Изучение структуры изопреноидных гликозидов и родственных соединений из морских беспозвоночных методом спектроскопии ЯМР 13С тема автореферата и диссертации по химии, 02.00.10 ВАК РФ

На правах рукописи

Калиновский Анатолий Иванович

Изучение структуры изопреноидных гликозидов и

родственных соединений из морских беспозвоночных методом спектроскопии ЯМР 13С

02.00.10 - биоорганическая химия

Автореферат

диссертации на соискание ученой степени доктора химических наук

Владивосток - 2004

Работа выполнена в Тихоокеанском институте биоорганической химии Дальневосточного отделения РАН

Научный консультант: Официальные оппоненты:

академик Стоннк В.А.

доктор химических наук, профессор Шашков А.С.

доктор химических наук Ануфриев В.Ф.

доктор химических наук Ралдугин В.А.

Ведущая организация Институт органической химии

Уфимского научного центра РАН

Защита состоится «_» октября 2004 г. в «_» часов на заседании

Диссертационного совета Д.005.005.01 по защите диссертаций в Тихоокеанском институте биоорганической химии ДВО РАН по адресу: 690022, г. Владивосток, проспект 100-лет Владивостоку, 159, ТИБОХ ДВО РАН, факс: (4232) 31-40-50.

С диссертацией можно ознакомиться в филиале Центральной научной библиотеки (г. Владивосток, проспект 100 лет Владивостоку, 159. ТИБОХ ДВО РАН)

Автореферат разослан «_« сентября 2004 г.

Ученый секретарь Диссертационного совета кандидат химических наук, старший научный сотрудник

Прокопенко Г.И.

ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ

Актуальность исследования

Вторичные метаболиты из морских беспозвоночных (голотурий, губок, морских звезд и др.) привлекают значительное внимание исследователей. Непрерывающийся с пятидесятых годов интерес к этим веществам обусловлен их разнообразной биологической активностью: гемолитической, ихтиотоксической, противоопухолевой, антигрибковой, иммуностимулирующей, адьювантной и радиопротекторной. Они обладают также определенной таксономической специфичностью и могут быть использованы в качестве таксономических маркеров.

Интерес к химическому строению полиокисленных стероидных соединений морских звезд, в том числе гликозидов, также объясняется во многом сходными причинами. Полигидроксистероиды морских звезд, а также их монозиды и биозиды обладают антивирусной, антимикробной, анальгетической, противовоспалительной, гипотензивной активностями. Кроме того они являются алломонами, то есть веществами, отпугивающими некоторых других морских животных.

Морские гликозиды, найденные в голотуриях, губках и морских звездах, заметно отличаются своим химическим строением от соединений этого класса, выделенных из наземных растений. Морские гликозиды часто высоко полярны, так как содержат сульфатные остатки, а их агликоны имеют несколько гидроксильных групп. Кроме того, эти вещества, как правило, присутствуют в соответствующих животных в небольших количествах и образуют сложные смеси. Выделение этих веществ требует сложных, многоступенчатых химических процедур. Поэтому многие из морских гликозидов удается получить только в небольших количествах. Установление структуры этих соединений является трудной, но важной научной и практической задачей

Прогресс в химии природных соединений в последние десятилетия во многом обусловлен бурным развитием физических методов установления их структуры.

Когда на рубеже второй половины семидесятых и начала восьмидесятых годов в Тихоокеанском институте биоорганической химии начали развиваться работы по установлению полной химической структуры гликозидов голотурий и, морских звезд, выяснилось, что подходы одной только классической органической химии, например деструктивные, для этой цели не достаточны и не всегда применимы, так как требовали значительного количества чистого вещества, а в том, что касалось строения агликонов лабильных морских гликозидов зачастую давали просто неверную информацию.

В связи с этим бездеструктивное изучение структуры этих соединений методами ЯМР 'Н И 13С, требующими небольших количеств вещества было весьма актуальным.

Целью настоящей работы было выяснение возможностей, ограничений и преимуществ применения спектроскопии ЯМР для структурного анализа нативных морских гликозидов и родственных им соединениний, а также для изучения превращений, которые происходят с этими веществами в процессе кислотного гидролиза. В ходе работы были проанализированы спектры ЯМР "С модельных генинов голостанового ряда, полученных в результате кислотного гидролиза гликозидов голотурий. Спектральные характеристики генинов были использованы при изучении структуры агликонов нативных гликозидов. Анализ спектров прогенинов гликозидов голотурий был выполнен, чтобы облегчить расшифровку структуры углеводных цепей по одномерным спектрам нативных гликозидов.

