Биокаталитические системы на основе иммобилизованных клеток гриба Rhizopus oryzae тема автореферата и диссертации по химии, 02.00.15 ВАК РФ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

ВВЕДЕНИЕ

• Глава I. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ . И

1.1. Биокатализаторы на основе иммобилизованных клеток микроорганизмов

1.1.1. Иммобилизованные клетки в биотехнологии

1.1.2. Методы иммобилизации мицелиальных грибов

1.1.3. Общая характеристика криогеля поливинилового спирта как носителя для иммобилизации клеток

1.1.4. Свойства иммобилизованных клеток

1.2. Молочная кислота

1.2.1. Практическое значение молочной кислоты и ее производных ф 1.2.2. Химические методы получения молочной кислоты

1.2.3. Микробиологические способы получение молочной кислоты

1.2.3.1. Бактериальные продуценты молочной кислоты

• 1.2.3.2. Мицелиальные грибы - продуценты молочной кислоты

1.2.3.3. Биокатализаторы на основе иммобилизованных грибов продуцентов молочной кислоты

1.3. Липолитические ферменты

1.3.1. Общая характеристика липолитических ферментов

1.3.2. Влияние различных факторов на биосинтез липаз мицелиальных грибов

1.3.3. Иммобилизованные грибные продуценты липолитических ферментов ф 1.3.4. Проблемы очистки сточных вод, содержащих вещества липидной природы

Глава И. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

2.1. Материалы

2.1.1. Химические реактивы

2.1.2. Микроорганизмы

2.2. Методы

2.2.1. Хранение культур грибов

2.2.2. Выращивание и хранение культур бактерий

2.2.3. Иммобилизация спорового материала и биомассы бактерий ф в криогель ПВС

2.2.4. Сбраживание глюкозосодержащей среды свободными и иммобилизованными клетками бактерий в периодическом реакторе

2.2.5. Культивирование клеток гриба R. oryzae в процессах получения молочной кислоты

2.2.6. Определение амилазной активности

2.2.7. Определение концентрации глюкозы

2.2.8. Определение динамической вязкости растворов по методу Оствальда

2.2.9. Определение концентрации молочной кислоты

2.2.10. Определение концентрации крахмала

2.2.11. Определение сухого веса биомассы

2.2.12. Определение концентрации внутриклеточного АТР биолюминисцентным методом

2.2.13. Культивирование клеток гриба i?. oryzae в процессах биосинтеза внеклеточных липолитических ферментов

2.2.14. Определение активности липазы модифицированным методом Олфорда и Пирса

2.2.15. Определение ХПК

2.2.16. Хроматографическое разделение комплекса липолитических ферментов, секретируемых свободными и иммобилизованными клетками гриба R. oryzae

2.2.17. Электронная и световая микроскопия образцов гранул

2.2.18. Электрофоретический анализ белков

2.2.19. Исследование реологических характеристик гранул, полученных на основе криогеля поливинилового спирта

2.2.20. Определение кинетических параметров процессов с использованием свободных и иммобилизованных клеток

Глава III. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

3.1. Биокатализатор для получения молочной кислоты: условия формирования и свойства

3.1.1. Скрининг культур по соотношению синтезируемых ими L- и D-изомеров молочной кислоты

3.1.2. Получение молочной кислоты при использовании свободных и иммобилизованных клеток бактерий .;.

3.1.2.1. Кинетические характеристики сбраживания глюкозы свободными бактериальными клетками

3.1.2.2. Молочнокислое брожение в реакторе периодического действия с использованием концентрированных суспензий клеток L. casei

3.1.2.3. Молочнокислое брожение в реакторе периодического действия с использованием иммобилизованных клеток бактерий L. casei

3.1.3. Получение молочной кислоты при использовании свободных и иммобилизованных клеток гриба R. oryzae

3.1.3.1. Продуцирование молочной кислоты свободными клетками R. oryzae

3.1.3.2. Получение молочной кислоты иммобилизованными клетками R. oryzae в процессе формирования биокатализатора при использовании питательных сред различного состава

3.1.3.2.1. Формирование биокатализатора при использовании питательной среды с глюкозой

3.1.3.2.2. Формирование биокатализатора при использовании крахмалосодержащей питательной среды

3.1.3.2.3. Сравнительный анализ процессов формирования биокатализатора на основе иммобилизованных в криогель ПВС клеток гриба R. oryzae, выбор оптимальных условий

3.1.3.3. Получение молочной кислоты при использовании биокатализатора на основе иммобилизованных клеток гриба R. oryzae

3.1.3.3.1. Получение молочной кислоты в периодическом процессе с использованием питательной среды, содержащей глюкозу

3.1.3.3.2. Накопление молочной кислоты в режиме периодического процесса с подпитками субстратом — глюкозой

3.1.3.3.3. Получение молочной кислоты в периодическом процессе при использовании кислотных гидролизатов крахмала

3.1.3.3.4. Получение молочной кислоты при использовании кислотных гидролизатов крахмала в периодическом процессе с подпитками субстратом

3.1.3.3.5. Получение молочной кислоты в периодическом процессе при использовании клейстеризованного крахмала

3.1.4. Анализ параметров процесса получения молочной кислоты с использованием биокатализатора на основе иммобилизованных клеток гриба R. oryzae

3.2. Биокатализатор на основе иммобилизованных клеток гриба R. oryzae, секретирующих липолитические ферменты

3.2.1. Скрининг продуцентов липаз среди штаммов гриба Rhizopus oryzae для разработки биокатализатора на основе иммобилизованных клеток

3.2.2. Влияние состава питательной среды на формирование свободного и иммобилизованного мицелия, секретирующего липазы

3.2.3. Влияние различных факторов на результаты многократного использования иммобилизованных клеток гриба R. oryzae, продуцирующих липазы

3.2.3.1. Влияние состава среды на липолитическую активность внеклеточных ферментов, секретируемых иммобилизованными клетками гриба

3.2.3.2. Характеристики биокатализатора на основе клеток гриба иммобилизованных в криогеле ПВС R. oryzae, осуществляющих биосинтез внеклеточных липолитических ферментов

3.2.4. Анализ комплексов липолитических ферментов, секретируемых свободными и иммобилизованными клетками гриба R. oryzae

3.2.5. Исследование возможности использования биокатализатора на основе иммобилизованных клеток гриба R. oryzae для очистки сточных вод, содержащих вещества липидной природы

В настоящее время при использовании биокаталитических систем на основе микроорганизмов эффективно решаются задачи, связанные с экологически безопасным получением различных веществ и утилизацией сложных по составу отходов ряда производств. Для решения проблем, связанных с сокращением длительности таких процессов и увеличением их эффективности, необходима разработка новых биокаталитических систем при использовании перспективных продуцентов и альтернативных подходов, например, иммобилизации клеток.

