.40 1.56

14 42.02 42.15 42.03 42.15 42.24 -

15 26.64 26.78 26.64 26.62 26.93 1.65, 0.94

16 38.31 39.26 38.29 38.84 38.55 1.26, 1.17

17 34.53 34.50 34.53 34.50 34.69 -

18 48.67 48.82 48.63 48.61 48.81 0.99

19 39.40 39.49 39.28 39.36 39.62 2.15

20 154.57 154.71 154.64 154.62 154.82 -

21 25.62 25.60 25.61 25.59 25.93 2.48, 2.23

22 38.88 38.43 38.85 38.27 39.09 1.41, 1.41

23 28.02 28.08 27.94 27.92 28.04 0.91

24 15.39 16.01 16.51 16.48 16.77 0.91

25 16.78 15.46 15.89 15.86 16.42 0.86

26 15.87 16.38 16.34 16.32 16.02 0.99

27 14.76 14.86 14.72 . 14.70 14.89 0.96

28 19.49 19.59 19.49 19.41 к 19.78 0.94 с

29 25.54 25.74 25.49 25.47 к 25.60 1.08 д

30 107.15 107.23 107.12 107.11 107.56 4.79, 4.74

OAc 21.33; 171.01 21.30; 170.98 21.12; 170.66 2.04

* 5, м.д., по данным одномерных и двумерных экспериментов ЯМР 'Н-'Н COSY, HSQC и НМВС

* Reynolds W.F. et al. // Can. J. САе/я.-1985.-63.-Р. 1048-1054. " Reynolds W.F. et al. // Tetrahedron.-l986.-42.-P. 3419-3428.

Химические сдвиги (5) для большинства углеродных атомов, приведенные в литературе, совпадают с полученными нами экспериментальными данными (табл. 2), однозначно характеризующими тараксастановый каркас с пятью циклогексановыми кольцами, семью метальными группами и одной метилиде-новой группой при С(20), а также гидроксильной и ацетатной группами при С(3) для 1 и 5 соответственно.

Согласно данным эксперимента 13С ХМСЮ (модуляция констант спин-спинового взаимодействия протонов и ядер углерода, тест на присоединённые протоны) было проведено полное отнесение сигналов соединения 5. В частности, триплетный сигнал с 6 39.09 м.д. соответствует 22 атому углерода метиле-новой группы кольца Е, тогда как дублетный сигнал с 8 39.62 м.д. принадлежит атому С(19) метанового типа (рис.1).

30

Рис. 1. Двумерный эксперимент HSQC ^С-'Н (125 и 500 МГц), COSY-(Н-Н) и НМВС-(Н—>С) корреляции для соединения 5

Сигнал протонов метальной группы с 5 1.08 м.д., имеющий вид дублета и относящийся к Н(29) в спектре Hetero Single Quantum Coherence (HSQC) соответствует атому C(29) с 5 25.60 м.д. (рис. 2). О правильности отнесения данной группы свидетельствуют соответствующие кросс-пики в спектре Hetero Multiple Bond Correlation (HMBC) между протонами с 8 1.08 м.д. и атомами С(19) с 8 39.62 м.д. и С(20) с 8 154.82 м.д., а также между атомом С(29) с 8 25.6 м.д. и протоном Н(19) с 8 2.15 м.д.

Для протонов метальной группы с 8 0.94 м.д., которым в спектре HSQC соответствует атом С(28) с 8 19.78 м.д., в НМВС имеются корреляции с атомами С(17) с 5 34.69 м.д. и С(18) с 5 48.81 м.д. Также наблюдается корреляция

между атомом С(28) и протонами с 5 1.41 м.д., 1.26 м.д. и 0.99 м.д., идентифи цированые как Н(22), Н(16) и Н(18) соответственно (рис. 2).

РМР^С 2 « 2.3 >.2 2.1 2^0 1.» 1.» 1.7 1.С 1.5 1.4 1.3 1.2 1.1 1.0 0.» 0.1

Ь, пл.

Рис. 2. Спектр ЯМР JMOD и гетероядерного корреляционного эксперимента (СН) HSQC для соединения 5

Идентификация смеси тритерпеновых спиртов (1-4) проводилась на основании описанных для них известных спектральных характеристик и полученных спектральных данных ЯМР !Н и 13С. В смеси спиртов (1-4) характеристичные тест-сигналы /3-амирина 2: 8 С(12) 121.84 м.д., 5 С(13) 145.29 м.д.; а-амирина3: 5 С(12) 124.52 м.д.,6С(13) 139.20 м.д.; лупеола4: 5С(28) 151.01м.д., 5С(29) 109.42 м.д. В спектрах соединений 1-4 также присутствуют сигналы остальных атомов углерода, совпадающие с литературными данными.

Аналогичным образом проводилась идентификация смеси тритерпеновых ацетатов (5-8). В смеси ацетатов (5-8) характеристичные тест-сигналы /3-_ амирина 6: 5 С(12) 145.22 м.д., 5 С(13) 121.86, м.д.; а-амирина 7: 5 С(12) 124.54 м.д., 5 С(13) 139.76 м.д.; лупеолацетата 8: 5 С(28) 150.65 м.д. и 5 С(29) 109.35 м.д. В спектрах соединений 5-8 также присутствуют сигналы остальных атомов углерода, совпадающие с литературными данными.

Таким образом, из татарника колючего впервые выделены и идентифицированы одномерными и двумерными экспериментами ЯМР 'Н-'Н COSY, HSQC и НМВС тритерпеноиды тараксастанового ряда - тараксастерол 1 и тараксасте-

рилацетат 5. Также были найдены ранее обнаруженные в татарнике колючем тритерпеновые спирты /3-амирин, си-амирин и лупеол с их ацетатами.

2. Рентгеноструктурное исследование тараксастерилацетата

С целью определения молекулярной и кристаллической структуры выделенного соединения 5 нами проведено рентгеноструктурное исследование монокристалла (рис. 3)* и кристаллитов соединения 5, полученных перекристаллизацией из СНСЬ-ЕЮАс (1:1), а также рекристаллизацией из ЕЮН.

Рис. 3. Геометрия молекулы 5 в кристалле

На основании данных РСА установлено, что молекула исследуемого соединения 5 соответствует структуре тараксастерилацетата (рис. 3), геометрия тритерпенового фрагмента которой практически совпадает с геометрией описанного в литературе тараксастерола.

Поскольку в молекулах 5 отсутствуют свободные гидроксильные группы, упаковка молекул в кристалле определяется обычными ван-дер-ваальсовыми взаимодействиями (рис. 4).

сз

Рис. 4. Упаковка молекул 5 в кристалле. Проекция на плоскость XOZ

* Автор выражает благодарность за проведение РСА д.х.н. Литвинову И. А. зав. лаб. "Дифракционных методов исследования" ИОФХ им. А.Е. Арбузова КазНЦ РАН.

Четыре шестичленных цикла А, В, С и D имеют конформацию кресла. Ацетатная группа при атоме С(3) находится в экваториальном положении. Шестичленный цикл с зр2-гибридизованным атомом С(20) имеет конформацию несколько несимметричной (скрученной) ванны. Фрагмент С(18)-С(19)-С(21)-С(22) плоский в пределах 0.082(6) Â, отклонения атомов С(17) и С(20) от этой плоскости составляют 0.641(5) и 0.535(6) À (табл. 3). Все пять циклогексановых колец А, В, С, D и Е в молекуле 5 имеют транс-сочленение.

Таблица 3

Торсионные углы (х, град.) кольца Е в молекуле соединения 5

Угол т Угол ■ X Угол T

cucuc"cls 174.5(4) (WC'C" -64.6(5) c1Jc'5ciyc^ 94.0(5)

c18c"c14c8 -172.8(3) с",с1/с1*си -56.7(5) с17с'*Л2и -17.7(6)

CI8CiJC14C15 -50.6(58) с1Ьс"с18с'у 175.3(4) с1'С1 "С "С" -137.6(5)

cl8clJ сые" 66.4(5) • Cncv,ciscvi -173.6(4) с1Кс1Ус2исл -38.5(6)

-176.2(4) С"С1#С"С,У 58.5(6) c18ciyczucju 144.4(6)

c"cuc'8ciy -46.6(5) c^cwciiicu 65.3(5) cVcV 84.3(6)

CHC1JC»CI7 54.9(5) caci7cmciy -62.7(5) cjyclyc^'cjU -92.8(7)

с14сис15с1У -175.7(4) -160.8(5) c'Wc2^ 53.9(7)

С14С15С16С17 -59.2(5) с^с^с^С1 -44.2(6) C^C^C'C" -129.2(6)

c^C'c18 59.5(5) çHçllçUçll 79.6(6) cWcW -9.7(7)

cWc"^ 176.5(4) cuc1!iclyciU -146.1(5)

Метилиденовая группа при атоме С(20) занимает псевдоаксиальное положение и находится в плоскости, связей атома С(20). Таким образом, для двойной связи С(20)=С(30) не наблюдается скручивание и она имеет обычную для двойных связей С=С длину 1.31(1) А (табл. 4). Геометрия ацетатной группы обычная.

Таблица 4

Длины связей (с1, А) в молекуле соединения 5

Связь d Связь d Связь d Связь d

O'-C 1.475(5) 1.531(6) 1.518(7) C"-C8 1.543(8)

o'-cJ1 1.351(6) cb-clti 1.566(6) CU-C1J 1.536(6) cm.ci!> 1.583(7)

(У-С"" 1.174(7) C°-C . 1.529(7) c1J-c14 1.558(6) 1.538(7)

c'-C 1.537(7) C'-C" 1.564(6) C1J-C18 1.562(6) 1.505(9)

сх-сш 1.523(6) с"-су 1.549(6) c14-c15 1.560(6) C^-C" 1.497(9)

1.526(7) c8-c14 1.597(6) 1.547(7) CM-CiU 1.31(1)

CJ-C4 1.545(6) 1.552(6) CI5.C16 1.514(7) 1.514(8)

c4-c> 1.574(6) cy-cJ0 1.562(6) с1&-с" 1.528(7) 1.502(8)

1.541(7) cy-ca 1.552(6) C17.C18 1.536(7)

c4-c'4 1.567(7) ciU-e" 1.564(6) 1.550(7)

Кристаллы соединения 5 ромбические, со следующими кристаллографическими данными: С32Н52О2, а=7.901(6), Ь=31.83(2), с=11.242(6) А, У=2827(3) А3, ё (выч) 1.10 г/см3, Ъ=А, пространственная группа Р2]2121.