Изучение структур полигидроксистероидов и их гликозидов из морских звезд методами спектроскопии ЯМР *Н и С позволило систематизировать полученные данные, а затем использовать их для анализа структур • • минорных полигидроксистероидов по их одномерным спектрам.

На защиту выносятся следующие положения:

1. Спектры ЯМР "С генинов гликозидов голотурий характеристичны и позволяют отличать нагивные генины с 7(8)- и 9(11)- двойными связями от артефактных с 8(9)-, 7(8), 9(11)- и 8(9), 11(12)-двойными связями.

2. Данные спектров ЯМР ,3С генинов гликозидов голотурий в большинстве случаев достаточны для того, чтобы определять структуру агликонов непосредственно из спектров ЯМР |3С самих гликозидов и различать все типы агликонов: с 18-» 20- лактоном, 18-» 16- лактоном и не содержащим лактонного цикла, определять местоположение всех типов двойных связей и заместителей в боковой цепи и скелетной части агликона.

3. Данные анализа углеводных частей спектров гликозидов и их прогенинов известного строения достаточны для того, чтобы предсказывать структуру • всех типов углеводных частей гликозидов голотурий: линейных, с разветвлением у-первого моносахаридного остатка и углеводных цепей с разветвлением у второго моносахаридного остатка. В определенных случаях они могут использоваться для установления последовательности соединения некоторых моносахаридов в углеводной цепи. Спектры ЯМР 13 гликозидов содержат информацию и об абсолютной конфигурации моносахаридов, составляющих их углеводные цепи.

4. Одномерные спектры ЯМР полиокисленных стероидных соединений из морских звезд характеристичны и позволяют на основе накопленного материала проводить быструю оценку их полной химической структуры (за исключением конфигурации некоторых заместителей в боковой цепи). Влияние пространственно сближенных гидроксильных заместителей в скелетной части этих соединений на химические сдвиги ангулярных метальных групп в спектрах ЯМР 'Н неаддитивно. Закономерности в спектрах ЯМР 13С полигидроксистероидных соединений, несмотря на большое число гидроксильных заместителей в скелетной части, качественно подчиняются закономерностям, установленным ранее для моно- и дизамещенных стероидов.

5. Примененный нами подход к определению конформации пятичленных циклов в незамещенных стероидах, основанный на комбинации расчетных и экспериментальных методов, позволяет адекватно описать конформацию кольца D в полизамещенных стероидных соединениях.

Научная новизна работы

Впервые были изучены спектры ЯМР |3С тритерпеноидов, относящихся к голостановому ряду. Проведено полное отнесение сигналов в спектрах генинов гликозидов голотурий разнообразной структуры.

В ходе этих исследований было установлено по спектрам ЯМР 13С 7(8) -положение двойной связи в агликонах голотурии Thelonota ananas и, следовательно, строение нативного агликона. Было установлено, что в условиях кислотного гидролиза гликозидов происходит переход этой двойной связи в положение 8(9) - и далее в положение 9(11). По найденным спектральным характеристикам это положение двойной связи было обнаружено затем у агликонов гликозидов целого ряда видов голотурий (Cucumariajaponica, Stichopus chloronotus, Stihopus variegatus, Stichopus multisfidus, Cucumaria Jraudatrix, Eupentacta Jraudatrix. Cucumaria koratensis, Eupentactapseudoquiquisemita идругих).

Найдены спектральные характеристики, позволяющие определять конфигурацию С-9 в агликонах с 7(8) - двойной связью.

По спектрам ЯМР были обнаружены и охарактеризованы ранее неизвестные агликоны гликозидов голотурий с (18-» 16) - лактонным циклом (голотурия Psolus fabricii ). Осуществлена ЯМР - спектроскопическая корреляция нативного генина этой голотурии с аналогичным агликоном с укороченной боковой цепью и тем самым доказана его структура (гликозиды голотурий Eupentacta fraudatrix, Pentamera calcigera ).