Иммобилизация микроорганизмов при создании биокатализаторов (БК) благодаря повышению резистентности клеток к воздействию различных факторов часто обеспечивает увеличение периода полуинактивации БК, при этом становятся возможными многократное использование биомассы и сокращение ряда технологических операций, связанных с необходимостью отделения биомассы клеток от культуральной жидкости.

Криогель поливинилового спирта (ПВС) обладает макропористой структурой, а также высокими прочностными и массообменными характеристиками, химически стабилен, пригоден для реутилизации, и поэтому его использование целесообразно при создании новых высокоэффективных БК на основе иммобилизованных клеток.

Известно, что особенности физиологии микроскопических грибов свидетельствуют о положительном эффекте присутствия иммобилизующей матрицы на формирование мицелия. Для получения БК на основе грибных продуцентов возможно использование спорового материала, при этом негативное влияние самой иммобилизации на клетки минимально что, несомненно, является привлекательным с точки зрения получения эффективных биокаталитических систем. Для формирования готового БК гранулы с иммобилизованными спорами проводят через стадию культивирования с целью получения иммобилизованного активного мицелия.

Исследование влияния иммобилизации на характеристики иммобилизованных в криогель ПВС клеток мицелиальных грибов представляет большой научный интерес, так как ранее систематические исследования в этом направлении не проводились. К тому же, мицелиальные грибы являются перспективными продуцентами ряда метаболитов, не требуют сложных питательных сред для культивирования, проявляют повышенную устойчивость к негативному влиянию различных факторов (низкие значения рН, высокие концентрации метаболитов и др.) и поэтому являются интереснейшим объектом исследования при разработке биокаталитических систем, в том числе для получения молочной кислоты (МК) и внеклеточных липолитических ферментов. Так при использовании грибов рода Rhizopus возможно получение оптически чистой МК (97-99% L-формы). Мицелиальные грибы способны секретировать комплексы липолитических ферментов с широкой субстратной специфичностью.

В настоящее время мировая потребность в МК составляет около 400 тыс. т/год. Известно, что спрос на МК ежегодно растет в связи с расширением областей применения этого продукта в различных областях (в консервной, мясоперерабатывающей, рыбной, молокоперерабатывающей, масложировой и других отраслях пищевой промышленности, а также в текстильной, кожевенной, парфюмерно-косметической промышленности). Биодеградируемые (разлагаемые микроорганизмами) полимеры на основе солей полимолочной кислоты представляют собой многообещающую альтернативу традиционно используемым упаковочным материалам (к 2008 г. планируется производить до 140 тыс. т подобных полимеров ежегодно). Получение относительно чистых растворов МК при низкой себестоимости позволит реализовать ее применение в качестве источника семейства новых полимеров, которые способны вытеснить многие из ныне используемых, прежде всего благодаря подверженности био- и фотодеградации, высокой прочности, термопластичности, совместимости с природной средой и возможности их выработки из возобновляемого сырья.

Отрасли отечественной промышленности испытывают дефицит в МК, 80% этого продукта в Россию импортируется. В настоящее время на практике для биосинтеза МК используют только клетки бактерий. Для интенсификации существующего производства необходим переход к новым продуцентам, видам сырья и процессам с существенно сниженной экологической нагрузкой. В связи с этим, актуальной представляется разработка новых эффективных подходов к процессу получения МК, в частности, создание и использование биокаталитических систем на основе иммобилизованных клеток мицелиальных грибов.

Липолитические ферменты, как и МК, востребованы на современном рынке, в частности, в пищевой, легкой и кожевенной промышленности, в медицине, в сельском и коммунальном хозяйстве. Ежегодно в мире производится и реализуется около 1 тыс. т коммерческих препаратов липаз. Растущий в последние годы интерес исследователей к липолитическим ферментам с разной субстратной специфичностью делает актуальной разработку новых биокаталитических систем на основе иммобилизованных грибных продуцентов внеклеточных ферментов, катализирующих конверсию сложных по составу липидосодержащих субстратов. Очевидно, что подобные системы могут оказаться эффективными при очистке жиросодержащих сточных вод различных производств.

Таким образом, разработка и исследование кинетических характеристик БК на основе иммобилизованных в криогель ПВС клеток грибов являются актуальными, так как направлены на то, чтобы заполнить ниши фундаментальных знаний о свойствах иммобилизованных клеток, а также спрогнозировать условия наиболее эффективного режима получения такого рода систем и проведения различных биокаталитических процессов с их участием.

выводы

1. При использовании микроорганизмов, отобранных в результате скрининга штаммов-продуцентов L(+)-MK, разработан способ получения БК на основе клеток, иммобилизованных в криогель ПВС, для получения МК. Способ получения БК на основе клеток мицелиального гриба R. oryzae состоит из двух стадий: 1) смешивание спорового материала с раствором полимера и иммобилизация спор включением в криогель ПВС; 2) формирование готового БК, представляющего собой метаболически активный мицелий, иммобилизованный в криогеле ПВС. Новизна способа подтверждена Патентом РФ.

2. Показана возможность формирования БК для получения МК с помощью иммобилизованных клеток гриба при использовании питательных сред различного состава. Установлено, что оптимальной для формирования БК является среда, содержащая глюкозу (120 г/л) и дрожжевой экстракт (10 г/л). Время формирования БК составляет 60 ч, а активность БК в конце формирования - 35 г МК/ч*кг БК.

3. Установлено, что БК на основе иммобилизованных клеток гриба обеспечивает 94%-ный выход L(+)-MK. При оптимальном режиме функционирования БК имеет продуктивность 60 г МК/ч*кг БК, обладает высокой механической прочностью, может длительно храниться (до 60 сут.), характеризуется резистентностью к присутствию высоких концентраций накапливающегося в среде продукта (Kjp = 77 г/л). Показана возможность конверсии различных субстратов (глюкозы, глюкозосодержащих кислотных гидролизатов крахмала, клейстеризованного крахмала) в МК с помощью разработанного БК.

4. Установлено, что при варьировании условий проведения периодического процесса с использованием разработанного БК на основе иммобилизованных клеток гриба R. oryzae, возможно накопление в среде культивирования сверхвысоких концентраций МК (до 184 г/л).

5. Разработан способ получения БК на основе иммобилизованных в криогель ПВС клеток гриба R. oryzae - продуцента внеклеточных липолитических ферментов. Показана возможность формирования БК при использовании питательных сред различного состава. Установлено, что оптимальной для формирования БК является среда, содержащая маргарин (20 г/л), твин 20 (10 г/л) и лецитин (10 г/л).

6. Показана возможность длительной эксплуатации БК на основе иммобилизованных клеток грибов, секретирующих липолитические ферменты, в периодическом режиме при варьировании состава питательной среды. Показана воспроизводимость БК с постоянными характеристиками.