На основе дифракционных спектров рентгеновского эксперимента осуществлённого по методу Дебая-Шеррера определены различные полиморфные модификации кристаллов соединения 5. Так, кристаллизация из СНС1з протекает по орторомбическому типу с объёмом элементарной ячейки У=1617 А3. Перекристаллизация соединения 5 из ЕЮН приводит к другой упаковке молекул 5 с образованием кристаллов, меньших по размеру приблизительно в 2 раза, но с большим межплоскостным расстоянием (Д 0.2 А) в кристаллитах, кристаллы также орторомбические с У=1053 А3. Для этой модификации наблюдается увеличение т.пл. на 2°, а также отмечается различие относительных интенсивно-стей сигналов в ИК-спектрах в области 610-660 (0=1.2) и 730-760 см"1 (0=2).

Таким образом, для тараксастерилацетата 5 обнаружен эффект полиморфизма. В этой связи, приведённые в литературе отличия температуры плавления, вероятно, отвечают разным кристаллическим модификациям соединения 5.

3. Синтетические трансформации тараксастерола

Учитывая доступность тараксастерола 1 и его ацетата 5 из ОпороЫит асашЫит Ь., а также биологическую активность некоторых производных соединений 1 и 5, представлялось перспективным исследовать химические трансформации с целью поиска эффективных путей синтеза биологически активных веществ на основе соединений 1 и 5.

В настоящее время из химических модификаций тритерпеноидов тарак-састанового типа в основном известны лишь реакции по двойной связи кольца Е и по 3/3-положению кольца А. Нами установлено, что А20 двойная связь обладает низкой реакционной способностью в реакциях присоединения'. Из рассмотренных в литературе превращений соединений 1 и 5 сообщалось, в основ-• ном, об окислительных трансформациях, приводящих в большинстве случаев к смеси продуктов. Нами исследована реакционная способность функциональных групп при атоме С(3) в 3/3-гидрокси-20(30)-тараксастене.

Поскольку не ослабевает интерес к азатерпеноидам ввиду их цитотокси-ческой, антибактериальной и фунгицидной активностей, проведён целенаправленный синтез азотсодержащих тараксастанов. Для этой цели мы использовали 3-оксопроизводное, которое было легко получено окислением 1 с помощью РСС в СН2О2 (25°С, 3 часа). Образование тараксаст-20(30)-ен-3-она 9 подтвер-

ждается появлением характерного сигнала кето-группы при С(3) с 5 217.89 м.д. в спектре ЯМР 13С.

Тараксастановые оксимы и их производные ранее не были описаны. Нами установлено, что при взаимодействии 3-оксо-20(30)-тараксастена 9 с солянокислым гидроксиламином в пиридине образуется смесь изомерных тараксаста-новых оксимов - Е/2 - 10 (2:1), что следует из соотношения интенсивностей сигналов С(3) с 6 167.00 м.д. £-изомера и 5 166.89 м.д. Z-изoмepa в спектре ЯМР ,3С (схема 1).

Перегруппировка Бекмана является удобным способом получения различных Ы-замещённых карбоксилированых аминов. Установлено, что для изомерных оксимов 10 перегруппировка Бекмана под действием 80С12 в абсолютном диоксане протекает по реакции второго рода и сопровождается дециклиза-цией кольца А с образованием нитрила 11 (схема 1).

а. РСС, СН2С12, 3 ч; Ъ. МН2ОН-НС1, Ру, 115°С, 2.5 ч; с. БОСЬ, диоксан, 15 мин.

Обнаружено, что из Е- и 2-оксимов 10 образуется смесь (1:2) 3,4-секо-5(5/Л)-нитрилов 11, что следует из соотношения интенсивностей сигналов атомов углерода метилиденовой группы кольца А при С(4) с 5 147.01 и 5 113.94 м.д., при С(24) с 5 146.87 и 5 114.07 м.д., а также появлением сигнала фрагмента с 5 120.31 м.д. в спектре ЯМР ,3С. В спектре ЯМР 'Н наблюдается расщеплённый мультиплет метиленовых протонов при С(2) с 5 2.14-2.41 м.д., отвечающий Н(2)-Н(2') части сильносвязанных протонных систем Н(2)-Н(2')/Н(1)-Н(1 ■) для двух стереоизомеров (схема 1).

При исследовании гидролиза соединения 5 установлено, что омыление в условиях (1 н №ОН в МеОН, ~ 60°С, 24 ч) приводит к соединению 1 с выходом ~ 82%. Полученный спирт 1 идентичен по физико-химическим константам и спектральным данным (т.пл., [а]0, ЯМР ]Н и 13С) нативному тараксастеролу 1

Схема 1

(схема 2)

Ацилирование нативного 1 АсгО в пиридине приводит к получению та-раксаст-20(30)-ен-3/3-ил ацетату 5 с конверсией 30%. Применение более сильного ацилирующего агента СН3СОС1 в пиридине, в присутствии каталитических количеств iV-диметиламинопиридина и увеличение времени реакции до 48 ч позволяет повысить выход соединения 5 до ~ 84%. Синтезированный ацетат 5 идентичен по физико-химическим константам и спектральным данным (т.пл., [а]о, ЯМР ]Н и 13С) нативному тараксастерилацетату 5 (схема 2).

Схема 2

а. 1 н ЫаОН, МеОН, 60°С; Ъ. СН3СОС1, М-диметиламинопиридин, Ру; с. СР3СОС1, Ы-диметиламинопиридин, Ру; ± РЬСОС1, Ру.

Известно, что введение атомов фтора в молекулы биологически активных соединений усиливает их фармакологическую активность. В этой связи нами осуществлён синтез трифторацетокси производного соединения 1. Установлено, что в ряду трифторацилирующих агентов эффективным является хлоран-гидрид трифторуксусной кислоты. В разработанных условиях ацилирование соединения 1 избытком трифторацетилхлорида (1:3) в пиридине в присутствии лУ-диметиламинопиридина приводит к тараксасаст-20(30)-ен-3/3-ил трифтораце-тату 12, образование которого подтверждается появлением в ИК-спектре полосы поглощения сложноэфирного карбонила при 1725 см'1 и квартета углеродных атомов трифторацетатной группы в области 5 113.24 м.д. с прямой константой спин-спинового взаимодействия ^ср=259.2 Гц в спектре ЯМР 13С.

Взаимодействием тараксастерола 1 с избытком хлористого бензоила (1:3) в пиридине был получен тараксасаст-20(30)-ен-3)3-ил бензоат 13 с выходом ~ 96%. В ИК-спектре соединения 13 наблюдается полоса поглощения 1720 см"1, характерная для сложноэфирного карбонила. В спектре ЯМР 13С сигналы ароматических углеродных атомов регистрируются в области д 128.80-132.71 м.д., а также отмечается появление дополнительного сигнала сложноэфирного кар-

бонила с 5 162.28 м.д. Сигналы ароматических атомов водорода резонируют в области 5 7.39-7.54 м.д. в спектре ЯМР !Н (схема 2).

4. Синтез и селективные превращения 20-оксопроизводных 30-нортараксастерилацетата

Введение дополнительных кислородсодержащих функциональных групп в молекулы тритерпеноидов существенно влияет на их биологическую активность. Из окислительных превращений тараксастерола 1 и его ацетата 5 исследованы эпоксидирование под действием ти-СРВА и окислительное расщепление реактивом Джонса, приводящие к сложной смеси эпоксидов и карбонильных соединений.

20-оксо-(30)-нортараксастан является удобным синтоном для дальнейшей функционализации в синтезе целого ряда биологически значимых кислород- и азотсодержащих тритерпеноидов. Учитывая недостатки описанных выше способов получения 20-оксопроизводных 30-нортараксастерилацетата, мы выбрали эффективный метод их синтеза, основанный на окислении метилиденовой группы при С(20) соединений 1 и 5 озоном.

В результате нами разработан селективный метод озонолиза соединения 5, позволяющий направлено получать 20,20-диметокси-(14)-, 20-оксо-21(22)-ен-(15)-, 20-оксо-(16)- и 20-гидрокси-(17)-30-нортараксастерилацетаты (схема 3).

Установлено, что озонирование соединения 5 в хлороформе в присутствии четырёхмольного избытка метанола с последующим восстановлением перекис-ных продуктов МегБ, приводит к образованию исключительно 20,20-диметокси-ЗО-нортараксаст-З/З-ил ацетату 14 с выходом ~ 68% (схема 3). Последний образуется, как известно, на стадии озонирования через а-метоксигидропероксид (С) (схема 4). В спектре ЯМР 13С соединения 14 отсутствуют слабопольные сигналы метилиденовой группы С(20) с 5 154.71 м.д. и С(30) с 5 107.23 м.д. и наблюдается появление сигналов двух диметокси-групп с 5 48.72 м.д., а сигнал атома С(20) смещается в сильное поле и резонирует при 103.62 м.д. В спектре ЯМР ]Н протоны диметокси-групп резонируют в виде синглетного шестипротонного сигнала с 5 3.75 м.д.

Схема 3

а 03, СНС13, МеОН, Ме28; Ъ. 03, СНС13, Ме28; с. ^-ТбОН, МегСО, 60°С, ¿. Оэ, СНС13, ЫАШ»; е. КН20Н-НС1, Ру, 115°С, 36 ч.

Обнаружено, что при озонолизе соединения 5 в хлороформе в отсутствие метанола, окислительное расщепление А20 двойной связи сопровождается дегидрированием связи С(21)-С(22) и приводит соответственно к образованию 3/3-ацетокси-30-нортараксаст-21 (22)-ен-20-ону 15 с выходом ~ 93%. В спектре ЯМР 'Н соединения 15 олефиновые протоны резонируют в области 5.61 м.д. и 6.75 м.д., а в спектре ЯМР 13С зафиксированы сигналы атомов С(20) с 5 212.92, С(21) с 5 127.89, С(22) с 5 166.56 подтверждающие присутствие а,(3-ненасыщенного кетона 15. В УФ-спектре имеется максимум поглощения при 246 нм, что также указывает на образование а,/3-ненасыщенного кетона (схема 3). В литературе имеются сведения об аналогичных случаях необычного озоно-лиза для ненасыщенных стероидов.