Найдены и спомощью ЯМР спектроскопии изучены неголостановые агликоны гликозидов и агликоны с ланостановым скелетом (гликозиды голотурий Cucumariakoraiensis, Cucumariafrondosa, Cucumariaconicospermium, Diasmodactyla kuriensis).

Окончательно доказана структура нативного агликона гликозидов промысловой голотурии Stihopus japonicus . ЯМР - Спектроскопия была применена для определения структуры промежуточного генина с 8(9),Н(12) - диеновой системой, образующегося при трансформации 12-гидрокси-9(11)-енового фрагмента в нативных агликонах голотуринов в кислых условиях.

Изучены спектры ЯМР ,3С ряда модельных прогенинов гликозидов голотурий и определены условия и признаки в спектрах, позволяющие предсказывать структуру углеводных цепей неизвестного строения. Полностью расшифрованы, спектры ЯМР |3С всех выделенных гликозидов: биозидов, тетраозидов, пентаозидов, гексаозидов.

Определены условия, при которых можно применять оценку времен релаксации углеродов в углеводных остатках для определения обшей структуры углеводной цепи и местоположения сульфатных и ацетатных остатков в углеводных цепях пентаозидов из голотурий отряда Dendrochirota.

Методами ЯМР *Н и 13С охарактеризованы структуры 40 полигидроксистероидов и их гликозидов из морских . звезд. Показано, что закономерности в спектрах ЯМР ,3С этих полигидроксилированных соединений качественно следуют закономерностям в спектрах моно- и дизамещеиных стероидов. Обнаружена неаддитивность влияния пространственно сближенных гидроксильных групп на химические сдвиги ангутярных метальных групп в спектрах ЯМР 'Н в растворе дейтеропиридина. Для двух полиолов из морских звезд Crossaster pappopus и Henricia derjugini предложены конформации кольца D в растворе.

Практическая ценность работы

Трудно говорить о непосредственной практической ценности данного вида работ в сугубо утилитарном смысле этого слова. Однако, если иметь в виду, что в основе всех рекомендаций к практическому применению лечебных препаратов из природных объектов в настоящее время лежат структурные исследования, то практическая ценность данной работы налицо. Так, при биологических испытаниях препаратов на основе тритерпеновых гликозидов из промысловой голотурии Cucumaria japonica показана способность этих веществ усиливать иммунный ответ и стимулировать неспецифическую устойчивость к бактериальным и вирусным инфекциям. Был разрешен к применению в России ветеринарный препарат, созданный в нашем Институте из гликозидов этой голотурии.

Кроме того наши данные по спектрам ЯМР |3С гликозидов широко применяются сотрудниками Лаборатории химии морских природных соединений нашего института и в других лабораториях мира в практической работе по установлению структур новых соединений данного ряда.

Апробация работы

Отдельные результаты работы были представлены на 1 ой Международной конференции по химии и биотехнологии биологически активных природных соединений. Варна. 1981 год; 8-ой Международной конференции по изопреноидам. Турун. 1979 год; 4-ом Всесоюзном симпозиуме по биохимии липидов. Киев. 1983 год; 6-ом Международном симпозиуме по морским природным соединениям. Дакар. 1989 год; 8-ой Конференции молодых ученых по органической и биоорганической химии. Рига. 1991 год; 45-ой Международной конференции по арктическим наукам. Владивосток. 1994 год; Международном симпозиуме по химии и биологии морских организмов. Колимпари. 2003 год.

Публикация результатов исследования.

Основные результаты настоящей работы отражены в 56 публикациях в таких отечественных и зарубежных журналах как Биоорганическая химия. Известия РАН. Серия химическая, Доклады АН СССР, Химия природных соединений, Tetrahedron Letters, Journal of Natural Products, Canadian Journal of Chemistry, Liebigs Annale Chemie, Comparative Biochemistry and Physiology. Кроме того, отдельные части работы были опубликованы в материалах различных Международных конференций.

Структура и объем диссертации

Диссертация состоит из Введения, Литературного обзора, посвященного спектроскопии ЯМР 13С производных ланостана, спектрам ЯМР С олигосахаридов и эффектам гликозилирования, углеродным спектрам гидроксизамещенных производных стероидов, Обсуждения результатов, где приводятся и обсуждаются спектры ЯМР 13С исследованных соединений, Экспериментальной части, в которой приведены типы использованных приборов и условия получения спектров и Приложения. В нем помещены спектры ЯМР 13С производных ланостана. В конце диссертации приведены также Выводы и Список цитированной литературы. Работа изложена на 182 страницах, содержит 73 таблицы, 12 рисунков, 3 схемы. Список литературы включает 225 наименований.