7. Выявлены различия в составе комплексов липолитических ферментов, секретируемых свободными и иммобилизованными клетками гриба R. oryzae. Показано, что иммобилизация вызывает увеличение числа синтезируемых грибом белков или изоформ одних и тех же белков, увеличение активности и уровня секреции отдельных липаз.

8. На примере модельных жиросодержащих стоков пищевой промышленности показана возможность использования БК на основе иммобилизованных клеток гриба R. oryzae для биологической очистки сточных вод, исходно содержащих до 21 г/л жиров. Показано, что в результате обработки стоков в течение 24 ч ХПК сточных вод снижается на 60-75%, а концентрация жира - на 92-98%.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Обсуждая научную новизну проделанной работы, можно отметить следующие основные результаты:

- Разработаны новые БК на основе клеток гриба R. oryzae, иммобилизованных в криогель ПВС, для получения МК и внеклеточных липолитических ферментов, характеризующиеся повышенной стабильностью при эксплуатации и хранении. Впервые показано, что сочетание в составе БК таких компонентов, как криогель ПВС и мицелиальный гриб R. oryzae, обеспечивает эффективность процесса биокатализа: стабильную секрецию липаз и максимальные скорость накопления, выход и конечную концентрацию МК.

- Впервые показана возможность и перспективность использования иммобилизованных в криогель ПВС спор мицелиального гриба одного и того же штамма Rhizopus oryzae в качестве исходного материала для получения многофункциональных БК, представляющих собой гранулы с метаболически активным иммобилизованным мицелием. Подобные БК могут найти применение для катализа разных биотехнологических процессов и получения различных целевых продуктов.

- Исследованы свойства и проведен сравнительный анализ свободных и иммобилизованных в криогель ПВС клеток гриба R. oryzae. Определены кинетические параметры и оптимальные условия процессов формирования БК на основе иммобилизованных клеток гриба.

- Показана возможность направленного влияния на характеристики процесса получения МК с целью увеличения выхода продукта и скорости его накопления или повышения концентрации накапливающегося продукта в среде при использовании альтернативных субстратов и разработанного БК.

- Выявлены различия в составе комплексов липолитических ферментов, секретируемых свободными и иммобилизованными клетками гриба.

Основная практическая значимость результатов, полученных в работе, заключается в том, что:

- Разработанный БК для получения МК перспективен с точки зрения эффективной замены в биотехнологическом процессе традиционно используемых для этих целей суспендированных клеток бактерий.

- Длительное использование метаболически активной иммобилизованной биомассы гриба: - способствует усовершенствованию существующего биотехнологического процесса с технологической, экологической и экономической точки зрения; обеспечивает увеличение концентрации (до 200%) и доли L-изомера МК (до 50%), а также снижение себестоимости (по предварительным оценкам до 25%) конечного продукта.

- Показана возможность использования различных субстратов для получения МК с помощью разработанного БК на основе иммобилизованных клеток гриба, секретирующих амилолитические ферменты, что на практике должно позволить расширить возможности реализации самого процесса получения МК.

- На примере модельных жиросодержащих стоков предприятий пищевой промышленности показана возможность применения разработанного БК для биологической очистки сточных вод. Установлена способность иммобилизованных клеток секретировать комплекс липолитических ферментов, осуществляющих 92-98%-ный гидролиз различных жиров при их исходной концентрации в среде до 21 г/л. На практике подобная обработка сточных вод может использоваться перед их подачей на основные стадии биологической очистки с использованием активного ила, способствуя повышению эффективности такой очистки и продлению срока использования самого активного ила.

- Проанализированные каталитические характеристики БК, разработанных на основе иммобилизованных клеток гриба R. oryzae, и кинетические параметры процессов с их использованием могут найти практическое применение при разработке и реализации инновационных биотехнологических процессов.

1. Willaert R.G., Baron G.V. Immobilised living cell systems: modeling and experimental methods. //John Wiley and Sons Ltd Pbsh. 1996. 386p.

2. Wijffels R.H. Immobilized cells. // Sprinter-Verlag Pbsh. 2001. 26lp.

3. Tampion J., Tampion M.D. Immobilized cells: principles and applications. // New York: Cambridge University Press. 1987. 257p.

4. Kenichi I., Kazuhisa K.; Nobutoshi N.; Tsukasa S. New microorganism and apparatus for treating wastewater containing oil-and-fat using the microorganism // Pat. 2003000228 (JP). 2003.

5. Yayka§li K.O., Demirel G., Ya§ar A. Influence of alcohols on citric acid production by Aspergillus niger A-9 entrapped in polyacrylamide gels. // J. Food Eng. 2005. V.70. 1.4. P.518-522.

6. Cassidy M.B., Lee H., Trevors J.T. Environmental applications of immobilized microbial cells: a review. // J. Ind. Microbiol. 1996. V.16. №1-2. P.79-101.

7. Nedovik V., Willaert R. Fundamentals of cell immobilisation biotechnology. // Springer Pbsh. Ser.: Focus on biotechnology. V.8A. 2004. 550p.

8. Nedovik V., Willaert R. Applications of cell immobilisation biotechnology. // Springer Pbsh. Ser.: Focus on biotechnology. V.8B. 2005. 573p.

9. Хенце M., Армоэс П., Ля-Кур-Янсен Й., Арван Э. Очистка сточных вод. Биологические и химические процессы. // М.: Изд. Мир. 2004.241с.

10. Синицын А.П., Райнина Е.И., Лозинский В.И., Спасов С.Д. Иммобилизованные клетки микроорганизмов. // М.: Изд. МГУ. 1994.288с.

11. Junter G-A., Jouenne Т. Immobilized viable microbial cells: from the process to the proteome. or the cart before the horse. // Biotechnol. Adv. 2004. V.22.1.8. P.633-658.

12. Greval H. S., Kalra K.L. Fungul production of citric acid. // Biotechnol. Adv. 1995. V.13. №2. P.209-234.

13. Domingues F.C., Queiroz J.A., Cabral J.M.S., Fonseca L.P. The influence of culture conditions on mycelial structure and cellulase production by Trichoderma reesei Rut C-30.1 I Enzyme Microb. Tech. 2000. V.26. P.394-^01.

14. Henriksson G., Johansson G., Pettersson G. A critical review of cellobiose dehydrogenases. // J. Biotechnol. 2000. V.78. P.93-113.

15. Lozinsky V.I., Plieva F.M. Polyvinyl alcohol) cryogels employed as matrices for cell immobilization. 3. Overview of recent research and developments. Basics and Applications. // Enzyme Microb. Tech. 1998. V.23. №3-4. P.227-242.

16. Riley M.R., Muzzio F.J., Reyes S.C. Experimental and modeling studies of diffusion in immobilized-cell systems. //Appl. Biochem. Biotech. 1999. V.80.1.4. P.151-188.

17. Fujii N., Oki Т., Sakurai A., Suye S., Sakakibara M. Ethanol production from starch by immobilized Aspergillus awamori and Saccharomyces pastorianus using cellulose carriers. // J. Ind. Microbiol. Biot. 2001. V.27. P.52-57.

