Изучение малых стабильных молекул РНК - компонентов аппарата трансляции тема автореферата и диссертации по химии, 02.00.10 ВАК РФ

СОДЕРЖАНИЕ.

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ.

ВВЕДЕНИЕ.

ГЛАВА I. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ. тмРНК (lOSa РНК) и ее структура.

1. Ген тмРНК.

2. Структура тмРНК.

3. тРНК-подобная структура.

4. мРНК-подобная часть.

5. Особенности структуры матричной части тмРНК.

6. Внутренняя область.

7. Функционирование тмРНК.

ГЛАВА П. РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ.

1. Определение белкового партнера тмРНК и изучение тмРНК-белкового комплекса.

1.1. Получение тмРНК, содержащей 4-тиоуридин.

1.2. Фотоактивируемое сшивание в S100 экстракте.

1.3. Идентификация белка, сшивающегося с модифицированной тмРНК в S100 экстракте.

1.4. Изучение комплекса тмРНК с изолированным EF-Tu.

1.5. Исследование взаимодействия тмРНК с EF-Tu в комплексе тмРНК-EF-Tu-GDP.

2. Изучение роли U89 5S рРНК Ecoli в функционировании рибосомы.

2.1. Получение мутантных 5S рРНК.

2.2. Реконструкция 50S рибосомных субчастиц с мутантной 5S рРНК.

3. Установление функциональной гомологии между 5S рРНК-связывающими белками T.thermophilus иE.coli.

ГЛАВА Ш. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.

1. Реактивы.

2. Биопрепараты.

3. Синтез тмРНК с помощью Т7-РНК-полимеразы.

4. Синтез тмРНК, содержащей 4-тиоуридин.

5. Ti-фингерпринты.

6. Комплексообразование и фотоактивируемое химическое сшивание.

7. Анализ сшившегося белка.

8. Измерение константы ассоциации комплекса тмРНК и EF-Tu.

9. Образование комплекса тмРНК и EF-Tu-GDP.

10. Футпринтинг.

11. Определение позиции сшивки.

12. Секвенирование и анализ сшивки тмРНК и EF-Tu-GDP с помощью реакции обратной транскрипции.

13. Синтез ДНК матрицы для Т7 транскрипции 5S рРНК с помощью полимеразной цепной реакции.

14. Синтез 5S рРНК с помощью Т7-РНК-полимеразы.

15. Дефосфорилирование 5S рРНК.

16. 5'-концевое мечение 5S рРНК.

17. Выделение 23 S и 5S рРНК из 70S рибосом.

18. Разделение 23S и 5S рРНК в градиенте градиенте концентрации сахарозы.

19. Выделение суммарного белка (ТР 50) из 50S субчастиц рибосомы.

20. Реконструкция 50S субчастиц рибосомы.

21. Выделение реконструированных 50S рибосомных субчастиц.

22. Выделение 70S рибосом.

23. Зональное центрифугирование для выделения 70S, 30S и 50S.

ВЫВОДЫ

Последние годы характерны беспрецедентным ростом интереса к структуре рибонуклеиновых кислот (РНК). Первоначально главным побуждающим мотивом была необходимость объяснить открытую в 1980-ых годах способность некоторых РНК (рибозимов) катализировать разнообразные химические реакции. Было создано и усовершенствовано множество химических и генетических методов, которые, наряду с РСА и ЯМР-спектроскопией, позволяют получить достаточно детальные сведения о строении РНК и их комплексов с белками. Это, в свою очередь, не могло не сказаться на существенном расширении наших знаний о всех классах РНК.

В настоящей работе суммированы результаты исследований двух представителей т. н. малых стабильных РНК прокариот - 5Б РНК рибосом (5Б рРНК) и транспортно-матричной РНК (тмРНК или ЮБа РНК). В эту группу входят также тРНК бактерий (4Б РНК), РНК, участвующие в построении РНП-частиц (811Р), ответственных за транспорт рибосом к плазматической мембране (4.58 РНК), и некоторые другие. Их длина составляет от 80 до 500 и.о., и все они характеризуются большим временем полужизни. Эти РНК являются компонентами белок-синтезирующего аппарата клетки и функционируют в виде комплексов с белками.