Автор выражает признательность академику Стонику В.А. за постоянное внимание к работе, заведующему группой ЯМР Института к.х.н. Исакову В.В. за организацию эффективной работы группы ЯМР, сотрудникам группы к.х.н. Денисенко В.А. и вед. инженеру Кулеш Ю.Г. за техническую помощь и обеспечение надежной работы приборов. Автор также благодарит к.х.н. Афиятуллова Ш.Ш., к.х.н. Кузнецову Т.А.. за получение модельных голостановых генинов специально для спектроскопии ЯМР, выражает благодарность сотрудникам Лаборатории химии морских природных соединений ТИБОХ к.х.н. Левиной Э.В., д.х.н. Кича АА., д.х.н. Авилову С.А., д.х.н. Калинину В И. за плодотворное сотрудничество.

Используемые сокращения:

ЯМР - ядерный магнитный резонанс, КССВ - константа спин-спинового взаимодействия, ЯЭО - ядерный эффект Оверхаузера, COSY - корреляционная спектроскопия, NOESY - корреляционная спектроскопия ядерного эффекта Оверхаузера, НМВС - гетероядерная многосвязная корреляция, IISQC -гетероядерная одноквантовая корреляция.

РЕЗУЛЬТАТЫ П ОБСУЖДЕНИЕ

1.Введение.

Как известно, при установлении структуры неизвестного гликозида методом спектроскопии ЯМР необходимо решить следующие задачи.

1. Установить структуру агликона

2. Установить моносахаридный состав углеводной цепи гликозида.

3. Установить порядки межзвеньевых связей, аномерные конфигурации, размеры циклов и последовательность моносахаридных остатков в олигосахаридной цепи гликозида.

4. Определить место привязки олигосахаридной составляющей гликозида к агликону.

В одномерной спектроскопии ЯМР первая задача решается путем анализа в первую очередь углеродного спектра Этот спектр содержит обширную структурную информацию об агликоне. Корректное отнесение сигналов в спектре ЯМР С по известным моделям и составляет процесс установления структуры. Как правило, используется также и спектр ЯМР *Н. В двумерной спектроскопии аналогичная задача отнесения сигналов производится на основе анализа данных разнообразных двумерных экспериментов, основными из которых являются: 'Н-'Н COSY, HSQC, HMBC. NOESY.

Установление моносахаридного состава углеводной части гликозида при исследовании одномерных спектров в большинстве случаев проводится совместным использованием методов химического анализа и анализа доступных для расшифровки областей 'Н и 13С спектров. В двумерной спектроскопии - путем анализа КССВ протонов и химических сдвигов соответствующих сигналов в одномерном ЯМР "С спектре, определенных подходящими двумерными экспериментами.

Порядки трансгликозидных связей и последовательность моносахаридов в одномерной спектроскопии- исследуются путем анализа эффектов,

возникающих при замещении гидроксильных групп моносахаридов другим моносахаридным остатком через гликозидную связь, причем последовательность моносахаридов может быть определена только в некоторых частных случаях. В двумерной спектроскопии - путем анализа данных НМВС и NOESY -экспериментов.

Место привязки углеводной цепи к агликону устанавливаются в одномерной спектроскопии через анализ сдвигов сигналов агликонных углеродов при присоединении углеводной цепи (здесь и далее сдвигов гликозилирования) и анализов данных одномерного ЯЭО, так как свойства гликозидной связи таковы, что атомы водорода при углеродах, находящиеся по обе стороны от этой связи, всегда сближены. В двумерной спектроскопии -теми же методами, что и при установлении порядков трансгликозидных связей.

2.СпектрыЯМР ,3С генинов гликозидов голотурий

На начало нашей работы по применению спектроскопии ЯМР 13С к установлению структуры гликозидов голотурий имелось лишь одно сообщение японских авторов об установлении структуры углеводной цепи голотурина В из Holothuria leucospilota.