Целевой 3/3-ацетокси-30-нортараксаст-20-он 16 был получен нами двумя способами. Кипячением соединения 9 в присутствии и-толуолсульфокислоты (р-ТвОН) в 80%-ном водном ацетоне с последующей КХ (8Ю2, элюент - н-СбН^-ЕЮАс, 15:1) получен кетон 16 с выходом ~ 26%. Показано, что озонолиз хлороформного экстракта цветоложа цветков татарника колючего, содержащего наряду с сопутствующими компонентами тараксастерилацетат 5, после восстановления Ме25 и хроматографической очистки (БЮ2, элюент — н-СбН^-ЕЮАс, 15:1) также приводит к 3/З-ацетокси-З0-нортараксаст-20-ону 16 с выходом ~ 74%. В спектре ЯМР 13С соединения 16 присутствует характерный ела-

бопольный сигнал кето-группы С(20) при 218.45 м.д. Восстановлением продуктов озонолиза хлороформного экстракта цветоложа цветков татарника колючего 1ЛА1Н4, селективно получен 20-гидрокси-30-нортараксаст-3]3-ил ацетат 17 с выходом 86% (схема 3).

В результате оксимирования кетона 16 под действием солянокислого гидроксиламина в пиридине в присутствии цеокара 100 получен соответствующий оксик 18 с выходом -15%. В спектре ЯМР 13С для 20-оксима 30-нортараксастерилацетата 18 регистрируется сигнал при 166.38 м.д., характерный для атома С(20), связанного с гидроксииминной группой.

Озонолиз тараксастерола 1 в разработанных нами условиях протекает неоднозначно. Наряду с озонированием А20 двойной связи, по-видимому, происходит окисление 3/3-гидроксильной группы в кольце А, что приводит к разрушению пентациклического остова молекулы и образованию сложной смеси продуктов.

Таким образом, на селективную оксофункционализацию А20 двойной связи тараксастенов 1 и 5 с помощью озона оказывает влияние, как природа растворителя, так и заместителя в 3/3-положении. Мы полагаем, что в зависимости от природы растворителя озонолитическое расщепление А20 двойной связи происходит с образованием перекисных интермедиатов различной структуры (схема 4). Особенность образования а, /3-ненасыщенного кетона 15 в процессе озонолиза 5 связана со стерически затруднённой экзо-циклической х-связью кольца Е. По-видимому, в этом случае реализуется механизм, предусматривающий образование первоначально примозонида (А) трансформируещегося в четырёхчленный циклический молозонид Штаудингера (В), последующее восстановление которого действием МегБ приводит к сопряжённому кетону 15.

В спектре ЯМР !Н продукта озонирования (В) появляется уширенный сигнал протонов при С(30) в области 5 4.34. Спектр ЯМР 13С интермедиата (В) содержит два синглета с 5 82.57 и 5 78.28 соответственно, свидетельствующие о наличии связей С-О у атомов углерода С(20) и С(30) (схема 4).

Последующее элиминирование СНгО приводит к карбонилоксиду (С). Под действием метанола цвиттер-ион (С) образует а-метоксигидропероксид (Б), восстановление которого в присутствии метанола приводит исключительно 20,20-диметокси-3 0-нортараксаст-З /3-ил ацетату 14.

Схема 4

Образование 3/3-ацетокси-30-нортараксаст-21(22)-ен-20-она 15 может происходить в результате изомеризации биполярного иона (С) в ненасыщенный гидропероксид (Е). Последующая дегидратация и гидридный перенос приводит к образованию сопряжённой оксо-системы 15 (схема 4). Аналогичные явления -дегидратация и гидридный перенос при озонировании ранее наблюдались для ненасыщенных стероидов.

На основании вышеизложенного, как мы полагаем, озонолиз 5 может протекать по пути I или II. С целью оценки предпочтительности альтернативных путей I и II, полуэмпирическим методом квантовой химии (АМЬ Gaussian •98) были рассчитаны энтальпии (АН) образования интермедиатов (G) и (Н). С учётом разницы конформационной энергии региоизомеров определено, что -АН (G) < -АН (Н) на 6.4 ккал/моль [АН (G) = -130.63 ккал/моль, АН (Н) = -124.24 ккал/моль]. Образование енона 15 выгоднее из энергетически менее устойчивого интермедиата (Н). Таким образом, двухстадийный маршрут (путь II) образования соединения 15, в отличие от четырёхстадийного пути I, реализуемого в процессе окислительного дегидрирования по аллилыюму положению енольной формы (Е) до ненасыщенного оксигидропероксида (F), является более предпочтительным.

Озонолиз хлороформного экстракта цветоложа цветков татарника колючего не сопровождается дегидрированием тараксастерилацетата 5. Вероятно, присутствующие в хлороформном экстракте сопутствующие компоненты влияют на направление озонолиза и образующийся карбонилоксид (С) в выбранных условиях не подвергается изомеризации, превращаясь под действием Ме28, в целевой 3/3-ацетокси-30-нортараксаст-20-он 16 (схема 4).

С целыЪ изучения реакционной способности полученного кетона 16, а также синтеза производных тараксастерилацетата с модифицированным в лак-тон и лактам кольцом Е нами изучено окисление по Байеру-Виллигеру 20-оксо-30-нортараксастана 16 и перегруппировка Бекмана оксима 18. Установлено, что перегруппировка Бекмана для оксима 18 в условиях (БОСЬ, 20°С) не реализуется, вероятно, вследствие стерических препятствий.

Лактонсодержащие тритерпеноиды известны как высокоэффективные противоопухолевые и противовоспалительные соединения. Известно, что положение и природа заместителей в исходном кетоне заметно влияют на структуру образовавшегося лактона. Имеются примеры окисления, сопровождающиеся внутримолекулярными перегруппировками пентациклических тритерпе-новых кетонов.

Нами показано, что окисление 16 по Байеру-Виллигеру с использованием таких окислительных агентов как БеОг-НгСЬ и тя-СРВА приводит к 20,19-(е)-лактону 19, с выходами ~ 65% и ~ 20% соответственно (схема 5).

В углеродном спектре е-лактона 19 присутствует дополнительный сигнал углеродного атома сложноэфирной группы в кольце Е при 173.67 м.д., а также сигнал С(19) атома связанного с кислородом при 80.45 м.д.. В спектре ЯМР 'Н мультиплетный сигнал протонов метановой группы НС(19) перекрывается с сигналами протонов НС(3) при 4.32-4.58 м.д. (2Н) (схема 5).

Схема 5

АсО

.о

Образование е-лактона 19 протекает с сохранением (^-конфигурации асимметрического С(19)-атома. Региоселективность окисления системой Se02-Н2О2 (H2Se04) обусловлена формированием на первой стадии адцукта (J) с дальнейшей перегруппировкой в результате синхронного элиминирования H2Se03 и миграции электронодефицитного атома кислорода к более электроотрицательному атому С(19) (схема 5).

Таким образом, в результате исследования окисления тритерпеноидов с помощью озона, с последующим восстановлением перекисных продуктов Me2S или LiAlH* нами разработан селективный метод озонолиза тараксастерилацета-та 5, позволяющий направленно получать 20,20-диметокси-(14)-, 20-оксо-21(22)-ен-(15)-, 20-оксо-(16)- и 20-гидрокси-(17)-30-нортараксастерил-ацетаты. Установлено, что окисление 3/3-ацетокси-30-нортараксаст-20-она 16 по Байеру-Виллигеру эффективно протекает с помощью реагента БеОг-НгОг и при этом с высокой региоселективностью образуется 20,19-(е)-лактон 30-нортараксастерилацетат 19 с выходом ~ 65%.

5. Противовоспалительная активность тараксастерола и его ацил-производных

Противовоспалительную активность соединений 1, 5, 12 и 13 изучали на модели формалинового отёка задней лапы у белых неинбредных крыс*. Соединения 1,5,12 и 13 вводили внутрижелудочно в дозе 10 мг/кг за 30 мин до моделирования воспалительной реакции. Отёк формировали субплантарным введением 0.1 мл 3%-ного раствора формалина. Интенсивность воспалительной реакции регистрировали онкометрически через 3 и 24 часа после введения флого-гена. Величину отека выражали в процентах. В качестве препарата сравнения использовали преднизолон в той же дозе и при том же пути введения, что и изучаемые препараты. Контрольная группа за 30 мин до начала эксперимента ' получала внутрижелудочно физиологический раствор. Полученные данные статистически обрабатывали, рассчитывали средние значения, стандартные отклонения, затем проводили сравнение средних значений по t-критёрию Стьюдента для несвязных выборок. Полученные результаты представлены в табл. 5.

* Автор выражает благодарность за проведение биологических испытаний коллективу лаб. «Конструирования биологически активных веществ» ИНК РАН (зав. лаб. д.б.н. проф. Башка-тов С.А.).

Таблица 5

Противовоспалительная активность соединений 1,5,12 и 13

Экспериментальная группа Кол-во животных Средний процент воспалительной реакции (%)

через 3 часа через 24 часа

Нелеченные животные 5 41.2±2.8 41.8±2.8

Получавшая преднизолон 5 35.3±2.1* 32.6±5.1*

Получавшая соединение 1 5 38.2±1.9* 31.4±2.1*

Получавшая соединение 5 5 31.8±2.8* 27.8±2.6*

Получавшая соединение 12 5 37.5±4.6 28.7±4.2*

Получавшая соединение 13 5 36.4±2.7* 29.4±4.8*

Примечание: 4 - статистически значимые различия с нелеченной группой.

Процент увеличения объема лапки экспериментальных животных в контрольной группе составил 41.2% через 3 часа и 41.8% через 24 часа после введения формалина. В группе, получавшей преднизолон, выраженность воспалительной реакции в те же сроки составила соответственно 35.3% и 32.6%, т.е. была статистически значимо ниже в 1.2 и 1.3 раза. Исследованные соединения 1, 5,12 и 13 также статистически достоверно уменьшали интенсивность воспаления: соединение 1 через 3 ч - 1.1 раза, через 24 ч - в 1.3 раза; соединение 5 через 3 ч - 1.3, через 24 ч - в 1.5; соединение 12 через 24 ч - 1.5; соединение 13 через 3 ч -1.1, через 24 ч — 1.4.

Таким образом, все исследованные соединения 1, 5, 12 и 13 в дозе 10 мг/кг проявили противовоспалительную активность, сопоставимую по фармакологической эффективности с преднизолоном.