5 Б рРНК изучают на протяжении многих лет. К настоящему моменту определены последовательности 5 Б рРНК из многочисленных источников, существуют модели вторичной и третичной структуры. Тонкая структура отдельных фрагментов молекулы определена с помощью ЯМР и РСА. Для широкого круга организмов идентифицированы рибосомные белки, специфически связывающиеся с 5S рРНК. Особенности взаимодействия белка L25 E.coli с фрагментом 5S рРНК были изучены методом ЯМР. Однако, до сих пор нет целостной пространственной структуры комплекса 5S рРНК и ее белковых партнеров. Для решения этой проблемы необходима кристаллизация комплекса с последующим разрешением пространственной структуры с помощью РСА. В последнее время достигнут определенный успех в РСА сложных РНК-белковых комплексов, что обусловлено переходом на изучение объектов из термофильных микроорганизмов. В то же время, большинство биохимических данных получено для рибосом и их компонентов, выделенных из E.coli. Первым шагом при сопоставлении структур РНК-белковых комплексов, полученных с помощью РСА, и данных биохимических исследований должно быть установление структурного и функционального соответствия белков из E.coli и термофильных организмов. Поэтому одной из целей данной работы является установление такого соответствия между 5S рРНК- связывающими белками E.coli и T.thermophilus.

Несмотря на то, что 5S рРНК активно изучают на протяжении многих лет, понимание ее роли в работе рибосомы так и остается не полным. Лишь недавно в нашей лаборатории при использовании метода фотоаффинного химического сшивания были найдены контакты 5S рРНК с функционально важными районами 23 S рРНК. Основание U89, локализованное в D-петле 5S рРНК, образует сшивку нулевой длины с основаниями А960 и С2475 в 23 S рРНК, локализованными в непосредственной близости от участка связывания фактора элонгации G и района пептидил-трансферазного «кольца», соответственно. Можно предположить, что нуклеотидные остатки А960 и С2475 23 S рРНК и U89 5S рРНК образуют особый структурный элемент в рибосоме. Для проверки важности существования такого элемента структуры и участия в его формировании нуклеотидного остатка U89

5S pPHK в данной работе был использован метод сайт-направленного мутагенеза.

Второй объект данной работы - тмРНК - впервые была обнаружена в клетках E.coli более 20 лет назад, но ее функция была установлена только в 1996 году. тмРНК несет в себе черты мРНК и тРНК. Матричная часть тмРНК кодирует tag-пептид, являющийся сигналом узнавания специфическими протеиназами. тРНК-подобная часть может быть аминоацилирована. В аминоацилированном состоянии тмРНК взаимодействует с рибосомой, которая из-за деградации матричной РНК не может продолжать синтез белка и терминировать на обычном стоп-кодоне. тмРНК узнает такие рибосомы, приносит дополнительный аминокислотный остаток в растущую полипептидную цепь и замещает поврежденную мРНК. Трансляция продолжается по матричной части тмРНК, завершающейся стоп-кодоном, на котором рибосома может терминировать с помощью обычных клеточных механизмов. Кроме того, синтезированный таким образом белок будет нести tag-пептид и расщепляться клеточными протеиназами. Однако, несмотря на интенсивное исследование тмРНК, начавшееся после установления ее функции, до сих пор многие вопросы остаются открытыми. Например, неизвестна пространственная структура тмРНК и механизм узнавания заблокированных рибосом. Способ, которым тмРНК доставляется в рибосому, так же остается неизвестным. Все тРНК приносятся в рибосому белковыми факторами. Целью данной работы является поиск белков, специфически взаимодействующих с тмРНК, и исследование полученных тмРНК-белковых комплексов.

Анализ литературы, проведенный в данной работе, посвящен тмРНК, так как до последнего времени больших обзоров о тмРНК не было опубликовано в отличие от 5S рРНК, являющейся объектом интенсивных исследований на протяжении многих лет.

выводы

1. Транспортно-матричная РНК (тмРНК) взаимодействует с элонгационным фактором Tu E.coli в бесклеточном экстракте, как показано методом фотоаффинного химического сшивания.

2. тмРНК связывается не только с GTP-, но и с GDP- формой элонгационного фактора Tu, что указывает на новую функцию этого белка в клетке.

3. Элонгационный фактор Tu контактирует с двумя районами молекулы тмРНК, один из которых расположен в ее высококонсервативной части.

4. Изучение функции D-петли 5S рРНК в рибосоме методом сайт-направленного мутагенеза показало ее участие в формировании контакта между функциональными центрами рибосомы.

5. Функциональным аналогом белка L25 E.coli в T.thermophilus является белок TL5: рибосомы Е. coli, содержащие белок TL5 вместо белка L25 - активны.