Подавляющее большинство углеродов сахарной и агликонной частей гликозидов резонируют в существенно различных областях углеродного спектра, поэтому имея сведения об углеводном составе можно анализировать агликон. Предварительные данные по изучению миграции двойных связей в агликонах гликозидов голотурий в кислых условиях полученные нами свидетельствовали о

том, что спектроскопия ЯМР ,3С может быть перспективной также и при анализе кислотолабильньк агликонов гликозидов. Для этой цели были изучены спектры ЯМР 13С ряда модельных генинов голостанового ряда, полученньк в условиях кислотного гидролиза гликозидов.

Голостановые производные по своему химическому строению наиболее близки к ланостановым производным. К началу нашей работы в этой области имелись лишь статьи Е.Венкерта с сотрудниками (ланост-8-ен-ЗР-ол), С.Найга и Дж. АпСаймона с сотрудниками (ланост-8-ен-Зр-ол, З-кето-ланост-8-ен, ланост-9(11)-ен-ЗР-ол).

2.1. Репины с 9(11) - двойной связью

Положение сигналов атомов С-3, С-9, С-11, С-16, С-18 спектре соединения 1 следовало из общих сведений о химических сдвигах в спектрах ЯМР ,3С. Положение сигналов С-20, С-25- из сравнения спектров Xи 4 и экспериментов с неполной развязкой от протонов. Сигналы С-8, С-12, С-15 в спектрах соединений 1-3 относили селективной развязкой от протонов в соответствии с литературными данными по спектрам ЯМР 'Н. Сигналы метиленовых атомов углерода С-1^ С-2, С-6, С-7 и четвертичньк С-4 и С-10 относили исходя из данных спектра ЯМР 13С ланост-9(11)-ен-Зр-ола с учетом сдвигов ацетилирования по С-3. Сигналы метановых атомов углерода С-5 и С-17 и четвертичных С-13, С-14 отнесены с учетом р-эффектов карбонильной группы.

1*4 ОН

он н н

1-4.

Сигналы углеродных атомов (углеродов) боковой цепи С-22, С-23, С-24 в спектрах соединений 1 и 2 относили следующим образом. Сигнал С-23 должен находиться в наиболее сильном поле, как испытывающий действие у-эффекгов со стороны заместителей при С-20 и С-25. Экспериментальное значение 18.9 м.д. хорошо согласуется с рассчитанным по аддитивным схемам 17.0 м.д.. Расчет химического сдвига С-24 дает значение 44.1 м.д., близкое к экспериментальному 43.9 м.д. Таким образом, для химического сдвига С-22 остается значение 38.8 м.д.

Аналогично были отнесены сигналы углеродов боковых цепей в спектрах соединеий 3 и 4. Сигнал С-22 в этих спектрах должен находиться в более сильном поле, чем сигнал С-24, поскольку испытывает дополнительный у-эффект со стороны С-25. Таким образом, с учетом р-эффектов ацетатной группы при С-23 (~+5 м.д), приходим к значениям химического сдвига 43.9 м.д, для С-22 и 45.4 м.д, для С-24 в спектре 4 и 38.8 м.д, и 39.1 м.д., соответственно, в спектре 3.

Сигналы метальных групп относили с применением селективной развязки от протонов. Обнаружение сигнала С-21 в этом случае спектрах соединений 1 и 2 не вызывает затруднений. Различия между сигналами С-19, С-26, С-27 (21.8, 29.4, 29.1 мд.) можно сделать рассчитав химические сдвиги С-26 и С-27. Для них эти значения оказались равными 30.3 м.д. Следовательно, сигнал при 21.8 м.д, может быть

приписан С-19. Значения 16.8, 28.1 и 20.8 м.д. приняты для С-29, С-28 и С-30, соответственно, исходя из литературных данных для ланост-9(11)-ен-Зр-ола. Подобным образом были отнесены сигналы метильных групп в спектрах соединений З и 4.

Отнесение сигналов в спектре генина 5 проводили как описано выше для 4, с учетом эффектов дезацетилирования по С-3.

Сигналы метильных групп в спектрах ЯМР "С соединений 6-8 относили используя селективную развязку от протонов в соответствии с их протонными спектрадш.