18. Pashova S., Slokoska L., Krumova E., Angelova M. Induction of polymethylgalacturonase biosynthesis by immobilized cells of Aspergillus niger 26. // Enzyme Microb. Tech. 1999. V.24. P.535-540.

19. Луста К.А., Горкина Н.Б., Шульга A.B., Фихте Б.А. Иммобилизация мицелиальных грибов, продуцирующих полисахаразы, в криополиакриламидном геле. // Прикл. Биох. Микробиол. 1990. Т.26. С.492-499.

20. McCabe В., Kuek С., Gordon G., Phillips М. Production of /?-glucosidase using immobilised Piromyces sp. KSX1 and Orpinomyces sp. 478P1 in repeat-batch culture. // J. Ind. Microbiol. Biot. 2003. V.30. P.205-209.

21. Beunink J., Baumgartl H., Zimelka W., Rehm H.-J. Determination of oxygen gradients in single Ca-alginate beads by means of oxygen microelectrodes. // Experimentia. 1989. V.45. №7-8. P.l041-1047.

22. El-Katatny M.H., Hetta A.M., Shaban G.M., El-Komy H.M. Improvement of cell wall degrading enzymes production by alginate encapsulated Trihoderma spp. II Food Thechnol. Biotech. 2003 V.41. №3. P.219-225.

23. Aloysius R., Karim M.I.A., Ariff A.B. The mechanism of cadmium removal from aqueus solution by nonmetabolizing free and immobilized live biomass of Rhizopus oligosporus. И World J. Microb. Biot. 1999. V.15. P.571-578.

24. Sun Y., Li Y.-L., Yang H., Bai S., Hu Z.-D. Characteristics of immobilized Rhizopus oryzae in polyurethane foam cubes. // Biotechnol. Tech. 1996. V.10. №11. P.809-814.

25. Sun Y., Li Y.-L., Bai S. Modeling of continuous L(+)-lactic acid production with immobilized Rhizopus oryzae in an air-lift bioreactor. // J. Biochem. Eng. 1999. V.3. №1. P.87-90.

26. Tay A., Yang S.-T. Production of L(+)-lactic acid from glucose and starch by immobilized cell of Rhizopus oryzae in a rotating fibrous bed bioreactor. // Biotechnol. Bioeng. 2002. V.80. №1. P. 1-12.

27. Hashimoto S., Furukawa K., Hama H. Immobilization of activated sludge and its treatment capability. // J. Japan Sewege Works Assoc. 1986. V.23. № 1. P. 16-22.

28. Ariga O., Takagi H., Nishizawa H. Immobilisation of microorganisms with PVA hardend by iterative freezing and thawing. // J. Ferment. Technol. 1987. V.65. № 6. P.651-658.

29. Guobin S., Jianmin X., Chen G., Huizhou L., Jiayong C. Biodesulfiirization using Pseudomonas delafueldii in magnetic polyvinyl alcohol beads. // Lett. Appl. Microbiol. 2005. V.40. P.30-36.

30. Лозинский В.И., Вайнерман Е.С., Рогожин С.В. Способ получения иммобилизованных клеток микроорганизмов. // А.С. СССР № 1400071. 1986.

31. Watase М., Nishinari К., Nambu М. Anomalious increase of the elastic modulus of frozen poly(vinil alcohol) gels. // Cryo-Lett. 1983. V.4. № 2. P.197-200.

32. Рогожин C.B., Лозинский В.И., Вайнерман E.C., Домотенко Л.В., Мамцис A.M., Иванова С.А., Штильман М.И., Коршак В.В. Нековалентное криоструктурирование в полимерных системах. //Докл. АН СССР. 1984. Т.278. № 1. С.129-133.

33. Lozinsky V.I., Domotenko L.V., Vainerman E.S. Study of cryostructurization of polymer systems. VII. Sructure formation under freeazing of poly(vinyl alcohol) aqueous solution. // Colloid Polym. Sci. 1986. V.264. № 1. P.19-24.

34. Yokoyama F., Masada I., Shinamura Т., Irawa Т., Monobe K. Morphology and structure of highly elastic poly(vinyl alcohol) hydrogel prepared by repeated freezing-and-melting. // Colloid Polym. Sci. 1986. V.264. № 7. P.595-601.

35. Trieu H.H., Qutubuddin S. Polyvinyl alcohol) hydrogels. 1 .Microscopic structure by freeze-etching and critical point drying techniques. // Colloid Polym. Sci. 1994. V.272. № 3. P.301-309.

36. Urushizaki F., Yamaguchi H., Nakamura K., Numajiri S. Swelling and mechanical properties of polyvinyl alcohol) hydrogels. // Int. J. Pharm. 1990. V.58. № 2. P.135-142.

37. Trieu H.H., Qutubuddin S. Polyvinyl alcohol) hydrogels. 2. Effect of processing parameters on structure and properties. // Polymer. 1995. V.36. № 13. P.2531-2538.

38. Lozinsky V.I., Zubov A.L., Titova E.F. Swelling behavior of polyvinyl alcohol) hydrogels employed as matrices for cell immobilization. // Enzyme Microb. Tech. 1996. V.18. №6. P.561-569.

39. Shubhangi G. Gholap J., Jog P., Badiger M.V. Synthesis and characterization of hydrophobically modified polyvinyl alcohol) hydrogel membrane. // Polymer. 2004. V.45. № 17. P.5863-5873.

40. Лозинский В.И. Криогели на основе природных и синтетических полимеров: получение, свойства и области применения. // Успехи химии. 2002. Т.71. № 6. С.559-585.

41. Лозинский В.И., Вакула А.В., Зубов А.Л. Применение криогелей поливинилового спирта в биотехнологии. IV. Обзор литературных данных. // Биотехнология. 1992. №4. С.5-14

42. Свириденко Ю.Я., Абдуллаева JT.B., Райнина Е.И., Ефременко Е.Н. Иммобилизованные дрожжи для сбраживания молочной сыворотки. // Пищевая промышленность. 1994. №8. С.6-7.

43. Синицын А.П., Райнина Е.И., Бачурина Г.П., Махлис Т.А., Гусаков А.В., Ефремов А.Б. Использование иммобилизованных клеток микроорганизмов для получения этанола. //

44. В сб.: Иммобилизованные клетки в биотехнологии. Пущино. 1987. С. 140-149.

45. Кевбрина М.В., Рябоконь A.M. Пушаева М.А. Образование ацетата свободными и иммобилизованными клетками термофильной гомоацетогенной бактерии Thermoanaerobacter kivui из смесей газов, содержащих СО. // Микробиология. 1996. Т.6. С.753-757.