1. Y., Bailey, S. С. and Apirion, D. (1978) Small Stable RNAs from Escherichia Coli: Evidence for the Existence of New Molecules and for a New Ribonucleoprotein Particle containing 6S RNA. Journal of Bacteriology 133, 1015-1023.

2. Komine, Y. and Ynokuchi, H. (1991) Physical Map Locations of Lenes That Encode small Stable RNAs in E.coli. Journal of Bacteriology 173, 5252.

3. Chauhan, A.K. and Apirion, D. (1989) The Gene for a Small Stable RNA (10Sa RNA) of Escherichia Coli. Molecular Microbiology 3, 1481-1485.

4. Wower, J., Zwieb C. (1999) The tmRNA database (tmRDB). Nucleic Acids Res. 27, 167.

5. Zwieb, C., Wower, I., Wower, J. (1999) Comparative sequence analysis of tmRNA. Nucleic Acids Res. 27, 2063-2071.

6. Oh, B.-K. and Apirion, D. (1991) lOSa RNA, a Small stable RNA of E.coli, is Functional. Mol. Gen. Genet 229, 52-56.

7. Komine, Y., Kitabatake, M., Yokogawa, Т., Nishikawa, K. and Ynokuchi, H. (1994) A tRNA-like Structure is Present in lOSa RNA, a Small stable RNA from Escherichia Coli. Proc. Natl. Acad. Sei. USA 91, 9223-9227.

8. Brown, J. W., Hunt, D. A. and Pace, N. R. (1990) Nucleotide sequence of the lOSa RNA gene of the beta-purple eubacterium Alcaligenes eutrophus. Nucleic Acid Res. 18, 2820.

9. Williams, K. P. and Bartel, D. P. (1996) Phylogenetic analysis of tmRNA secondary structure. RNA 2, 1306-1310.

10. Felden, B., Himeno, H., Muto, A., McCutcheon, J. P., Atkins, J. F. and Gesteland, R. F. (1997) Probing the Structure of th& Escherichia Coli lOSaRNA (tmRNA). RNA 3, 89103.

11. Felden, B., Himeno, H., Muto, A., Atkins, J. F. and Gesteland, R. (1996) Structural Organization of Escherichia Coli tmRNA. Biochimie 78, 979-983.

12. Ushida, C., Himeno, H., Watanabe, T. and Muto, A. (1994) t-RNA-like structures in lOSa RNAs of Mycoplasma capricolum and Bacillus subtilis. Nucleic Acid Research 22, 3392-3396.

13. Davanloo, P., Sprinzl, M., Watanabe, K., Albani, M. and Kersten, H. (1979) Role of ribothymidine in the thermal stability of transfer RNA as monitored by proton magnetic resonance Nucleic Acids Res. 6, 1571-1581.

14. Bjork, G. R. (1992) The role of modified nucleosides in tRNA interactions. In "Transfer RNA in Protein synthesis". Hatfield, D. L., Lee, B. J. and Pirtle, R. M. (eds), CRC Press, Boca Raton, FL, pp. 23-85.

15. Ray, B. K., Apirion, D. (1979) Characterization of lOSa RNA: a new stable RNA molecule from Escherichia coli. Mol. Gen.Genet. 174,25-32.

16. Felden, B., Atkins, J. F. and Gesteland, R. F. (1996) tRNA and mRNA both in the same molecule. Nature structural biology 3, 494.

17. Suddath, F. L., Quigley, G. J., McPherson, A., Sneden, D., Kim, J. J., Kim, S. H. and Rich, A. (1974) Three-dimensional structure of yeast phenylalanine transfer RNA at 3.0 angstroms resolution. Nature 248, 20-24.

18. Tamura, K., Asahara, H., Himeno, H., Hasegawa, T. and Shimizu, M. (1991) Identity elements of Escherichia coli tRNAAla. J. Mol. Recogn. 4, 129-132.

19. Kealey, J. T. and Santi, D. V. (1994) High level expression and rapid purification of tRNA(m5U54)-methyltransferase. Protein Expr. Purif. 5, 149-152.

20. Nurse, K., Wrzesinski, J., Bakin, A., Lane, B. G. and Ofengand, J. (1995) Purification, cloning, and properties of the tRNA psi 55 synthase from Escherichia coli. RNA 1, 102-112.

21. Tyagi, J. S. and Kinger, A. K. (1991) Identification of the lOSa RNA structural gene of Mycobacterium tuberculosis. Nucleic Acids Res. 20, 138.