Выводы

1. Впервые из надземной части растения Опорогс1ит асапШит Ь. выделены и идентифицированы тараксасаст-20(30)ен-3/3-ол и тараксасаст-20(30)ен-3/3-ил ацетат наряду с ранее выделенными тритерпеноидами — а-амирин, /З-амирин, лупеол и их ацетаты. Найдено, что в наибольшем количестве тараксастерол находится в листьях, а тараксастерилацетат - в цветоложе цветка ОпорогсЫт aca.nth.ium Ь..

2. Разработан эффективный метод выделения тараксастерола и его ацетата с выходами соответственно 1% и 1.5% (в расчёте на воздушно-сухое сырьё). При хроматографировании хлороформного экстракта цветоложа цветков татар-

ника колючего на 8Ю2, импрегнированном А£М03, выход тараксастерилацетата возрастает до 2.8%.

3. Осуществлён рентгеноструктурный анализ монокристалла тараксастерилацетата. Установлено, что циклогексановые кольца А, В, С, О имеют кон-формацию кресла, а кольцо Е-скрученной ванны с метилиденовой х-связью. Все пять колец в молекуле тараксастерилацетата находятся в транссочленении.

4. Окислением тараксастерола с помощью пиридинийхлорхромата получен тараксаст-20(30)-ен-3-он, для которого найдено, что реакция с гидроксила-мином в пиридине приводит к смеси (2:1) Е- и 2-кетоксимов с выходом 89%. Установлено, что смесь изомерных кетоксимов в реакции Бекмана протекает по механизму второго рода, превращаясь в смесь стереоизомеров (2:1) 3,4-секо-5(&<5)-нитрилов с выходом 84%.

5. Разработан селективный метод озонолиза тараксастерилацетата в 20-оксопроизводные. Показано, что 3/3-ацетокси-20,20-диметокси-30-нортараксастан селективно образуется озонолизом в системе СНС1з-МеОН, 3/3-ацетокси-30-нортараксаст-21(22)-ен-20-он в СНС13, а 3/3-ацетокси-30-нортараксастан-20-он полнен озонолизом хлороформного экстракта соцветий Опорогс1ит асаШЫит Ь., содержащего наряду с тараксастерилацетатом сопутствующие вещества.

6. Установлено, что окисление 3/3-ацетокси-30-нортараксастан-20-она по реакции Байера-Виллигера с помощью реагента 8е02-Н202 протекает региосе-лективно с сохранением ^-конфигурации С(19) атома с образованием 20,19 (е)-лактона нортараксастерилацетата с выходом 65%. В то же время оксимирова-ние 20-оксонорпроизводного в отличие от тараксасаст-20(30)-ен-3-она протекает с низкой конверсией.

7. Обнаружено наличие антифлогистической активности у 3/3-гидрокси-20(30)-тараксастена и синтезированных ацилатов - 3/3-ацетокси-, 3/3-• бензоилокси- и 3/3-трифторацетокси-20(30)-тараксастенов, сопоставимой с эффективностью препарата сравнения "преднизолон". Противовоспалительная активность ацилатов достоверно больше на 5-10%, чем у 3/3-гидрокси-20(30)-тараксастена.

Основное содержание работы изложено в следующих публикациях:

1. Халилов JIM., Халилова А.З., Шакурова Э.Р., Нуриев Й.Ф., Качала В.В., Шашков A.C., Джемилев У.М. Спектры ЯМР *Н и 13С биологически активных соединений. XII Тараксастерол и его ацетат из надземной части Onopordum acantium L. ИХимия природ, соедин. — 2003. - № 3. С. 223-225.

2. Халилова А.З., Литвинов ИА., Губайдуллин А.Т., Шакурова Э.Р., Нуриев И.Ф., Халилов Л.М., Джемилев У.М. Выделение и кристаллическая структура тараксастерилацетата из татарника колючего Onopordum acanthium L. II Химия природ, соедин. - 2004. - № 3. С. 215-217.

3. Халилова А.З., Шакурова Э.Р., Нуриев И.Ф., Ахметова В.Р., Халилов Л.М., Джемилев У.М. Тритерпеноиды татарника колючего Onopordum acanthium L. II Раститресурсы — 2006. — № 4.

4. Ахметова В.Р., Шакурова Э.Р., Халилова А.З., Халилов Л.М. Способ получения 3/3-ацетокси-20,20-диметоксинортараксастана. // Заявка 2006113901 (положительное решение от 20.07.06).

5. Ахметова В.Р., Шакурова Э.Р., Халилова А.З., Халилов Л.М. Способ получения 3/З-ацетокси-20-оксонортараксаст-21 -ена. // Заявка 2006113904 (положительное решение от 26.06.06).

6. Ахметова В.Р., Шакурова Э.Р., Халилова А.З., Халилов Л.М. Способ получения 3/5-ацетокси-20-оксонортараксастана. // Заявка 2006113907 (положительное решение от 20.07.06).

7. Khalilova A.Z., Shakurova E.R., Nuriev I.F., Akhmetova V.R., Khalilov L.M., Dzhemilev U.M. Separation and chemical transformation of triterpenoids from Scotch thistle Onopordum acanthium L. // International Conference on Natural Products: Chemistry, Technology & Medicinal Perspectives. - Almaty-Kazakhstan. Abstracts, 2003. - P.45.

8. Халилова A.3., Шакурова Э.Р., Ахметова B.P., Халилов Л.М., Джемилев У.М. Татарник колючий Onopordum acanthium L. — источник получения три-терпеноидных спиртов и ацетатов. // Тезисы докладов IV Всероссийского научного семинара и Молодёжной научной школы "Химия и медицина". — Уфа, 2003. - С. 99.

9. Халилова А.З., Шакурова Э.Р., Нуриев И.Ф., Ахметова В.Р., Халилов Л.М., Качала В.В., Шашков A.C., Джемилев У.М. Тритерпеноиды из татарника колючего Onopordum acanthium L.: выделение и идентификация. // Тезисы докладов XVII Менделеевского съезда по общей и прикладной химии. - Казань — 2003.-С.312.

10. Халилова А.З., Шакурова Э.Р., Нуриев И.Ф., Ахметова В.Р., Халилов Л.М., Джемилев У.М. Татарник колючий Onopordum acanthium L. как перспективный источник тритерпеноидов. Выделение и их химические модификации. // Тезисы докладов Международной научной конференции "Генетические ресурсы лекарственных и ароматических соединений". ВИЛАР, 12-14 июля 2004 г. -С. 55.

11. Шакурова Э.Р. Татарник колючий (Onopordum acanthium L.) — перспективный источник биологически активных соединений. // Тезисы докладов III

конкурса научных работ молодых учёных и аспирантов УНЦ РАН и АН РБ. Уфа,2005 г.-С.42-44.

12. Халилова А.З., Шакурова Э.Р., Нуриев И.Ф., Ахметова В.Р., Халилов Л.М., Джемилев У.М. Урсановые тритерпеноиды в различных органах татарника колючего Onopordum acanîhium L. // Материалы II Всероссийской конференции «Новые достижения в химии и химической технологии растительного сырья». Барнаул, 21-22 апреля 2005 г. - С. 294-296.

13. Ахметова В.Р., Шакурова Э.Р., Халилова А.З., Халилов Л.М. Эффективная оксофункционализация с помощью озона тараксастерилацетата из Onopordum acanîhium L. // Тезисы докладов Первой Всероссийской конференции "Озон и другие экологически чистые окислители. Наука и технологии ". Москва, 2005 г. - С. 225.

14. Халилова А.З., Шакурова Э.Р., Ахметова В.Р., Халилов Л.М., Джемилев У.М. Экстракция тритерпеноидов из татарника колючего Onopordum acanthium L. // Тезисы докладов III Международной конференции «Экстракция органических соединений». Воронеж, 17-21 октября 2005 г. - С. 185.

Автор выражает благодарность д.хм., проф. Халилову Леонарду Мухибовичу за активное участие в обсуждении спектральных данных и определении структур новых соединений.

Соискатель:

Шакурова Эльвира Рифовна

ПЕНТАЦИКЛИЧЕСКИЕ ТРИТЕРПЕНОИДЫ отРОЯВЦМ АСАИТШиМЬ. И ИХ СИНТЕТИЧЕСКИЕ ТРАНСФОРМАЦИИ

02.00.03 - Органическая химия

АВТОРЕФЕРАТ диссертации на соискание ученой степени кандидата химических наук

Лицензия № 0177 от 10.06.96 г. Подписано в печать 27.09.2006 г. Бумага офсетная. Отпечатано па ризографе. Формат 60x84 Ч\6. Усл.-печ. л. 1,68. Уч.-изд. л. 1,98. Тираж 120 экз. Заказ № 383.

450000, г. Уфа, ул. Ленина, 3, ГОУ ВПО «Башгосмедуниверситет РОСЗДРАВА»

Введение

Глава 1. Литературный обзор. Природные тритерпеноиды: структура, биосинтез и химические модификации 7 1.1. Структурные типы тритерпеноидов

1.1.1. Тритерпены, выделенные из морских организмов

1.1.2. Растительные тритерпеноиды

1.1.3. Био- и геогопаноиды 18 * 1.2. Биосинтез тритерпеноидов

1.3. Биологическая активность тритерпеноидов

1.3.1. Противоопухолевая активность тритерпеноидов

1.3.2. Антифлогистическая и антибактериальная активность

1.3.3. Противовирусные, противоязвенные и другие свойства тритерпеноидов

1.4. Химические модификации тритерпеноидов 29 1.4.1. Синтетические трансформации гидрокси - тритерпенов 1.4.2. Окислительные трансформации тритерпеноидов 32 1.4.3. Синтез пентациклических тритерпенов и их А-нор производных

Глава 2. Обсуждение результатов

2.1. Выделение пентациклических тритерпеноидов из растения татарника колючего ОпороМит асаШкшт Ь.

2.2. Идентификация выделенных тритерпеноидов с помощью ЯМР и 13С высокого разрешения

2.3. Рентгеноструктурное исследование тараксастерилацетата

2.4. Вероятный маршрут биосинтеза выделенных тритерпеноидов в растении ОпороМит асаШМит Ь.

2.5. Синтетические трансформации тараксастерола и его ацетата 58 2.5.1. Синтетические трансформации тараксастерола

2.5.2. Синтез и селективные превращения 20-оксопроизводных 30-нортараксастери л ацетата

2.6. Противовоспалительная активность тараксастерола и его ацил-производных

Глава 3. Экспериментальная часть

3.1. Выделение и идентификация тритерпеноидов из татарника колючего Опорогйит асапШит Ь.