46. Shreve G.S., Vogel T.M. Comparison of substrate utilization and growth kinetics between

47. Ф immobilized and suspended Pseudomonas cells. // Biotechnol. Bioeng. 1993. V.41. №3.1. P.370-379.

48. Rainina E.I., Efremenko E.N., Simonian A.L., Wild J., Varfolomeev S.D. The development• of a new biosensor based on recombinant E.coli for the detection of organophosphorus neurotoxins. // Biosens. Bioelectron. 1996. V.l 1. P.991-1000.

49. Kim J.-W., Rainina E.I., Efremenko E.N., Engler C.R., Wild J.R. Degradation of thiodiglycol, the hydrolysis product of sulfur mustard, with bacteria immobilized within poly(vinyl)alcohol cryogels. // Biotechnol. Lett. 1997. V.l9. P. 1067-1071.

50. Shimyo A., Kimura H., Okada H. Physiology of a-amylase production by immobilized Bacillus amylofiquefacieus. // Eur. J. Appl. Microb. Biot. 1982. V.14. № 1. P.7-12.

51. Манолов Р.Ж., Тавобилов И.М., Лозинский В.И., Вайнерман Е.С., Титова Е.Ф.,

52. Белавцева Е.М., Безбородова С.И., Рогожин С.В., Безбородов A.M. Изучение иммобилизованных клеток Aspergillus clavatus, продуцирующих рибонуклеазу. // Прикл. Биох. Микробиол. 1988. Т.24. № 4. С.514-519.

53. Junter G., Coquet L., Vilain S., Jouenne T. Immobilized-cell physiology: current data and the potentialities of proteomics. // Enzyme Microb. Tech. 2002. V.31. P.201-212.

54. Inac E., Miller J.E., DiBiasio D. Effect of oxygen supply on metabolism of immobilized and suspended Escherichia coli. II Biotechnol. Bioeng. 1996. V.51. P.697-702.

55. Parascandola P., Alteriis E. Patterns of growth and respiratory activity of Saccharomyces cerevisiae (baker's yeast) cells growing entrapped in an insolubilized gelatin gel. //

56. Biotechnol. Appl. Bioc. 1996. V.23. P.7-12.

57. Kiy Т., Tiedtke A. Effects of immobilization on growth, morphology and DNA content of the ciliated protozoon Tetrahymena thermophila. II FEMS Microbiol. Lett. 1993. V.106. PI 17-122.

58. Suzuki Т., Yamaguchi Т., Ishida M. Immobilization of Prototheca zopfil in calcium-alginate beads for the degradation of hydrocarbons. // Process Biochem. 1998. V.33. P.541-546.

59. Yamaguchi Т., Isida M., Suzuki T. An immobilized-cell system in polyurethane foam for the lipophilic micro-alga Prototheca zopfii. И Process Biochem. 1999. V.34. P. 167-171.

60. Lau. P.S., Tam N.F.Y., Wong Y.S. Effect of carrageenan immobilization on the physiological activities of Chlorella vulgaris. II Bioresource Technol. 1998. V.63. P.l 15-121.

61. Chun G., Agathos S.N. Comparative studies of physiological and environmental effects on the production of cyclosporin A in suspended and immobilized cells of Tolypocladium inflatum. //Biotechnol. Bioeng. 1991. V.37. P.256-265.

62. Doran P.M., Bailey J.E. Effects of immobilisation on growth, fermentation properties, and macromolecular composition of S. cerevisiae attached to gelatin. // Biotechnol. Bioeng. 1986. V.28. P.73-87.

63. Galazzo J.L., Bailey J.E. In vivo nuclear magnetic resonance analysis of immobilization effects on glucose metabolism of yeast Saccharomyces cerevisiae. II Biotechnol. Bioeng. 1989. V.33. P.1283-1289.

64. Taipa M.A., Cabral J.M.S. Santos H. Comparison of glucose fermentation by suspended and gel-entrapped yeast cells: an in vivo nuclear magnetic resonance study. // Biotechnol. Bioeng. 1993. V.41. P.647-653.

65. Paragianni M., Joshi N., Moo-Young M. Comparative studies on extracellular protease secretion and glucoamylase production by free and immobilized Aspergillus niger cultures. // J. Ind. Microbiol. Biotech. 2002. V.29. P.259-263.

66. Kren V., Ludvik J., Kofronova O., Kozova J., Rehacek Z. Physiological activity of immobilized cells of Claveceps fusiformis during long-therm semicontinuous cultivation. // Appl. Microbiol. Biot. 1987. V.26. P.219-226.

67. Klingeberg M., Vorlop K.D., Antrakinian C. Immobilization of anaerobic thermophilic bacteria for the production of cell-free thermostable a-amylases and pullulanases. // Appl. Microbiol. Biot. 1990. V.33. P.494-500.

68. Mori A., Matsumoto N., Imai C. Growth behavior of immobilized acetic acid bacteria. // Biotechnol. Lett. 1989. V.ll. P.183-188.

69. Molin G., Nilsson I. Degradation of phenol by Pseudomonas putida ATCC 11172 in continious culture at different ratios of biofilm surface to culture volume. // Appl. Environ. Microb. 1985. V.50. № 4. P.946-950.

70. Norton S., D'amore T. Physiological effects of yeast cell immobilization: application for brewing. // Enzyme Microb. Tech. 1994. V.16. P.265-375.

71. Parascandola P., Alteriis E., Sentandreu R., Zueco J. Immobilization and ethanol stress induce the same molecular responce at the level of the cell wall in growing yeast. // FEMS Microbiol. Lett. 1997. V.150. P.121-126.

72. Jirku V. Whole-cell immobilization as a means of enhancing ethanol tolerance. // J. Ind. Microbiol. Biot. 1999. V.22. P.147-151.

73. Wolken W.A.M., Tramper J., Werf M.J. What can spores do for us? // Trends Biotechnol. 2003. V.21. №8. P.338-345.

74. Шлегель Г. Общая микробиология. // М.: Изд. Мир. 1987.456с.

75. Бачурина Г.П. Биоконверсия гидролизатов растительного сырья в этанол иммобилизованными бактериями Zymomonas mobilis. // Дисс. на соиск. степени к.б.н. 1998. Москва. 153с.

76. Фрунджян В.Г. Биолюминесцентная АТФ-метрия в клинической и санитарной микробиологии. //Дисс. на соиск. степени к.х.н. 1999. Москва. 152с.

77. Угарова Н.Н., Фрунджян В.Г. Применение биолюминесцентной АТФ-метрии в биоаналитических целях. // Метод, разработка к спецкурсу "Прикладная энзимология". М.: Изд. МГУ, Хим. факультет. 2003. 45с.

78. Hester A. IB Market forecast. // Ind. Bioprocess. 2000. V.22. P.3-5.

79. Кулев Д. Состояние и перспективы развития производства пищевых добавок в России. // Российский продовольственный рынок. 2001. №4. С.24-29.