22. Tom, H., Koning, W. and Shumperli, D. (1994) RNAs and ribonucleoproteins in recognition and catalysis. Eur. J. Biochem. 219, 25-42.

23. Pace, N. and Smith, D. (1990) Ribonuclease P: function and variation. J. Biol. Chem. 265, 3587-3590.

24. Cuerrier-Takada, C., van Belkum, A., Pleij, C. A. and Altman, S. (1988) Novelreactions of RNAase P with a tRNA-like structure in turnip yellow mosaic virus RNA. Cell 53, 267-272.

25. Ray, B. K. and Apirion, D. (1981) RNAase P is dependent on RNAase E action in processing monomelic RNA precursors that accumulate in an RNAase E- mutant of Escherichia coli. J. Mol. Biol. 149, 599-617.

26. Subbarao, M. N, Apirion D. (1989) A precursor for a small stable RNA (lOSa RNA) of Escherichia coli. Mol. Gen. Genet. 217, 499-504.

27. Lin-chao, S., Wei, C.-L. and Lin, Y.-T. (1999) RNase E is required for the maturation of ssrA RNA and normal ssrA RNA peptide-tagging activity. Proc. Natl. Acad. Sei. USA 96, 12406-12411.

28. Zhongwei, L., Pandit, S. and Deutscher, M. P. (1998) 3' Exoribonucleolytic trimming is a common feature of the maturation of small, stable RNAs in Escherichia Coli. Proc. Natl. Acad. Sei. 95, 2856-2861.

29. Zhu, L. and Deutscher, M. P. (1987) tRNA nucleotidyltransferase is not essential for Escherichia coli viability. EMBO J. 6, 2473-2477.

30. Arnez, J. G. and Moras, D. (1997) Structural and functional considerations of the aminoacylation reaction. Trends Biochem. Sei. 22,211-216.

31. Cusack, S., Härtlein, M. and Leberman, R. (1991) Sequence, structure and evolutionary relationships between class 2 aminoacyl-tRNA synthetases. Nucleic Acids Res. 19, 3489-3498.

32. Francklyn, C. and Schimmel, P. (1989) Aminoacylation of RNA minihelicies withalanine. Nature 337, 478-481.

33. Hou, Y.-M. And Schimmel, P. (1988) A simple structural feature is a major determinant of the identity of a transfer RNA. Nature 333, 140-145.

34. McClain, W. H. and Foss, K. (1988) Changing the identity of a tRNA by introducing a G-U wobble pair near the 3' acceptor end. Science 240, 793-796.

35. Beuning, P. J., Yang, F., Schimmel, P. and Musier-Forsyth, K. (1997) Specific atomic groups and RNA helix geometry in acceptor stem recognition by a tRNA synthetase. Proc. Natl. Acad. Sci. 94, 10150-10154.

36. Shi, J.-P. and Schimmel, P. (1991) Aminoacylation of alanine minihelices: «Discriminator» base modulates transition state of single turnover reaction. J. Biol. Chem. 266, 2705-2708.

37. Henderson, B. S., Beuning, P. J., Shi, J.-P., Bald, R., Furste, J. P., Erdman, V. A., Musier-Forsyth, K. and Schimmel, P. (1998) Subtle functional interactions in the RNA minor groove at a nonessential base pair. J. Am. Chem. Soc. 120, 9110-9111.

38. Liu, H., Yap, L.-P. and Musier-Forsyth, K. (1996) Single atomic group in RNA helix needed for positive and negative tRNA synthetase discrimination. J. Am. Chem. Soc. 118, 2523-2524.

39. Musier-Forsyth, K. and Schimmel, P (1992) Functional contacts of a transfer RNA synthetase with 2'-hydroxyl groups in the RNA minor groove. Nature 357, 513-515.

40. Wagner, T. and Sprinzl, M. (1980) The complex formation between Escherichia coli aminoacyl-tRNA, elongation factor Tu and GTP. The effect of the side-chain of the aminoacid linked to tRNA. Eur. J. Biochem. 108, 213-221.

41. Kjelgaard, M. and Nybord, J. (1992) Refined structure of elongation factor EF-Tu from Escherichia coli. J. Mol. Biol. 223, 721-742.

42. Abel, K., Yoder, M., Hilgenfeld, R. and Jurnak, F. (1996) An a to P conformational switch in EF-Tu. Structure 4, 1153-1159.

43. Polekhina, G., Thirup, S., Kjeldgaard, M., Nissen, P., Lippmann, C. and Nyborg, J. (1996) Helix unwinding in the effector region of elongation factor EF-Tu-GDP. Structure 4, 1141-1151.