3.2. Рентгеноструктурное и рентгенофазовое исследование кристал- 74 лов тараксастерилацетата

3.3. Синтетические трансформации тараксастерола

3.4. Синтез 20-оксопроизводных 30-нортараксастерилацетата

3.5. Окисление 3/?-ацетоки-30-нортараксастан-20-она по Байеру-Виллигеру системой 8е02-Н202 и т-СРВА 87 Выводы 89 Литература 91 Приложение

Неослабевающий интерес к лекарственным препаратам природного происхождения стимулирует поиск растений богатых физиологически активными метаболитами.

На территории России, в том числе в республике Башкортостан, произрастает множество видов лекарственных растений, используемых в народной медицине. Так, кардиотонические, противоопухолевые и противовоспалительные свойства татарника колючего Onopordum acanthium L., издавна применяемого как эффективное лекарственное средство, позволяют сделать предположение о высоком потенциале биосинтеза соединений, ответственных за терапевтический эффект. Недавно фармацевтическая компания Auravita (Англия) представила новый гомеопатический препарат на основе экстракта татарника колючего "Onopordon Comp В Drops," регулирующий деятельность сердечно-сосудистой системы.

Ранее в составе метаболитов надземной части Onopordum acanthium L. обнаружены пентациклические тритерпеновые спирты ряда лупана и олеана-на и сесквитерпеновые лактоны (арктиопикрин и онопордопикрин), что позволяет рассматривать Onopordum acanthium L. как перспективный возобновляемый источник биологически активных терпенов. Между тем, до настоящего времени, полный состав тритерпеноидов растения Onopordum acanthium L. малоизучен.

Согласно имеющимся в литературе сведениям, пентациклические три-терпеноиды и их синтетические аналоги успешно применяются в составе антибактериальных и анти-ВИЧ препаратов. В этой связи, изучение тритерпе-нового состава корневой и надземной частей татарника колючего Onopordum acanthium L., выделение и идентификация тритерпеноидов, а также синтез фармакологически значимых аналогов на их основе представляется важной и актуальной задачей.

Целью работы является изучение тритерпенового состава надземной части растения Onopordum acanthium L., выделение, установление структуры и проведение синтетических трансформаций полученных тритерпеноидов, а также исследование противовоспалительной активности синтезированных соединений.

В результате проведённых исследований из ОпороМит асапМит Ь. впервые выделены пентациклические тритерпеноиды тараксастанового ряда - тараксастерол и тараксастерилацетат с выходами 1% и 2.8% соответственно. Установлено, что наибольшее содержание тараксастерола находится в вегетативных частях растения, а его ацетата - в генеративных. Разработан эффективный способ выделения тараксастерилацетата с применением колоночной хроматографии (КХ) на силикагеле, импрегнированном А§Ж)3.

Впервые выполнено рентгеноструктурное исследование тараксастерилацетата, для которого выявлен полиморфизм кристаллов. Одно- и двумерным

1 13 экспериментами ЯМР Ни С проведено полное отнесение стереохимически важных сигналов тараксастерилацетата.

Исследованы некоторые трансформации тараксастерола, а именно, осуществлены окисление тараксастерола с помощью пиридинийхлорхромата (РСС) в 3-оксо-20(30)-тараксастен и оксимирование последнего в Е- и 2-изомерные оксимы (2:1). Показано, что перегруппировка Бекмана полученных изомерных кетоксимов реализуется по механизму второго рода с образованием смеси стереоизомеров (1:2) 3,4-секо-5(5//?)-нитрилов.

Ацилированием тараксастерола получены новые 3/?-бензоилокси- и 3/?-трифторацетокси-20(30)-тараксастены.

При озонолизе тараксастерилацетата в хлороформе происходит дегидрирование по С(21)-С(22) углеродным атомам в кольце Е, приводящее к 3/?-ацетокси-30-нортараксаст-21 (22)-ен-20-ону. Озонолиз тараксастерилацетата в присутствии метанола (СНС13-МеОН, 80:1) приводит к образованию 20,20-диметокси-30-нортараксаст-3/?-ил ацетата. Селективный синтез 20-гидрокси-и 20-оксо-30-нортараксастерилацетатов осуществлён озонированием хлороформного экстракта цветоложа цветков Опорогйит асапМит Ь., содержащего наряду с сопутствующими компонентами тараксастерилацетат, с последующим восстановлением продуктов озонолиза 1лА1Н4, Ме28 соответственно.

Оксимирование 3/?-ацетокси-30-нортараксаст-20-она протекает с низкой конверсией (-15%). Перегруппировка Бекмана для 20-кетоксима не реализуется, вероятно, вследствие стерических препятствий (конформация кольца Е - скрученная ванна). Окисление 3/?-ацетокси-30-нортараксаст-20-она по Байеру-Виллигеру приводит к соответствующему 20,19-(£)-лактону с выходами -20% под действием т-хлорпербензойной кислоты (т-СРВА) и 65% под действием 8е02-Н202.

Выявлена противовоспалительная активность 3/?-гидрокси-20(30)-тараксастена и его ацилатов (на модели формалинового отёка задней лапы крыс), сравнимая по фармакологической эффективности с преднизолоном. Антифлогистическая активность ацилатов достоверно больше на 5-10%, чем у 3/?-гидрокси-20(30)-тараксастена.

Литературный обзор посвящён разнообразию тритерпеноидов природного происхождения, их биологической активности и химическим трансформациям полициклических тритерпенов.

Работа выполнялась как плановая в Институте нефтехимии и катализа РАН по теме «Природные и синтетические гетероатомные соединения - выделение, синтез и свойства» регистрационный номер 01.200.204388 (20032005) при поддержке Российского фонда фундаментальных исследований (грант № 02-03-97901).

Автор выражает искреннюю признательность Л.М. Халилову, С.А. Башкатову, И.А. Литвинову, Т.И. Парфёновой и Р.Ш. Суфияровой, принимавших участие при выполнении отдельных разделов данной работы. Особая благодарность за активное участие при выполнении данной работы - В.Р. Ахметовой и А.З. Халиловой.

ВЫВОДЫ

1. Впервые из надземной части растения Опорогс1ит асапШит Ь. выделены и идентифицированы тараксасаст-20(30)ен-3/?-ол и тараксасаст-20(30)ен-3/?-ил ацетат наряду с ранее выделенными тритерпеноидами - а-амирин, /5-амирин, лупеол и их ацетаты. Найдено, что в наибольшем количестве тараксастерол находится в листьях, а тараксастерилацетат - в цветоложе цветка Опорогйит асапШит Ь.

2. Разработан эффективный метод выделения тараксастерола и его ацетата с выходами соответственно 1% и 1.5% (в расчёте на воздушно-сухое сырьё). При хроматографировании хлороформного экстракта цветоложа цветков татарника колючего на 8Ю2, импрегнированном А§>Ю3, выход таракса-стерилацетата возрастает до 2.8%.

3. Осуществлён рентгеноструктурный анализ монокристалла таракса-стерилацетата. Установлено, что циклогексановые кольца А, В, С, Б имеют конформацию кресла, а кольцо Е-скрученной ванны с метилиденовой ж-связью. Все пять колец в молекуле тараксастерилацетата находятся в транс-сочленении.

4. Окислением тараксастерола с помощью пиридинийхлорхромата получен тараксаст-20(30)~ен-3-он, для которого найдено, что реакция с гидро-ксиламином в пиридине приводит к смеси (2:1) Е- и 2-кетоксимов с выходом 89%. Установлено, что смесь изомерных кетоксимов в реакции Бекмана протекает по механизму второго рода, превращаясь в смесь стереоизомеров (2:1) 3,4-секо-5(7?/5')-нитрилов с выходом 84%.

5. Разработан селективный метод озонолиза тараксастерилацетата в 20-оксопроизводные. Показано, что 3/?-ацетокси-20,20-диметокси-30-нортараксастан селективно образуется озонолизом в системе СНС1з-МеОН, 3/?-ацетокси-30-нортараксаст-21(22)-ен-20-он в СНС13, а 3/?-ацетокси-30~ нортараксастан-20-он получен озонолизом хлороформного экстракта соцветий Опорогс1ит асапШит Ь, содержащего наряду с тараксастерилацетатом сопутствующие вещества.

6. Установлено, что окисление 3/?-ацетокси-30-нортараксастан-20-она по реакции Байера-Виллигера с помощью реагента 8е02-Н202 протекает ре-гиоселективно с сохранением ¿'-конфигурации С(19) атома с образованием 20,19 (е)-лактона нортараксастерилацетата с выходом 65%. В то же время ок-симирование 20-оксонорпроизводного в отличие от тараксасаст-20(30)-ен-3-она протекает с низкой конверсией.

7. Обнаружено наличие антифлогистической активности у 3/?-гидрокси-20(30)-тараксастена и синтезированных ацилатов ~ 3/5-ацетокси-, 3/?-бензоилокси- и 3/?-трифторацетокси-20(30)-тараксастенов, сопоставимой с эффективностью препарата сравнения "преднизолон". Противовоспалительная активность ацилатов достоверно больше на 5-10%, чем у 3/?-гидрокси-20(30)-тараксастена.

1. Mahato S.B., Sen S. Advances in triterpenoid research. 1990-1994. // Phytochemistry.-1997.-44.-№. 7.-P. 1185-1236.

2. Waples D.W., Machihara T. Application of sterane and triterpen biomarkers in petroleum exploration. II Bull. Can. Petrol. Geo/ogy.-1990.-38.-№ 3. -P. 357-380.

3. Гудвин Т., Мерсер Э. Введение в биохимию растений. М.: Мир,-1986.-624 с.

4. Ourisson G. The evolution of terpenes to sterols. // Pure Appl. Chem.-1989.-61.-№3.-P. 345-348.

5. Akihisa Т., Kimura Y., Koike K., Shibata Т., Yoshida Z. Isohelianol: a 3,4-5есо4п1егрепе alcohol from sasanqua oil. II J. Nat. Prod- 1998.-61.-P. 409412.

6. Rogers C.B. Pentacyclic triterpenoid rhamnosides from Combretum imberbe leaves. //Phytochemistry A9U.-21 .-ЖХ^.-V. 3217-3220.

7. Carvalho M.G., Velandia J.R., Oliveira L.F., Bezerra F.B. Triterpenos isolados de Eschweilera longipes miers (Lecythidaceae). // Quim. Nova-1998.-21.-№ 6.-P. 450-457.