80. Плетнев М.Ю. Биополимеры как материал для экологичной упаковки: в фокусе полилактаты. // SOFW-Journal (рус. версия). 2004. №1. С.64-68.

81. Hofvendahl К., Hahn-Hagerdal В. Factors affecting the fermentative lactic acid production from renewable resources. // Enzyme Microb. Tech. 2000. V.26. №2-4. P.87-100.

82. Datta R., Moon S.-H., Tsai S.-P., Bonsignore P., Frank J.R. Technological and economic potential of poly(lactic acid) and lactic acid derivatives. // FEMS Microbiol. Rev. 1995. V.16. №2-3. P.221-231.

83. Марков В.И., Карпищенко Jl.С., Парамонова Т.Г. Молочная кислота и перспективы ее производства. //Вопросы химии и химической технологии. 1985. №79. С.48-54.

84. Уставщиков В.Ф., Подгорнова В.А., Фарберов М.И., Усакова М.С. Синтез молочной кислоты на основе пропилена. // Нефтехимия. 1966. Т.4. №1. С.115-122.

85. Мардоян М.К., Беренский И.К., Габриелян С.М. Способ получения молочной кислоты. //А.С. СССР №335154.1972.

86. Марков В.И., Карпищенко Л.С., Патамонова Т.Г. Способ получения молочной кислоты.//А.С. СССР№1011630. 1983.

87. Narayanan N., Roychudhury Р.К., Srivastava A. L(+)-lactic acid fermentation and its product polymerization.//Electronic J. Biotechnol. 2004. V.7. №2. P.167-179.

88. Воробьева А.И. Промышленная микробиология. // M.: Изд. МГУ. 1989.294с.

89. Yumoto I., Ikeda К. Direct fermentation of starch to L-(+)-lactic acid using Lactobacillus amylophilus. И Biotechnol. Lett. 1995. V.17.1.5. P.543-546.

90. Yoon K.Y., Woodams E.E., Hang Y.D. Fermentation of beet juice by beneficial lactic acid bacteria. // Lebensmittel-Wissenschaft und Technologie. 2005. V.38.1.1. P.73-75.

91. Saxelin M., Tynkkynen S., Mattila-Sandholm Т., Vos W.M. Probiotic and other functional microbes: from markets to mechanisms. // Curr. Opin. Biotech. 2005. V.16.1.2. P.204-211.

92. Shamtsyan M.M., Solodovnik K.A., Yakovlev V.I. Biosynthesis of lactic acid by the Streptococcus bovis culture from starch- and inulin-containing raw materials. // Biotechnology. 2002. №4. P.48-54.

93. Gordon G.L., Doelle H.W. Production of racemic lactic acid in Pediococcus cerevisiae cultures by two lactate dehydrogenases. // J. Bacteriol. 1975. V.121.1.2. P.600-607.

94. Dartois V., Phalip V., Schmitt P. Purification, properties and DNA sequence of the D-lactate dehydrogenase from Leuconostoc mesenteroides subsp. cremoris. И Res. Microbiol. 1995. V.146.1.4. P.291-302.

95. Беккер З.Э. Физиология и биохимия грибов. // М.: Изд. МГУ. 1988.229с.

96. Hirata М., Gao М., Toorisaka Е., Takanashi Н., Hano Т. Production of lactic acid by continuous electrodialysis fermentation with a glucose concentration controller. // Biochem. Eng. J. 2005. V.25.1. 2. P.159-163.

97. Bennett J.W. Mycotechnology: the role of fungi in biotechnology. // J. Biotechnol. 1998. V.66. P.101-107.

98. Панкратов А.Я., Антипова Jl.B., Шуваева Г.П. Биосинтез ферментов грибами рода Ризопус. // Воронеж: Изд. ВГУ. 1993.184с.

99. Soccol C.R., Stonoga V.J., Raimbault М. Production of L-lactic acid by Rhyzopus species. И World J. Microb. Biot. 1994. V.10. №3-4. P.433-435.

100. Yin P., Yahiro K., Ishigaki Т., Park Y., Okabe M. L(+)-lactic acid production by repeated batch culture of Rhizopus oryzae in air-lift bioreactor. // J. Ferm. Bioeng. 1998. V.85. №1. P.96-100.

101. Miura S., Arimura Т., Hoshino M., Kojima M., Dwiarti L., Okabe M. Optimization and scale-up of L-lactic acid fermentation by mutant strain Rhizopus sp. MK-96-1196. // J. Biosci. Bioeng. 2003. V. 96. №1. P.65-69.

102. Bai D.-M., Jia M.-Z., Zhao X.-M., Ban R., Shen F., Li X.-G., Xu S.-M. L(+)-lactic acid production by pellet-form Rhizopus oryzae R1021 in a stirred tank fermentor. // Chem. Bioeng. Science. 2003. V.58. P.785-791.

103. Hang Y.D., Hamamci H., Woodams E.E. Production of L(+)-lactic acid by Rhizopus oryzae immobilized in calcium alginate gels. // Biotechnol. Lett. 1989. V.l 1. №2. P.l 19-120.

104. Park E.Y., Kosakai Y., Okabe M. Efficient production of L(+)-lactic acid using mycelial cotton-like floes of Rhizopus oryzae in an air-lift bioreactor. // Biotechnol. Prog. 1998. V.14. №5. P.699-704.

105. Yin P., Nishina N., Kosakai Y., Yahiro K., Park Y., Okabe M. Enhanced production of L(+)-lactic acid from corn starch in a culture of Rhizopus oryzae using an air-lift bioreactor. //J. Ferment. Bioeng. 1997. V.84. №3. P.249-253.

106. Hang Y.D. Direct fermentation of corn to L(+)-Lactic acid by Rhizopus oryzae. II Biotechnol. Lett. 1989. V.l 1. №4. P.299-300.

107. Yu R., Hang Y.D. Kinetics of direct fermentation of agricultural commodities to L(+)-lactic acid by Rhizopus oryzae. II Biotechnol. Lett. 1989. V.l 1. №8. P.597-600.

108. Huang L.P., Jin В., Lant P., Zhou J. Biotechnological production of lactic acid integrated with potato wastewater treatment by Rhizopus arrhizus. II J. Chem. Technol. Biot. 2003. V.78. P.899-906.

109. Yang C.W., Lu Z., Tsao G.T. Lactic acid production by pellet-form Rhizopus oryzae in a submerged system. // Appl. Biochem. Biotechnol. 1995. V.51-52. №1. P.57-71.

110. Soccol C.R., Marin В., Raimbault M., Lebeault J.-M. Potential of solid state fermentation for production of L(+)-lactic acid by Rhizopus oryzae. И J. Appl. Microb. Biot. 1994. V.41. №4. P.286-290.

111. Dominiquez J. M., Voquez M. Effect of the operational conditions on the of L(+)-lactic acid production by Rhizopus oryzae. II Cienc. Technol. Aliment. 1999. V.2. №3. P. 113-118.