14

но

н н н

8. Н,а-ОН ОН

Спектры генинов 6 и 7 кроме химических сдвигов С-9, С-11, С-12, С-14 различаются величиной пространственного ^-эффекта гидроксильной группы при С-12 на химический сдвиг С-17 по сравнению с соединением 5. Величина этого эффекта, как и следовало ожидать, больше для а - ОН - эпимера (-4.8 м.д.), чем для Р - ОН - эпимера (-0.2 м.д.). Значение химического сдвига С-12 в спектре эпимера 6 меньше, чем в спектре эпимера 7 в соответствии с зависимостью а-эффекгов гидроксилирования от числа •у-эффектов испытываемой гидроксильной группой.

В случае соединения 8, у-эффекг гидроксильной группы при С-17 составляет -3.5 м.д, на химический сдвиг С-21 и -0.5 м.д. на С-22. На рисунке 1 приведены значения торсионных углов по связи С-17 - С-20 для соединений 17 и 29 по данным рентгеноструктурного анализа (см. ниже).

Из этого рисунка видно, что относительно большой у- эффект гидроксильной группы при С-17 на С-21 указывает на в- конфигурацию С-20 ассиметрического центра в генине 8.

Генины 9-13 были новыми и спектроскопия ЯМР "С использовалась для установления их структуры.

Сигналы в спектре синапюгенина А (9) определили, пользуясь отнесением в спектре соединения 4 с учетом эффектов дезацетилирования по С-3 и р- и у-эффектов карбонильной группы в боковой цепи (—Н13 м л; ~ -3 мл для СН).

Химические сдвиги С-1 - С-13, С-19, С-28, С-29 в спектре ЯМР ' С паратионогенина (10) совпадали химическими сдвигами сигналов соответствующих углеродов в спектре 4 с учетом сдвигов дезацетилирования по С-3. Сигнал С-15 (40.4 м.д.) сдвинут в слабое поле благодаря ^-эффекту кислородного заместителя при С-16.

Ранее было установлено, что при замыкании окисного цикла в склареоле между С-8 и С-13 сигналы углеродов С-9, С-11, С-12 сдвигаются на 2.9, 2.5 и 9.8 м.д., соответственно, в сильное поле. В нашем случае мы наблюдали подобное смещение сигналов С-17, С-20 и С-22 в спектре паратионогенина по сравнению с их положением в спектре гипотетического голост-7-ен-ЗР,1бр,23-триола. Сигнал С-21 (30.8 м.д.) сдвинут в слабое поле на 3.3 мд, относительно его положения в спектре генина 4 вследствие исчезновения пространственного у-эффекта от С-23 при замыкании С-16 - С-23 - окисного цикла. В то же время сигналы С-26,27 сдвигаются незначительно (~ -1.4 м.д.), так как для них аналогичное взаимодействие, в общем, сохраняется. Эти данные доказывали существование С-16 - С-23- окисного цикла в паратионогенине.

Отнесение сигналов С-1 - С-6, С-9 - С-11, С-19, С-28, С-29 в спектре перециклизованного генина 11 проводилось согласно отнесению в спектре 1 с учетом сдвигов дезацетилирования по С-3. Не слишком большой сдвиг сигналов С-9 (-3.0 м.д.) и С-11 (+2.5 м.д.), по-видимому, связан с изменением ориентации электрического диполя карбонильной группы лактонного цикла относительно направления 9(11) - двойной связи. Такого рода ориентационно - зависимая поляризация электронов двойной связи под влиянием электрического поля и, как следствие, изменение соответствующих химических сдвигов описана в литературе. Следует также ожидать смещения в сильное поле сигнала С-12, вследствие возникновения у—взаимодействия с карбонильной группой при перециклизации (24.8 м.д.) и небольшого изменения химического сдвига С-7 (29.7 м.д.) вследствие деформации кольца Б и, таким образом, изменения величины у- взаимодействия С-7 с С-15. Сигналы С-17 (60.3 мд.) и С-15 (41.9 м.д.) сдвинуты в слабое поле по сравнению со спектром 1 благодаря наличию кислородного заместителя у С-16 (р- -эффект).