8. Lai G-F., Wang Y-F., Lu C-H, Cao Y-X., Xu Y-L., Luo S-D. Three novel triterpenoids from the aerial part of Helwingia chinensis. II Helv. Chim. Acta.-2003.-86.-№6.-P. 2136-2140.

9. Племенков В.В. Введение в химию природных соединений. Казань,-2001.-587 с.

10. Зорина А.Д., Фокина Г.А., Шаварда А.Л., Батюк A.M. Тритерпеноиды родов сем. Lamiaceae флоры России: обзор разнообразия; состав у Dracocephalum multicolor Кот. // Раст. ресурсы-2002.-3.-С. 60-64.

11. Yahara S., Ding N., Nohara Т., Masuda К., Ageta H. Taraxastane glycosides from Eclipta alba. II Phytochemistry.-1997.-44.'-№. l.-P. 131-135.

12. Petrovic S.D, Gorinovic M.S., Wray V, Merfort I. A taraxasterol derivative and phenolic compounds from Hieracium gymnocephalum. II Phytochemistry.-1999.-50.-P. 293-296.

13. Budzikiewicz H, Wilson J.M, Djerassi C. Mass spectrometry in structural and stereochemical problems. XXXII. Pentacyclic triterpenes. // J. Am. Chem. 6bc.-1963.-85.-P. 3688-3699.

14. Rudi A, Kashman Y, Benayahu Y, Schleyer M. Durbinal A, B and C: three new cytotoxic sponge metabolites. // Tetrahedron Lett-1995.-36.-P. 48534856.

15. Cimino G, Crispino A, Mattia C.A, Mazzarella L, Puliti R, Trivellone E, Uriz. M.J. A new triterpenoid skeleton from the mediterranean sponge Raspaciona aculeata: structure of raspacionin. // Tetrahedron Lett.-1990.-31.-P. 6565-6568.

16. Shmueli U, Carmely S, Groweiss A, Kashman Y. Sipholenol and sipholenone, two new triterpenes from the marine sponge Siphonochalina siphonella (levi). // Tetrahedron £ei/.-1981.-22.-P. 709-712.

17. Carmely S, Kashman Y. The sipholanes: a novel group of triterpenes from the marine sponge Siphonochalina siphonella. II J. Org. Chem.-1983.-48.-№ 20.-P. 3517-3525.

18. Carmely S, Loya Y, Kashman Y. Siphonellinol, a new triterpene from the marine sponge Siphonochalina siphonella II Tetrahedron Lett-1983.-24.-№ 24.-P. 3673-3676.

19. De Guzman F.S, Schmitz F.J. Naurol A and B, novel triterpene alcohols from a Pacific spong ell J. Org. C7zem.-1991.-56.-№ l.-P. 55-58.

20. Albizati K.F, Pawlik J.R, Faulkner D.J. Limatulone, a potent defensive metabolite of the intertidal limlet Collisella limatula. II J. Org. C/?em.-1985.-50.-№ 18.-P. 3428-3430.

21. Tsuda M, Ishibashi M, Agemi K, Sasaki T, Kobayashi J. Stelliferins A-F, new antineoplastic isomalabaricane triterpenes from the okinawan marine sponge Jaspis stelliferall Tetrahedron.-1991.-47.-№ 12/13.-P. 2181-2194.

22. MaCabe T., Clardy J., Minale L, Pizza C., Zollo F., Riccio R. A triterpenoid pigment with the isomalabaricane skeleton from the marine sponge stelletta sp. // Tetrahedron Zeii.-1982.-23.-P. 3307-3310.

23. Rudi A, Stein Z., Goldberg I., Yosief T., Kashman Y, Schleyer M. Yardenone and abudinol two new triterpenes from the marine sponge Ptilocaulis spiculifer. // Tetrahedron Lett.-199%.-39.-P. 1445-1448.

24. Rudi A., Kashman Y., Benayahu Y., Schleyer M. Sodwanones A-F, new triterpenoids from the marine sponge Axinella weltneri. II J. Nat. Prod.-1994.-57.-№ 10.-P. 1416-1423.

25. Carmely S, Kashman Y. Neviotine-A, a new triterpene from the Red sea sponge Siphonochalina siphonella. II J. Org. Chem-1986.-51.-№ 9.-P. 784-788.

26. Barrero A.F, Alvares-Manzaneda R.E.J., Alvares-Manzaneda R.R.A. Achilleol A: a new monocyclic triterpene skeleton from Achillea odorata L. // Tetrahedron Lett.-1989.--30.-№ 25.-P. 3351-3352.

27. Barrero A.F, Alvares-Manzaneda R.E.J, Alvares-Manzaneda R.R.A. Achilleol B: a new tricyclic triterpene skeleton from Achillea odorata L. // Tetrahedron.-1990.-46.24.-P. 8161-8168.

28. Chen G-F., Li Z-L, Chen K, Tang C-M, He X, Pan D-J, McPhail D.R, McPhail A.T, Lee K-H. Structure and stereochemistry of pseudolarolide-H, a novel peroxy triterpene dilactone from Pseudolarix kaempferi II Tetrahedron Lett.-1990.-31.-№ 24.-P. 3413-3416.

29. Ferreira M.J.U, Lobo A.M., O'Mahoney C.A, Williams D.J, Wyler H. Madeiranes, a new class of pentacyclic triterpenes: Z)-friedomadeir-14-en-3/?~ol and -3-one, D:C-friedomadeir-7-en-3/j-oi and -3-one // Helv. Chim. Acta.-1991.-74.-P. 1329-1338.

30. Parvez A, Iqbal Choudhury M, Akhter F, Noorwala M, Mohammad F.V, Hasan N.M., Zamir T, Anmed V.U. Perovskone: a triterpene with a novel carbon skeleton from Perovskia abrotanoides II J. Org. Chem. 1992. 57. 43394340.

31. Itokawa H, Kishi E, Morita H, Takeya K, Iitaka Y. Eurylene, a new squalene-type triterpene from Eurycoma longifolia II Tetrahedron Lett.-1991.-32.-№ 15.-P. 1803-1804.

32. Itokawa H, Kishi E, Morita H, Takeya K, Iitaka Y. A new squalene-type triterpene from the woods of Eurycoma longifolia. II Chem. Lett-1991.-P. 2221-2222.

33. Arai Y, Hirohara M, Ageta H. Fern constituents: three new skeletal triterpenoid hydrocarbons isolated from Polypodiodes niponica II Tetrahedron Left.-1989.-30,-P. 7209-7212.

34. Raja Rao K.V, Rao L.J.M, Prakasa Rao N.S. An A-ring contracted triterpenoid from Hyptis suaveolens. II Phytochemistry. 1990. 29. 1326-1329.

35. Roy R, Vishwakarma R.A, Verma N, Tandon J.S. Coleonolic acid, a rearranged ursane triterpenoid from Coleus forskohl II. II Tetrahedron Lett.-1990-31.-P. 3467-3470.

36. Atta-ur-Rahman, Habib N, Erfan A.S, Safdar A, Zahida I.M. Choudhary M. Novel triterpenoids from the roots of Buxus papillosa. // Tetrahedron.- 1992.-48.-P. 3577-3584.

37. Sen S, Sahu N.P, Mahato S.B. Pentacyclic triterpenoids from Mimusops elengi. 11 Phytochemistry.--1995.-38.-№ l.-P. 205-207.

38. Sahu N.P, Koike K, Jia Z, Nikaido T. Triterpenoid saponins from Mimusops elengi. II Phytochemistry A991 6.-P. 1145-1149.

39. Chakravarty A.K, DasKazuo B, Masuda K., Ageta H. Chiratenol, a novel rearranged hopane triterpenoid from Swertia chirata II Tetrahedron Lett-1990.-31.-P. 7649-7652.

40. Chakravarty A.K, Mukhopadhyay S, Masuda K, Ageta H. Kairatenol, yet another novel migrated gammacerane triterpenoid from Swertia chirata. H Tetrahedron ¿eft.-1992.-33.-P. 125-126.

41. Takizawa T, Kinoshita K, Koyama K, Takahashi K, Kondo N, Yuasa H, Kawai K.I. A new type of triterpene from Trichocereus pachanoi. II J. Nat. iW.-1993.-56.-№ 12.-P. 2183-2185.

42. Ourisson G, Albrecht P. Hopanoids. 1. Geohopanoids: the most abundant natural products on Earth. // Acc. Chem. Res-1992.-25.-P. 398-402.

43. Farrimond P, Innes H, Watson D, Talbot H, Head I. Bacterial Hopanoids as Environmental Markers. // J. Confer. Abstr.-2000.-5.-№ 2.-P. 395.

44. Ourisson G, Rohmer M. Hopanoids. 2. Biohopanoids: a novel class of bacterial lipids. II Acc. Chem. ResA992.-25.-P. 403-408.

45. Abe I, Prestwich G.D. Molecular cloning, characterization, and functional expression of rat oxidosqualene cyclase cDNA. // Proc. Natl. Acad. Sci. USAA995.-92.-V. 9274-9278.

46. Shibuya M, Zhang H, Endo A, Shishikura K, Kushiro T, Ebizuka Y. Two branches of lupeol synthase gene in the molecular evolution of plant oxidosqualene cyclases. I I Eur. J. Biochem.-1999.-266.-P. 302-307.

47. Bakht X.Q, Leggett M, Maxwell C, Melton R, Osbourn A. A gene cluster for secondary metabolism in oat: implications for the evolution of metabolic diversity in plants. IIPNAS 2004.-101.-№ 21.-P. 8233-8238.

48. Morita M, Shibuya M, Kushiro T, Masuda K, Ebizuka Y. Molecular cloning and functional expression of triterpene synthases from pea {Pisum sativum) II Eur. J.of Biochem.-2000.-261.-V. 3453-3460.

49. Seo S, Tomita Y, Tori K. Biosynthesis of olenene- and ursene- type1.О ' 1 оtriterpenes from 4- C. mevalonolactone and [1,2- C2] acetate in tissue cultures of Isodon japonicus Нага II J. Am. Chem. Soc.-1981.-103.-P. 2075-2080.

50. Ourisson G, Rohmer M, Poralla K. Prokaryotic hopanoids and other polyterpenoid sterol suirogates. II Ann. Rev. Microbiol.-l9S7.-41-?. 301-303.