112. Kosakai Y., Park Y.S., Okabe M. Enhancement of L(+)-lactic acid production using mycelial floes of Rhizopus oryzae. И Biotechnol. Bioeng. 1997. V.55. №3. P.462-466.

113. Oh H., Wee Y-J., Yun J-S., Han S. H., Jung S., Ryu H-W. Lactic acid production from agricultural resources as cheap raw materials. // Bioresourse Technol. 2005. V.96. 1.13. P.1492-1498.

114. Dong X.-Y., Bai S., Sun Y. Production of L(+)-lactic acid with Rhizopus oryzae immobilized in polyurethane foam cubes. // Biotechnol. Lett. 1996. V.18. №2. P.225-228.

115. Sun Y., Li Y.-L., Bai S., Yang H., Hu Z.-D. Stability of immobilized Rhizopus oryzae in repetitive batch productions of L(+)-Iactic acid: effect of inorganic salts. // Bioprocess Eng. 1998. V.19. №2. P.155-157.

116. Hamamci H., Ryu D.D.Y. Production of L(+)-lactic acid using immobilized Rhizopus oryzae. //Appl. Biochem. Biotech. 1994. V.44. №2. P.125-I33.

117. Xuemei L., Jianping L., Mo'e L., Peilin C. L(+)-Lactic acid production using immobilized Rhizopus oryzae in a three-phase fluidized-bed with simultaneous product separation by electrodialysis. //Bioprocess Eng. 1999. V.20. №3. P.231-237.

118. Sharma R., Chisti Y., Baneijee U.C. Production, purification, characterization, and applications of lipases. // Biotechnol. Adv. 2001. V.19. P.627-662.

119. Ban К., Наша S., Nishizuka K., Kaieda M., Matsumoto Т., Kondo A., Noda H., Fukuda H. Repeated use of whole-cell biocatalysts immobilized within biomass support particles for biodiesel fuel production. // J. Mol. Catal. B-Enzym. 2002. V.17. P.157-165.

120. Villeneuve P., Muderhwa J. M., Graille J., Haas M.J. Customizing lipases for biocatalysis: a survey of chemical, physical and molecular biological approaches. // J. Mol. Catal. B-Enzym. 2000. V.9. P.l 13-148.

121. Васильев B.A., Добрынина А.Ф., Файзуллина Г.Г., Барабанов В.П. Интенсификация процесса очистки сточных вод мехперерабатывающих производств. // Хим. Пром. 2003. Т.80. № 7. С.33-38.

122. Laufenberg G., Kunz В., Nustroem М. Tansformation of vegetable waste into value added products: (A) the upgrading concept; (B) practical implementations. // Bioresourse Technol. 2003. V.87.1 2. P.167-198.

123. Рекомендуемые уровни потребления пищевых и биологически активных веществ. // Метод, рекомендации MP 2.3.1.1915-04. Под ред. Тутельяна В.А. Оренбург: Изд. РИК ГОУ ОГУ. 2004.18с.

124. Грачева И.М., Кривова А.Ю. Технология ферментных препаратов. // М.: Изд. Элевар. 2000. 348с.

125. Winkler F.K., D'Arcy A., Hunziker W. Structure of human pancreatic lipase. // Nature. 1990. V.343. P.771-774.

126. Tilbeurgh H., Sarda L., Verger R., Cambillau C. Structure of the pancreatic lipase-procolipase complex. //Nature. 1992. V.359. P.159-162.

127. Павленко И.М. Липазы в системе обращенных мицелл: роль межфазной поверхности в регуляции липолитической активности ферментов. // Дисс. на соиск. степени к.х.н. 2005. Москва. 184с.

128. Razak C.N.A., Salleh А.В., Musani R., Samad M.Y., Basri M. Some characteristics of lipases from thermofilic fungi isolated from palm oil mill effluent. // J. Mol. Catal. B-Enzym. 1997. V.3. P.153-159.

129. Halldorsson A., Magnusson C. D., Haraldsson G. G. Chemoenzymatic synthesis of structured triacylglycerols by highly regioselective acylation. // Tetrahedron. 2003. V.59. P.9101-9109.

130. Yang H., Wang В., Cui F., Tan T. Production of lipase by repeated batch fermentation with immobilized Rhizopus arrhizus. II Process Biochem. 2005. V.40.1.6. P.2095-2103.

131. Oda M., Kaieda M., Hama S., Yamaji H., Kondo A., Izumoto E., Fukuda H. Facilitatory effect of immobilized lipase-producing Rhizopus oryzae cells on acyl migration in biodiesel-fuel production. // Biochem. Eng. J. 2005. V.23.1.1. P.45-51.

132. Saxena R.K., Davidson W.S., Seoran A., Giri B. Purification and characterization of an alkaline thermostable lipase from Aspergillus carneus. // Process Biochem. 2003. V.39. 1.2. P.239-247.

133. Melo L.L.M.M., Pastore G.M., Macedo G.A. Optimized synthesis of citronellyl flavour esters using free and immobilized lipase from Rhizopus sp. // Process Biochem. 2005. V.40. 1.10. P.3181-3185.

134. Tan Т., Yin C. The mechanism and kinetic model for glycerolysis by 1.3 position specific lipase from Rhizopus arrhizus. И Biochem. Eng. J. 2005. V.25.1.1. P.39-45.

135. Hiol A., Jonzo M.D., Rugani N., Druet D., Sarda L., Comeau L.C. Purification and characterization of an extracellular lipase from a thermofilic Rhizopus oryzae strain isolated from palm fruit. // Enzyme Microb. Tech. 2000. V.26. P.421-430.

136. Holzwarth H., Pleiss J., Schmid R. D. Computer-aided modelling of stereoselective triglyceride hydrolysis catalized by Rhizopus oryzae lipase. // J. Mol. Catal. B-Enzym. 1997. V.3. P .73-82.

137. Derevenda U., Swenson L., Green R., Wei Y., Dodson G.G., Yamaguchi S., Haas M.J., Derevenda Z.S. An unusual buried polar cluster in a family of fungal lipases. // Nat. Struct. Biol. 1994. V.l. P.36-47.

138. Balcao V.M., Malcata F.X. Interesterification and acidolysis of butterfat with oleic acid by Mucor javanicus lipase: Changes in the pool of fatty acid residues. // Enzyme Microb. Tech. 1998. V.22.1.6. P.511-519.

139. Shimada Y., Sugihara A., Nakano H., Nagao Т., Suenaga M., Nakai S., Tominaga Y. Fatty ф acid specificity of Rhizopus delemar lipase in acidolysis. // J. Ferment. Bioeng. 1997. V.83.14. P.321-327.