44. Berchtold, H., Reshetnikova, L., Reiser, C. O. A., Schirmer, N. K., Sprinzl, M. and Hilgenfeld, R. (1993) Crystal structure of elongation factor Tu reveals major domain rearrangements. Nature 365, 126-132.

45. Kawashima, T., Berthet-Colominas, C., Wulff, M., Cusack, S. and Leberman, R. (1996) The structure of the Escherichia coli EF-Tu-EF-Ts complex at 2.5 A resolution. Nature 379, 511-518.

46. Wang, Y., Jiang, Y., Meyering-Voss, M., Sprinzl, M. and Sigler, P. B. (1997) Crystal structure of the EF-Tu-EF-Ts complex from Thermus Thermophilus. Nat Struct. Biol. 4, 650-656.

47. Nissen, P., and Nyborg, J. (1995) Crystal structure of the ternary complex of Phe-tRNAphe, EF-Tu, and a GTP analog. Science 270, 1464-1472.

48. Nissen, P., Thirup, S., Kjeldgaard, M. and Nyborg, J. (1999) The Crystal structure of Cys-tRNACys-EF-Tu-GDPNP reveals general and specific features in the ternary complexand in tRNA. Structure 7, 143-156.

49. Dreher, T. W., Uhlenbeck, O. C. and Browning, K. S. (1999) Quantitative Assessment of EF-la-GTP binding to aminoacyl-tRNAs, aminoacyl-viral RNA, and tRNA shows close correspondence to the RNA binding properties of EF-Tu. J. Bio. Chem. 274,666-672.

50. Rudinger-Thirion, J., Giege, R. and Felden, B. (1999) Aminoacylated tmRNA from Escherichia coli interacts with prokaryotic elongation factor Tu. RNA 5, 989-992.

51. Tu G.-F., Reid G.E., Zhang J.-G., Moritz R.L., Simpson R. J. (1995) C-terminal extension of truncated recombinant proteins in Escherichia coli with a lOSa RNA decapeptide. J. Biol Chem. 270, 9322-9326.

52. Keiler, K. C., Waller, P.R.H., Sauer, R. T. (1996) Role of a peptide tagging system in Degradation of Proteins Synthesised from Damaged Messenger RNA. Science 271, 990993.

53. Himeno, H., Sato, M., Tadaki, T., Fukushima, M., Ushida, C., Muto, A. (1997) In vitro trans translation mediated by alanine-charged lOSa RNA. J. Mol. Biol. 268, 803808.

54. Bowie, J. U., and Sauer, R. T. (1989) Identification of C-terminal extensions that protect proteins from intracellular proteolysis. J. Biol. Chem. 264, 7596-7602.

55. Parsell, D. A., Silber, K. R. and Sauer, R. T. (1990) Carboxy-terminal determinants of intracellular protein degradation. Genes & Development 4, 277-286.

56. Silber, K. R., Keiler, K. C. and Sauer, R. T. (1992) Tsp: A tail-specific protease thatselectively degrades proteins with nonpolar C-termini. Proc. Natl. Acad. Sci. 89, 295-299.

57. Silber, K. R. and Sauer, R. T. (1994) Deletion of the pre (tsp) gene provides evidence for additional tail-specific proteolytic activity in Escherichia coli K-12. Mol. Gen. Genet. 242, 237-240.

58. Gottesman, S. (1996) Proteases and their targets in Escherichia coli. Annu. Rev. Genet. 30, 465-506.

59. Herman, C., Thevenet, D., D'Ari, R. and Bouloc, P. (1995) Degradation of g32, the heat shock regulator in Escherichia coli, is governed by HflB. Proc. Natl. Acad. Sci. 92, 3516-3520.

60. Gottesman, S., Roche, E., Zhou, Y. And Sauer, R. T. (1998) The ClpXP and ClpAP proteases degrade proteins with carboxy-terminal peptide tails added by the SsrA-tagging system. Genes & Development 12, 1338-1347.

61. Herman, C., Thevenet, D., Bouloc, P., Walker, G. C. and D'Ari, R. (1998) Degradation of carboxy-terminal-tagged cytoplasmic proteins by the Escherichia coli protease HflB (FtsH). Genes & Development 12, 1348-1355

62. Nierhaus, K.H., Schilling-Bartetzko, S., Twardowski, T. (1992) The two main states of the elongating ribosome and the role of the alpha-sarcin stem-loop structure of 23 S rRNA. Biochimie 74, 403-410

63. Puglisi, E.V., Green, R., Noller, H.F., Puglisi, J.D. (1997) Structure of a conserved RNA component of the peptidyl transferase center. Nature structural biology 4, 775-778.