51. Блох К. Рецепторы клеточных мембран для лекарств и гормонов. Ред. Р.Шрауб, Л.Болис. М. «Медицина»,-1983,-сс.10-18.

52. Rohmer М, Bouvier Р, Ourisson G. Non-specific lanosterol and hopanoid biosynthesis by a cell-free system from the bacterium Methylococcus capsulatus. II Eur. J. of Biochem.-1980.-112.-P. 557-560.

53. Bouvier P, Berger Y, Rohmer M, Ourisson G. Non-specific biosynthesis of gammacerane derivatives by a cell-free system from the protozoon Tetrahymena pyriformis. II Eur. J. of Biochem.-1980.-112.-P. 549-556.

54. Rohmer M., Anding С., Ourisson G. Non-specific biosynthesis of hopane triterpenes by a cell-free system from Acetobacter pasteurianum. II Eur. J. of Biochem.-\m.-in.-?. 541-547.

55. Boar R.B., Couchman L.A., Jaques A.J., Perkins M.J. Isolation from Pistacia resins of a bicyclic triterpenoid representing an apparent trapped intermediate of squalene 2,3-epoxide cyclization. // J. Am. Chem. &?с.-1984.-106.-P. 2476-2477.

56. Arai Y., Hirohara M., Ageta H., Hsu H.Y. Fern constituents: two new triterpenoid alcohols with mono- and bi-cyclic skeletons, isolated from Polypodiodes formosana. H Tetrahedron LettersA992.-33.-?. 1325-1328.

57. Yamagishi Т., Zhang D.C., Chang J.J., McPhail D.R., McPhail A.T., Lee K.H. The cytotoxic principles of Hyptis capitata and the structures of the new triterpenes hyptatic acid-A and-B. // Phytochemistry.-1988.'-27.■-P. 3213-3216.

58. Siddiqui B.S., Begum S., Siddiqui S., Lichter W. Two citotoxic pentacyclic triterpenoids from Nerium oleander. // Phytochemistry-1995 .-39.-№ l.-P. 171-174.

59. Lee H.Y., Chung H.Y, Kim K.H, Lee J J, Kim K.W. Induction of differentiation in the cultured F-9 teratocarcinoma stem cells by triterpene acid. // J. Cancer Res. Clin. Oncol.- 1994.-120.-P. 513-518.

60. Nozaki H, Matsuura Y, Hirono S, Kasai R, Chang J-J, Lee K-H. Antitumor agents, 116. Cytotoxic triterpenes from Maytenus diversifolia. II J. Nat. Prod.-1990.-53.-№ 40.-P. 1039-1041.

61. Kobayashi J, Ooizumi Y. Antitumor triterpene acid from Penares // Jpn. Kokai Tokkyo Koho. Jp 01.163.196 (Chemical abstracts 1989.112 25619C).

62. Kubo I, Fukuhara K. Elabunin, a new cytotoxic triterpene from an east African medicinal plant, Elaeodendron buchananii. II J. Nat. Prod-1990.-53.-№ 4.-P. 968-971.

63. Matsunaga S, Mishino H. // Jpn. Kokai Tokkyo Koho. Jp 03.271.220 (Chemical abstracts 1991. 116 143845D).

64. Liu J.S, Tao Y. Synthesis of manwuweizic acid, an anticancer triterpenoid. // Tetrahedron.-1992.-48.-P. 6793-6798.

65. Takasaki M, Konoshima T, Tokuda H, Masuda K, Arai Y, Shiojima K, Ageta H. Anti-carcinogenic activity of Taraxacum plant. II. // Biol. Pharm. Bull.1 1999.-22.-№ 6.-P. 606-610.

66. Dai J, Zhao C, Zhang Q, Liu Z-L, Zheng R, Yang L. Taraxastane-type triterpenoids from Saussurea petrovii. II Phytochemistry-2001.-58.-P. 1107-1 111.

67. Fourie T.G, Snyckers F.O. A pentacyclic triterpene with antiinflammatory and analgesic activity from the roots of Commiphora merkeri. II J.

68. Nat. Prod.-m9.~S2.-m 5.-P. 1129-1131.

69. Kapundi M, Warin R, Delude C. // Bull. Soc. Chim. Belg.-1992.-1Q1.-?.

70. Akihisa T, Yasukawa K, Oinuma H, Kasahara Y, Yamanouchi S, Takido M, Kumaki K, Tamura T. Triterpene alcohols from the flowers of compositae and their anti-inflammatory effects. // Phytochem is try.-1996.-43.-№ 6.-P. 1255-1260.

71. Chawla A.S., Kaith B.S, Handa S.S, Kulshreshtha D.K, Srimal R.S. // FitoterapiaA99l.-60.-P. 441.

72. Delia L.R, Tubaro A, Sosa S, Becker H, Saar S, Isaac O. The role of triterpenoids in the topical anti-inflammatory activity of Calendula officinalis flowers. // Planta Mec/.-1994.-60.-№ 3.-P. 516-520.

73. Zitteri-Eglseer K, Sosa S, Jurenitsch J, Schubert-Zsilavecz M, Delia L.R, Tubaro A, Bertoldi M, Franz C. Anti-oedematous activities of the main triterpendiol esters of marigold (Calendula officinalis L.). // J. Ethnopharm.-1997 .-57.-№ 2.-P.-139-144.

74. Machocho A.K, Kiprono P.C, Grinberg S, Bittner S. Pentacyclic triterpenoids from Embelia schimperi //Phytochemistry.-2Q03.-62.-?. 573-577.

75. Li H-Y, Sun N-J, Kashiwada Y, Sun L, Snider J.V, Cosentino L.M, Lee K-H. Anti-AIDS agents, 9. Suberosol, a new C3i lanostane-typetriterpene and anti-HIV principle from Polyalthia suberosa. II J. Nat. ProJ.-1993.-56.-№ 7.-P. 1130-1133.

76. Boguslaw J. A therapeutic composition for the treatment of HIV-1 and HIV-2. //PCT/US 2004/002536 WO 2004/066954 A2

77. Kamikoori K, Miyoshi K, Kawaschima A, Ikeda A. Anticholesteremic triterpenes from Schisandraceae. // Jpn. Kokai Tokkyo Koho. JP 01.117.896 (Chemical abstracts 1989.112. 84155W)

78. Fourie T.G, Matthee E, Snyckers F.O. A pentacyclic triterpene acid, with anti-ulcer properties, from Cussonia natalensis. II Phytochemistry.-1989.-28.-P. 851-852.

79. Chen T.K, Ales D.C, Baenziger N.C, Wiemer D.F. Ant-repellent triterpenoids from Cordia alliodora. II J. Org. Chem.-1983.-48.-№ 20.-P. 35253531.

80. Ciavatta M.L, Scognamiglio G, Trivellone E, Bisigno T, Cimino G. New additional triterpenoids from the Mediterranean sponge Raspaciona aculeata. II Tetrahedron-2№2.-5%.-¥. 4943-4948.

81. Chen H-W, Hsu M-J., Chien C-T, Huang H-C. Effect of alisol B acetate, a plant triterpene, on apoptosis in vascular smooth muscle cells and lymphocytes. II Eur. J. Pharmacol.-2001.-419.-P. 127-138.

82. Es-saddy D, Simon A, Jayat-vignoles C, Chulla A.J, Delage C. MCF-7 cell cycle arrested at G1 through ursolic acid, and increased reduction of tetrazolium salts. II Anticancer Res.-1996.-16.-V. 481-486.

83. Mahato S.B, Nandy A.K, Roy G. Triterpenoids. // Phytochemistry.-1992.-31.-P. 2199-2249.

84. Imai Y, Matsumura H, Aramaki Y. Hypocholesterolemic effect of alisol A-24-monoacetate and its related compounds in rats. // Jpn. J. Pharmacol-1910-20.-P. 222-228.

85. Kubo M, Matsuda H, Tomohiro N, Yoshikawa M. Studies on Alismatis rhizoma: I. Anti-allergic effects of methanol extract and six terpene components from Alisma rhizoma (dried rhizoma of Alisma orientale). II Biol. Pharm. Bull-1997.-20.-P. 511-516.

86. Ding H-Y, Wu Y-C, Lin H-C. Phytochemical and pharmacological studies on Chinese Changzhu. II J. Chin. Chem. 6oc.-2000.-47.-P. 561-566.

87. Sen A.B, Shukla Y.N. Chemical constituents of Centipeda minima. II J. Indian Chem. &>c.-1970.-47.-№ l.-P. 96.

88. Флехтер О.Б, Медведева Н.И, Карачурина Л.Т, Балтина Л.А, Зарудий Ф.С, Галин Ф.З, Толстиков Г.А. Синтез и противовоспалительная активность новых ацилпроизводных бетулина. IIХим.-фарм. журн.-2002.-36.-№ 9.-С. 29-32.

89. Chiang Y.M, Kuo Y.H. Taraxastane-type triterpenes from the aerial roots of Ficus microcarpa. II J. Nat. Prod.-2000.-63.-P. 898-901.

90. Shah W.A, Dar M.Y, Qurishi M.A. Novel nor and seco triterpenoids from Koelpinia linearis. IIХимия природ, coed.-2004.-№ l.-C. 27-30.

91. Pai P.P., Kulkarni G.H. Oxidation of/?-amyrin and its acetate by Jones' chromic acid reagent. // Indian J. C/2em.-1977.-15B.-P. 959-960.

92. Pai P.P., Kulkarni G.H. Oxidation studies on taraxasterol, taraxasteryl acetate and taraxastenone. // Indian J. Chem- 1977.-15B.-P. 1134-1136.

93. Ogata Y., Sawaki Y. Kinetics and mechanism of the Baeyer-Villiger reaction of benzaldehydes with perbenzoic acids. // J. Am. Chem. Soc.- 1972.-94.-P. 4189-4196.

94. Pradhan B.P., Roy A., Patra A. Oxidation of triterpenoids: part XIII-oxidation of acetyl methyl betulinate with w-chloroperbenzoic acid. // Indian J. СЛет.-1992.-31В.-Р. 633-635.

95. Арыку A.H., Влад П.Ф. Синтез дриман-8а,11-диола из склареола через 8а,12-эпокси-14,15-биснорлабдан-13-он. II Химия природ, соед-2000.-№ 2.-С. 124-125.

96. Keul Н., Choi H-S., Kuczkowski R.L. Ozonolysis of enol ethers. Formation of 3-alkoxy-l,2-dioxolanes by concerted addition of a carbonyl oxide to an enol ether. // J. Org. Chem.-1985.-50.-№ 18.-P. 3365-3371.