Сравнение спектров ЯМР 15С курилогенина (12) и литературных данных для ланост-9(11)-ен-Зр-ола показало совпадение сигналов С-1 - С-11, С-19, С-28 - С-30. Положение сигналов С-16, С-17, С-20, С-21 было близко к положению аналогичных сигналов в спектре 16-дегидропрогестерона. Значения химических сдвигов С-12, С-14, С-15 и С-18 для 12 оценили с учетом вкладов метальной группы С-30, 16-двойной связи и ацильной группы исходя из данных для ланост-9(11)-ен-ЗР-олаи 16-дегидропрогестерона с привлечением данным по спектрам прогестерона и андрост-9(11)-ен-ЗР-ола. Полученные при этом химические сдвиги вышеупомянутых углеродов: 33.2, 48.8, 41.0 и 18.3 м.д,, хорошо согласовывались с экспериментальными. Окончательно структуру курилогенина доказали, изучив методом разностного декаплинга на ядрах 'Н его 3-кето-производное и вьщелев последовательности протонов СН3(19)-СН2(1) - СН2(2), СН(8) - СН2(12)-СН3(18), СНз(30)-СН(16). Полученные данные показали, что курилогенин не име'ет лактонного цикла и содержит укороченную боковую цепь. Хотя курилогенин является артефактным генином, такая боковая цепь была обнаружена позднее в агликонах нативных гликозидов.

Отнесение сигналов в спектре генина 13 (нативного генина гликозида голотурии ВиаятойафЫ кигекгтм ) сделано сравнением его спектра со спектрами курилогенина, ланост-9(11)-ен-Зр-ола и ЗР,16р-диацетокси-голост-8,24-диена (см. ниже). Сигналы С-1 - С-14, С-18, С-19, С-28 - С-30 были близки или совпадали с сигналами соответствующих углеродов в спектрах первых двух соединений. Сигналы С-15 - С-17 были близка к сигналам С-15 - С-17 в спектре ЗР.16Р-диацетокси-голост-8,24-диена, что при установлении структуры генина позволило предположить наличие при С-16 ацетатной группы. Дальнейшее установление структуры, включая стереохимию, было выполнено методами спектроскопии ЯМР 'Н, что позволило сделать окончательное отнесение сигналов.

Несмотря на то, что рентгенострукгурный анализ был сделан только для генина 1, все рассмотренные генины с 9(11)-двойной связью имели 8р-Н -конфигурацию, так как изменение конфигурации С-8 вызывало бы сдвиг сигнала метальной группы С-30 на несколько мд. в слабое поле из-за исчезновения у-взаимодействия с С-7.

2.2. Генины с 8(9) -двойной связью

Сигналы С-1 - С-7, С-28, С-29, С-19, С-10, С-11 в спектре генина 14 относили пользуясь литературными данными для ланост-8-ен-ЗР-ола. Сигналы углнродных атомов кольца Б и боковой цепи - на основе данных по спектру соединения 4.

Положения сигналов атомов углерода метальных групп С-21, С-28, С-29, С-ЗО уточняли селективной развязкой от протонов.

При изменении положения двойной связи от положения 9(11) к положению1 8(9) в случае ланостенов величина химического сдвига С-12 уменьшается на 6.2 мд., а С-7 - на 1.6 мд. Допуская, что в спектрах ЯМР 13С голостенов имеют место аналогичные закономерности, можно было ожидать, что химические сдвиги С-12 и С-7 будут иметь значения около 27.0 и 26.2 м.д., соответственно (27.7 и 26.9 м.д. в эксперименте).

Отнесение сигналов в спектрах соединений 15, 16 базировалось на экспериментах с неполной и селективной развязкой от протонов и сопоставлении этих спектров между собой и со спектром соединения 14.' При этом по спектрам ЯМР ,3С было определено положение дополнительной ацетоксигруппы в молекуле, как присоединенной к С-16. Сигналы, расположенные при 130.5 м.д. и 135.4 м.д. в спектре 14, приписали С-8 и С-9, соответственно, исходя из того, что сигнал при 130.5 м.д. слегка сдвинут в сильное поле в спектрах соединений с ацетатной группой при С-16.

2.3. Генины с 7(8) - двойной связью

Сигналы атомов углерода колец А и D и боковой цепи генина 17 относили, пользуясь данными спектра соединения 14 и эффектами дезацетилирования по С-3. Сигналы С-9, С-21, С-19, С-30 отнесли, используя селективную развязку от протонов Сигналы метиленовых углеродов при 30.5,22.7 и 23.1 м.д. должны быть отнесены к С-12, С-11 и С-6. Положение сигнала С-6 (23.1 м.д.) уточнили селективной развязкой от протонов. Значение химического сдвига С-12 должно быть близко к его значению в спектре соединения 4, где он равен 332 м.д. (30.5 м.д. для 14).