64. Cate, J.H., Gooding , A.R., Podell, E., Zhou ,K., Golden, B.L., Kundrot, C.E., Cech, T.R., Doudna, J.A. (1996) Crystal structure of a group I ribozyme domain: principles of RNA packing. Science 273, 1678-1685.

65. Heus, H. A. and Pardi, A. (1991) Structural features that give rise to the unusual stability of RNA hairpins containing GNRA loops. Science 253, 191-194.

66. Varani, G., Cheong, C and Tinoco, I. Jr. (1991) Structure of an unusually stable RNA hairpin. Biochemistry 30, 3280-3289.

67. Schindelin, H., Zhang, M., Bald, R, Furste, J.P., Erdmann, V.A. and Heinemann, U. (1995) Crystal structure of an RNA dodecamer containing the Esherichia coli Shine-Dalgarno sequence. J. Mol. Biol 249, 595-603.

68. Cate, J. H., Gooding, A. R, Podell, E., Zhou, K., Golden, B. L, Kundort, C. E., Cech, T. R. and Doudna, J. A. (1996) Cristal structure of a group I ribozyme domain: principles of RNA packing. Science 273, 1678-1685.

69. Nameki, N., Feldman, B., Atkins, J. F., Gesteland, R. F., Himeno, H., Muto, A. (1999) Functional and Structural Analysis of a Pseudoknot upstream of the Tag-encoded Sequence in E.coli tmRNA. J. Mol. Biol 286, 733-744.

70. Rosendahl, G. and Douthwait, S. (1995) Cooperative assembly of proteins in the ribosomal GTPase center demonstrated by their interactions with mutant 23 S rRNAs. Nucleic Acids Res 23, 2396-2403.

71. Conn, G. L., Draaper, D. E., Lattman, E. E. and Gittis, A. G. (1999) Crystal structure of a conserved ribosomal protein-RNA complex. Science 284, 1171 -1174.

72. Biswas, R., Wahl, M. C., Ban, C., Sundaralingam, M. (1997) Crystal structure of an alternating octamer r(GUAUGUA)dC with adjacent G.U Wobble pairs. J Mol Biol. 270, 511-519.

73. Wu, M., Santalucia, J. Jr., Turner, D. H. (1997) Structure of (rGGCAGGCC)? by two-dimensional NMR and the iterative relaxation matrix approach. Biochemistry. 36, 4449-4460.

74. Komine, Y., Kitabatake, M. and Inokuchi, H. (1996) lOSa RNA is associated 70S ribosome particles in Escherichia coli. J. Biochem. 119, 463-467.

75. Tadaki, T., Fukushima, M., Ushida, C., Himeno, H. and Muto, A. (1996) Interaction of lOSa RNA with ribosomes in Escherichia coli. FEBSLett. 399, 223-226.

76. Sprengart, M.L., Fuchs, E. and Porter, A. G. (1996) The downstream box: an efficient and independent translation initiation signal in Escherichia coli. EMBO J. 15, 665-674.

77. Muto, A., Ushida, C. and Himeno, H. (1998) A Bacterial RNA that functions as both a tRNA and a mRNA. TIBS 23, 25-29.

78. Roche, E. D. and Sauer, R. T. (1999) SsrA-mediated peptide tagging caused by rare codons and tRNA scarcity. The EMBO J. 18, 4579-4589.

79. Nakamura, Y., Gojobori, T. and Ikemura, T. (1999) Codon usage tabulated from the international DNA sequence databases; its status 1999. Nucleic Acids Res. 27, 292.

80. Bonekamp, F. and Jensen, K. F. (1988) The AGG codon is translated slowly in E.coli even at very low expression levels. Nucleic Acids Res. 16, 3013-3024.

81. Kane, J. F. (1995) Effects of rare codon clusters on high-level expression of heterologous proteins in E.coli. Curr. Opin. Biotechnol. 6, 494-500.

82. Himeno, H., Hasegawa, T., Ueda, T., Watanabe, K., Miura, K. and Shimizu, M. (1989) Role of the extra G-C pair at the end of the acceptor stem of tRNAHis in aminoacylation. Nucl. Acids Res. 17, 7855-7863.

83. Nameki, N., Asahara, H., Shimizu, M., Okada, N. and Himeno, H. (1995) Identity elements of Saccharomyces cerevisiae tRNAHis. Nucl. Acids Res. 23, 389-394.