97. Starcher P.S., Phillips В. Synthesis of lactones. // J. Am. Chem. Soc-1958.-80.-P. 4079-4082.

98. Dutta S., Ray S.C. Reaction of triterpenoids with selenium dioxide and hydrogen peroxide. // Indian J. C/zem.-1991.-30B.-P. 513-514.

99. Wahhab A., Ottosen M., Bachelor F.W. The synthesis of nor- and bisnorlupanes. // Can. J. Chem. 1991. 69. № 3. 570-577.

100. Kametani Т., Hirai Y., Shiratori Y., Fukumoto K., Satoh F. Convenient and stereoselective route to basic frameworks for synthesis of unsymmetrical pentacyclic triterpenes II J. Am. Chem. £ос.-1978.-100.-Р. 554-560.

101. Johnson W.S, Plummer M.S., Reddy S.P, Bartlett W.R. The fluorine atom as a cation-stabilizing auxiliary in biomimetic polyene cyclizations. 4. Total synthesis of dl-fi-amyrm II J. Am. Chem. Soc.-1993.-115.-P. 515-521.

102. Stork G, Uyeo S, Wakamatsu T, Grieco P, Labovitz J. The total synthesis of lupeol II J. Am. Chem. Soc.-1971.-93,-P. 4945-4947.

103. Растительные ресурсы СССР: Цветковые растения, их химический состав, использование, сем. Asteraceae. (Compositae).-СПб,'-1993.-352 с.

104. Ахмедов Р.Б. Одолень трава.-Уфа,-2001.

105. Носаль М.А. и Носаль И. М. Лекарственные растения и способы их применения в народе / Под ред. академика АН УССР В.Г Дроботько.-Киев,-1959.-298 с.

106. Брезгин Н.Н. Лекарственные растения центральной части России.-М.,-1993.-357 с.

107. Золотницкая С.Я. Лекарственные ресурсы флоры Армении в 2т.-Ереван,-1958.-325 с.

108. Drozdz В, Holub М, Samek Z, Herout V. The constitution and absolute configuration of onopordopicrine a sesquiterpenic lactone from Onopordon acanthium L. II Collect. Czech. Chem. Communs.-1958.-33.-№ 5.-P. 1730.

109. Ульченко H.T, Гигиенова Э.И, Абдулаев У.А, Умаров А.У. Неглицеридный комплекс масла семян Onopordum acanthium // Химия природ, соедин- 1979.-№5.-С. 612-615.

110. Oksiiz S, Serin S. Triterpenes of Centaurea ptosimopappoides. II Phytochemistry,-1991,-46.-P. 545-548.

111. Siddiqui B.S, Raza S.M, Begum S, Siddiqui S, Firdous S. Pentacyclic triterpenoids from Lantana camara. И Phytochemistry-1995.-38.-№ 3.-P. 681-685.

112. Li B-Z, Wang B-G, Jia Z-J. 11 Pentacyclic triterpenoids from Rubus xanthocarpus. II Phytochemistry.-1998.-49.8.-P. 2477-2481.

113. Ding H-Y, Wu Y-C, Lin H-C. Phytochemical and pharmacological studies on Chinese Changzhu. II J. Chin. Chem. &>с.-2000.-47.-№ 3.-P. 561-566.

114. Каминская A.B, Деркач А.И, Степанова Т.А, Комиссаренко Н.Ф. Химическое исследование Viburnum sargentii Koehne. // Раст. ресурсы.-1994.-№ З.-С. 60-63.

115. Халилова А.З, Шакурова Э.Р, Ахметова В.Р, Халилов JI.M, Джемилев У.М. Экстракция тритерпеноидов из татарника колючего Onopordum acanthium L. // III Международная конференция «Экстракция органических соединений». Воронеж,-17-21 октября 2005 г.-С. 185.

116. Халилова А.З, Шакурова Э.Р, Нуриев И.Ф, Ахметова В.Р, Халилов JI.M, Джемилев У.М. Тритерпеноиды Onopordum acanthium (Asteraceae). // Растит, ресурсы-2006.-№ 4.-принята в печать.

117. Rojas L.B, Grignon-Dubois М, Rezzonico В, Usubillaga А. Pentacyclic triterpenes from Sarcostemma clausum. // Chem. Nat. Сотр.-2004.-40.-№ 6.-P. 565-568.

118. Chapman L.R, Kuemmel D.F. Liquid-solid and capillary gas-liquid chromatography of internal olefin isomers. // Anal. Chem.-1965.-31 .-№ 12.-P. 1598-1600.

119. Dictionary of Organic Compounds-5th ed. 1982. New York, London, Toronto.

120. Халилова А.З, Литвинов И.А, Бескровный Д.В, Губайдуллин А.Т, Шакурова Э.Р, Нуриев И.Ф, Халилов Л.М, Джемилев У.М. Выделение и кристаллическая структура тараксастерилацетата из Onopordum acanthium L. IIХимия природ, coed.-2004.З.-С. 215-217.

121. Hamilton W.C. Significance tests on the crystallographic R factor. // Acta crystal.-\965.-l8.~№.-?. 502-510.

122. Тулегенова А.У. Полиморфизм лекарственных растений. // Казахстанский фармацевтический вестник-2002.-№ 9 (157). http://www.pharmnews.kz/Nomeral 57/ct3 .html.

123. Верма А. Рам, Кришна П. Полиморфизм и политипизм в кристаллах, пер. с англ., М, 1969; Бокий Г. Б, Кристаллохимия, 3 изд., М, 1971. А. Л. Ройтбурд.

124. Общая органическая химия/Под.ред. Д. Бартона и В.Д. Оллиса. Т. 2. Кислородсодержащие соединения./ Под.ред. Дж.Ф. Стоддарта. Пер. с англ./ Под.ред. Н.К. Кочеткова и А.И. Усова. - М.: Химия, 1982. - 856 с.

125. Ахрем А.А, Лахвич Ф.А, Хрипач В.А, Ковганко Н.В. Бекмановская перегруппировка оксима 2а,За-диацексихолест-4-ен-6-она. // ЖОрХ.-Ш5.-21.-С. 802-804.

126. Chandrasekhar S, Gopalaiah К. Beckmann rearrangement in the solid state: reacthion of oxime hydrochloides. // Tetrahedron Letters-2001.-42.-P. 81238125.

127. Гаутман 3, Грефе Ю, Ремане X. Органическая химия.-М.: Химия,-1979.-832 с.

128. Corey E.J, Lee J. Enantioselective total synthesis of oleanolic acid, erythrodiol, /?-amyrin, and other pentacyclic triterpenes from a common intermediate // J. Am. Chem. Soc.-1993.-115.-P. 8873-8874.

129. Shirane N, Hashimoto Y, Ueda К, Takenaka H, Katoh K. Ring-A cleavage of 3-oxo-olean-12-en-28-oic acid by the fungus Chaetomium longirostre. // Phytochemistry.-1996.--43.-P. 99-104.

130. Tuchinda P, Pompimon W, Reutrakul V, Pohmakotr M, Yoosook C, Kongyai N, Sophasan S, Sujarit K, Upathum S.E, Santisuk T. Cytotoxic and anti-HIV-1 constituents of Gardenia obtusifolia and their modified compounds. // Tetrahedron.-2002.-58.-P. 8073-8086.

131. Одиноков B.H, Ахунова B.P, Бакеева P.С, Галеева Р.И, Семеновский А.В, Моисеенков A.M., Толстиков Г.А. Озонолиз алкенов и изучение реакций полифункциональных соединений. // ЖОрХА911 -1Ъ.-С. 532-538.

132. Peng Н, Otterness D.M, Abraham R.T, Zalkow L.H. Cdc25A Protein phosphatase inhibitors from anomalous ozonolysis of S^-seco-S-oxo-S-cholesten-6-oic acid. // Tetrahedron.-2m.-51.-?. 1891-1896.

133. Одиноков B.H, Бакеева P.С, Ишмуратов Г.Ю, Толстиков Г.А. Дегидрирование при озонолизе производных 1,4-дигидроароматических соединений. II Изв. АН. Сер. xum.-1919.-S.-C. 1912.

134. Одиноков В.Н., Толстиков Г.А. Озонолиз-современный метод в химии олефинов// Yen. хим.- 1981.-50.-С. 1207-1264.

135. Разумовский С.Д., Заиков Г.Е. Озон и его реакции с органическими соединениями.-М.: Наука,-1974.-С. 322.

136. Krstic N.M., Lorenc L.B., Pavlovic V.D., Kalvoda J., Tinant В., Declercq J-P. An unusual ozonolysis of the A8(14)-unsaturated steroids // J. Chem. Research (S).-2002.-P. 392-394.

137. Кагарлицкий А.Д., Адекенов C.M., Куприянов A.H. Сесквитерпеновые лактоны растений Центрального Казахстана.-Алма-Ата: Наука,-1987.-С. 240.

138. Zielinska К., Kisiel W. Sesquiterpenoids from roots of Taraxacum laevigatum and Taraxacum disseminatum. II Phytochemistry.-2000.-54.-I>. 791794.

139. Starcher P.S., Phillips B. Sinthesis of lactones. // J. Am. Chem. Soc-1958.-80.-P. 4079-4082.

140. Fried J., Edwards J.A. Organic reactions in steroid chemistry.-N.-Y., etc: Litton Educational Publishing Inc.,-1972.-II.-465 p.

141. Corey E.J., Suggs W. Pyridinium chlorochromate. An efficient reagent for oxidation of primary and secondary alcohols to carbonyl compounds. // Tetrahedron Lett. -1975.-13(31). -2647-2650.

142. Altomare A., Cascarano G., Giacovazzo C., Viterbo D. E-map improvement in direct procedures. // Acta Crysl. f4J.-1991.-47.-№ 6.-P. 744-748.

143. Hamilton W. C. Significance tests on the crystallographic R factor. // Acta crystA965.-IS.-?. 502-510.

144. Straver L.H., Schierbeek A.J. Nonius B.V. MOLEN. Structure Determination System. 1. Program Description.-1994.-P. 180.

145. Spek A.L. PLATON, an integrated tool for the analysis of the results of a single crystal structure determination. II Acta Crystal. (.A).-1990.-46.l.-P. 3440.

146. Беккер Г, Бергер В, Домшке Г. Органикум.-М.: Мир,-1979.-2.-сс. 102-104.