140. Beer H. D., Wohlfahrt G., McCarthy J.M., Schomburg D., Schmid R.D. Analysis of the ц catalytic mechanism of a fungal lipase using computer-aided design and structural mutant. //

141. Protein Eng. 1996. V.9. P.507-517.

142. Larsen M.D., Jensen K. The effects of environmental conditions oh the lipolytic activity of strains of Penicillium roqueforti. II Int. J. Food Microbiol. 1999. V.46.1.2. P.159-166.

143. Mahadik N.D., Puntambekar U.S., Bastawde K.B., Khire J.M., Gokhale D.V. Production of acidic lipase by Aspergillus niger in solid state fermentation. // Process Biochem. 2002. V.38.1.5. P.715-721.

144. Безбородое A.M., Астапович Н.И. Секреция ферментов у микроорганизмов. // М.: Изд. Наука. 1984. 60с.

145. Ng Т.В. Peptides and proteins from fungi. // Peptides. 2004. V.25.1.6. P. 1055-1073.

146. Abbas H., Hiol A., Deyris V., Comeau L. Isolation and characterization of an extracellular lipase from Mucor sp. strain isolated from palm fruit. // Enzyme Microb. Tech. 2002. V.31. 1.7. P.968-975.

147. Рубан E.JI. Микробные липиды и липазы. // М.: Изд. Наука. 1977. 215с.

148. Singh S, Kumar S, Chimni S.S. Kinetic resolution of beta- and gamma-hydroxy sulfides by fungal lipase from Humicola lanuginosa // Enantiomer. 2002. V.7.1.4-5. P.231 271.

149. Elibol M., Ozer D. Lipase production by immobilised Rhizopus arrhizus. // Process Biochem. 2000. V.36.1.3. P.219-223.

150. Yanf K., Wang Y-J. Lipase-catalyzed transesterification in aqueous medium under thermodynamic and kinetic control using carboxymethyl cellulose acetylation as the model reaction. // Enzyme Microb. Tech. 2004. V.35.1.2-3. P.223-231.

151. Феофилова Е.П. Клеточная стенка грибов. // М.: Изд. Наука. 1983. 53с.

152. Мирзаев Т.Ш., Саттаров A.C., Давранов К.Д. Получение и применение иммобилизованных клеток гриба Mucor miehei. // Химия природных соединений. 2000. № 4. С.329-330.

153. Chen J., Wang. J. Wax ester synthesis by lipase-catalyzed esterification with fungal cells immobilized on cellulose biomass support particles. // Enzyme Microb. Tech. 1997. V.20. 1.3. P.615-622.

154. Prabhakar E., Ramakrishna Т., Adinarayana T. Production of lipase by immobilized cells of Aspergillus niger. II Process Biochem. 2004. № 39. P.525-528.

155. Паронян B.X., Кафиев H.M., Мазняк Ф.И., Чекмарева И.Б. Технология жиров и жирозаменителей. // М.: Изд. Легкая промышленность. 1982. 352с.

156. Huska J., Toth D., Zavadska I. Immobilized cells for waste-water treatment. // Biologicke listy. 1997. V.62.1.4. P.265-284.

157. Кошкина Л.Ю., Сироткин Ф.С., Куликов Ю.М., Набаткин А.Н., Важарова Т.А., Шагинурова Г. И. Комплексная технология очистки промышленных сточных вод, содержащих жиры и СПАВ. // Хим. пром. 2001. № 7. С.5-8.

158. Методические разработки к практикуму по коллоидной химии. // под ред. Перцова А.В. 6-ое изд. М.: Изд. МГУ. 1999. 248с.

159. Руководство к практическим занятиям по микробиологии. // под ред. Егорова Н.С. М.: Изд. МГУ. 1995. 224с.

160. Дементьева Е.И., Кутузова Г.Д., Люндовщих И.А., Угарова Н.Н. реагент для определения аденозин-5'-трифосфата. // Патент РФ на изобретение № 2164241.2001.

161. Лабораторный практикум для студентов специальности 1015. Энзимология. МТИПП. //М.: Типография Внешторгиздата. 1973. 169с.

162. Hooijmans С.М., Veenstra S., Lubberding H.J. Int. Course in anaerobic waste water treatment. // Ed. G. bettings. Deltf.:Agricultural University. Wageningen (Holland). 1990. P.44.

163. Остерман Л.А. Методы исследования белков и нуклеиновых кислот. // М.: Изд. МЦНМО. 2002.247с.

164. Кочетов Г.А. Практическое руководство по энзимологии. // М.: Изд. Высшая школа. 1980. 272с.

165. Bradford М. A rapid and sensitive method for the quantitation of microorganisms qualities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. // Anal. Biochem. 1976. V.72. №1. P.248-254.

166. Guobin S., Jianmin X., Chen G., Huizhou L., Jiayong C. Biodesulftirization using Pseudomonas delafieldii in magnetic polyvinyl alcohol beads. // Lett. Appl. Microbiol. 2005. V.40.1.l.P.30-36.

167. Перт С.Дж. Основы культивирования микроорганизмов и клеток. // М.: Изд. Мир. 1978. 332с.

168. Hujanen М., Linko Y.-Y. Effect of temperature and various nitrogen sources on L(+)-lactic acid production by Lactobacillus casei. I I Appl. Microbiol. Biotechnol. 1996. V.45. P.307-313.

169. Kwon Y.J., Kaul R., Mattiasson B. Extractive lactic acid fermentation in poly(ethy!eneimine)-based aqueous system. //Biotechnol. Bioeng. 1996. V.50. P.280-290.

170. Viscroy T.B.V., Blanch H.W., Wilke C.R. Lactic acid production by Lactobacillus delbrueckii in a hollow fiber fermenter. // Biotechnol. Lett. 1982. V.4 P.483-488.

171. Yoo I.-K., Seong G. H., Chang H. N., Park J. K. Encapsulation of Lactobacillus casei cells in liquid-core alginate capsules for lactic acid production. // Enzyme Microb. Tech. 1996. V.9. P.428-433.

172. Senthuran A., Senthuran V., Hatti-Kaul R., Mattiasson B. Lactic acid fermentation in a recycle batch reactor using immobilized Lactobacillus casei. I I Biotechnol. Bioeng. 1997. V.55. P.841-853.

173. Кривова А.Ю. Технология микробных ферментных препаратов, осуществляющих трансформацию липидов. // Дисс. на соиск. степени д.т.н. 1995. Москва. 223с.

174. Cochet N., Tyagi R.D., Ghose Т.К., Lebeault J.M. ATP measurment for cellulase production control. // Biotechnol. Lett. 1984. V.6. №3. P.155-160.

175. Wakelin N.G., Forster C.F. An investigation into microbial removal of fats, oils and greases.// Bioresource Technology. 1997. V.59. P.37-43.

176. Goulibaly L., Gourene G., Agathos N.S. Utilization of fungi for biotreatment of raw wastewaters. // Afr. J. Biotechnol. 2003. V.2.1.12. P.620-630.