84. Jentsch, S. (1996) When Proteins Receive Deadly Message at Birth. Science 271, 955-956.

85. Atkins, J. F. and Gesteland, R. F. (1996) A case for the trans translation. Nature 379, 769-771.

86. Huang, W. M., Ao, S.-Z., Gasjens, S., Orlandi, R., Leikus, R., Weis, R., Winge, D.and Fang, M. (1988) A present untranslated sequence within Bacteriophage T4 DNA Topoisomerase Gene 60. Science 239, 1005-1012.

87. Weis, R. B., Huang, W M. and Dunn, D. M. (1990) A Nacsent Peptide is Required for Ribosomal bypass of the Coding Gap in Bacteriophage Gene 60. Cell 62, 117-126.

88. Farabaugh P.J. (1996) Programmed translational frameshifting. Annu Rev Genet 30, 507-528.

89. Williams, K P., Martindale, K A., Bartel, D.P. (1999) Resuming translation on tmRNA: a unique mode of determining a reading frame. EMBO 18, 5423-5433.

90. Friedman, D. I. (1992) Interaction between bacteriophage lambda and its Escherichia coli host. Curr. Opin. Genet. Dev. 2, 727-738.

91. Kirby, J. E., Trempy, J. E. and Gottesman, S. (1994) Excision of a P4-like cryptic prophage leads to Alp protease expression in Escherichia coli. J. Bacteriol. 176, 20682081.

92. Retallack, D., Johnson, L. L. And Friedman, D. I. (1994) Role for lOSa RNA in the growth of lambda-P22 hybrid phage. J. Bacteriol. 176, 2082-2089.

93. Gemski, P., Jr., Baron, L. S. and N. Yamamoto, N. (1972) Formation of hybrids between coliphage lambda and Salmonella phage P22 with a Salmonella typhimuriumhybrid sensitive to these phages. Proc. Natl. Acad. Sei. USA 69, 3110-3114.

94. Semeijian, A. V., Malloy, D C. and Poteete, A. R. (1989) Genetics structure of the bacteriophage P22 PLoperon. J. Mol. Biol. 207, 1-13.

95. Withey, J. and Friedman, D. (1999) Analysis of the role of trans-Translation in the requirement of tmRNA for XimmP22 growth in Escherichia coli. Journal of Bacteriology 181,2148-2157.

96. Womble, D. D. and Rownd, R. H. (1986) Regulation of lambda dv plasmid DNA replication. A quantitative model for control of plasmid lambda dv replication in the bacterial cell division cycle. J. Mol. Biol. 191, 367-382.

97. Gottesman, S., Clark, W. P., de Crecy-Legard, V. And Maurizi, M. R. (1993) ClpX, an alternative subunit for the ATP-dependent Clp protease of Escherichia coli, Sequence and in vivo activities. J. Biol. Chem. 268, 22618-22626.

98. Wojtkowiak, D., Georgopoulos, C. and Aylicz, M. (1993) Isolation and characterization of ClpX, a new ATP-dependent specificity component of the Clp protease of Escherichia coli. J. Biol. Chem. 268, 22609-22617.

99. Dontsova, O., Tishkov, V., Dokudovskaya, S., Bogdanov, A., Döring, T., RinkeAppel, J., Thamm, S., Greuer, B. And Brimacombe, R. (1994) Stem-loop IV of 5Sr RNA lies close to the peptidyltransferase center. Proc. Natl. Acad. Sei USA. 91, 4125-4129.

100. Dokudovskaya, S., Dontsova, O., Shpanchenko, O., Bogdanov, A., Brimacombe, R. (1996) Loop IV of 5 S Ribosomal RNA has contacts both to Domain II and to Domain V of the 23 S RNA. RNA 2, 146-152.

101. Thompson, R. C. and Karim, A. M. (1982) The accuracy of protein biosynthesis is limited by its speed: high fidelity selection by ribosomes of aminoacyl-tRNA ternary complexes containing GTP. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 79, 4922-4926.

102. Rudinger-Thirion, J., Giege, R. and Felden, B. (1999) Aminoacylated tmRNA from Escherichia coli interacts with prokaryotic elongation factor Tu. RNA 5, 2195-2202.

103. Pingoud, A., Urbanke, C., Krauss, G., Peters, F. and Maass, G. (1977) Ternary complex formation between elongation factor Tu, GDP and aminoacyl-tRNA: an equilibrium study. Eur. J. Biochem 78, 403-409.

104. Munishkin, A, Wool, I. G. (1997) The ribosome-in-pieces: binding of elongation factor EF-G to oligoribonucleotides that mimic the sarcin/ricin and thiostrepton domains of 23S ribosomal RNA. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 94, 12280-12284.

105. Stark, H., Rodnina, M. V., Rinke-Appel, J., Brimacombe, R., Wintermeyer, W. fnd van Heel, M. (1997) Visualization of elongation factor Tu on the Escherichia coli ribosome. Nature 389,403-406.

106. Petrushenko, Z. M., Negrutskii, B. S., Ladokhin, A. S., Budkevich, Т. V., Shalak, V. F. And El'skaya, A. V. (1997) Evidence for the formation of an unusual ternary complex of rabbit liver EF-la with GDP and deacylated tRNA. FEBS Letters 407, 13-17.

107. Богданов, А. А., Лаврик, И. H., Докудовская, С. С., Донцова, О. А. (1995) Структура и функция 5S рРНК в рибосоме. Молекулярная биология 29, 1218-1227.

108. Dhome, F. and Nierhaus, К. H. (1976) Role of 5S RNA in assembly and function of the 50S subunit from Escherichia coli. Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 73, 2221-2225.

109. Pittman, R. H., Andrews, M. Т., Setzer, D. R. J. (1999) A feedback loop coupling 5 S rRNA synthesis to accumulation of a ribosomal protein. J. Biol. Chem. 274, 33198-201.

110. Shpanchenko, О. V., Dontsova, O. A., Bogdanov, A. A., Nierhaus, К. H. (1998) Structure of 5S rRNA within the Escherichis coli ribosome: iodine-induced cleavage patterns of phosphorothioate derivatives. RNA 4, 1154-1164.

111. Lorenz, S., Hartman, R. К., Schultze, S., Ulbrich, N. and Erdmann, V. A. (1989) Structural analysis of procaryotic and eucariotic 5S rRNA by Rnase H. Biochimie 71, 1185-1191.

112. Dallas, A., Moore, P.B. (1997) The loop E-loop D region of Escherichia coli 5S rRNA: the solution structure reveals an unusual loop that may be important for binding ribosomal proteins. Structure 5, 1639-1653.

113. Merryman, C., Moazed, D., Daubresse, G., Noller H.F. (1999) Nucleotides in 23S rRNA protected by the association of 30S and 50S ribosomal subunits. J. Mol. Biol. 285, 107-113.

114. Hansen, L. H., Mauvais, P. and Douthwaite, S. (1999) The macrolide-ketolide antibiotic binding site is formed by structures in domains II and V of 23 S ribosomal RNA. Mol. Microbiol 31, 623-631.

115. Baranov, P. V., Gurvich, 0. L., Bogdanov, A. A., Brimacombe, R. and Dontsova, O. A. (1998) New features of 23S ribosomal RNA folding: The long helix 41-42 makes a "U-turn" inside the ribosome. RNA 4, 658-668.

116. Khaitovich, P. and Mankin, A. S. (1999) Effect of antibiotics on large ribosomal subunit assembly reveals possible function of 5S rRNA. J. Mol. Biol. 291, 1025-1034.

117. Liljas, A. and Garber, M. (1995) Ribosomal proteins and elongation factors. Curr Opin Struct Biol. 5, 721-727.

118. Gongadze, G., Kashparov, I., Lorenz, S., Schroeder, W. , Erdmann, V. A., Lilijas, A., Garber, M. B. (1996) 5S rRNA binding ribosomal proteins from Thermus thermophilus: identification and some structural properties. FEBS 386, 260-262.

119. Gryaznova, О. I., Davydova, N. L., Gongadze, G. M., Jonsson, B.-H., Garber, M. В., Lilijas, A. (1996) A ribosomal protein from Thermus thermophilus is homologous to a general shock protein. Biochemie 78, 915-919.

120. Gongadze, G. M., Tishchenko, S. V., Sedelnikova, S. E., Garber, M. B. (1993) Ribosomal proteins, TL4 and TL5, from Thermus thermophilus form hybrid complexes with 5 S ribosomal RNA from different microorganisms. FEBS 330, 46-48.

121. Madjar, J. J, Michel, S., Gozzone, A. J. Reboud, J.-P. (1979) A method to identify individual proteins in four different two-dimensional gel electrophoresis systems: application to Escherichia coli ribosomal proteins. Anal.Biochem. 92, 174-182.