Сигналы в спектрах соединений' 18 - 21 относили с использованием описанных выше методик. В спектрах 19 - 21 учитывали р-эффекгы ацетатной группы при С-16, определенные для соединения 15.

В спектре кукумариогенина 21 сигналы углеродов С-22 - С-25 отнесли исходя из значений химических сдвигов С-24, С-25 в спектре кукумариогенина 19 с учетом влияния второй двойной связи при образовании сопряженной системы.

Сигналы в спектре ЯМР |3С онекотаногенина (22) относили следующим образом. Химические сдвиги С-1 - С-11, С-19, С-28, С-29 совпадали с химическими сдвигами соответствующих сигналов в спектре стихопогенина (18). Отнесение сигналов С-20 - С-27 выполнено как в спектре 11с учетом вкладов ацетилирования по третичноспиртовой группе: а-эффект ~ +11.5 м.д., р-эффект ~ -1.0 м.д. Общий характер изменения спектра при перециклизации этого голостанового роизводного с 7(8) -двойной связью такой же как в случае соединения 11.

22.

Онекотаногенин является продуктом гидрирования по боковой цепи нативиого генииа гликозида голотурии Р$о1ш/аЬпсй. Структура этого соединения, установленная первоначально методами ЯМР *Н и 13С, была затем подтверждена встречным синтезом.

В спектре ЯМР |3С диацетата голост-9(11)-ен-ЗР,23-диола химические сдвиги С-19 и С-30 найдены равными 21.8 и 19,9 м.д., соответственно. При изменении положения двойной связи от 9(11) к 8(9) и далее, к положению7(8), происходит сдвиг сигнала С-19 сначала в сильное (-3.5 м.д.), затем в слабое поле (+5.3 м.д.). Таким образом, при переходе от спектра 4 к спектру 17 общий сдвиг этого сигнала составляет +1.8 м.д. Это явление не согласуется с тем, что мы наблюдаем в случае 7(8)- ненасыщенных изопимаровых производных (Таблица 1).

Как видно из таблицы при перемещении двойной связи из положения 9(11) в положение 7(8), сигнал С-19 сдвигается в сильное поле на величину около 6 м.д.

Эти данные можно объяснить, если считать, что генин 17 имеет 9р-Н -конфигурацию. В этом случае кольцо С принимает форму ванны и исчезает у — взаимодействие для С-19 со стороны С-11. Таким образом значение химического сдвига для С-19 около 24 м.д. в данном ряду соединений характерно для 9Р-Н -конфигурации. В случае а-конфигурации С-9 химический сдвиг С-19 был бы около 16 м.д.

В дальнейшем мы применяли этот признак для определения конфигурации при С-9 во всех, в том числе и неголостановых генинах и агликонах гликозидов голотурий.

Таблица 1. Химические сдвиги ангулярной метальной группы при С-10 в спектрах ЯМР |3С некоторых терпеноидных соединений.__

Соединения А(мд)

Ланост-9(11)-ен-Зр-ол 21.5

Подокарп-9(11)-ен 21.1

Ланост-8(9)-ен-Зр-ол 183

Подокарп-8(9)-ен 19 3

8(9)-Изопимаровая кислота 19.7

Подокарпан 14.3

Ланост-Зр-ол 13.9

Изопимаровая кислота (Д7'8^ Изопимарен-15,16-диол (Д71 •) 15.3

14.9

Для подтверждения 7(8) - положения скелетной двойной связи в генинах у которых спектр ЯМР "С содержал сигналы соответствующих углеродных атомов при ~ 120 и -146 м.д., а также их 9Р-Н конфигурации, мы подробно изучили спектр ЯМР 'Н голост-7,25-диен-'Зр-ола, минорного нативного генина гликозидов голотурии Сиситапа}аротса. Этот спектр показывал почти полное совпадение сигналов со спектром 23(8)-щетокси-голост-7,25-диен-ЭР-ола (18), за исключением сигналов, обязанных своим появлением очевидным структурным различиям , в боковой цепи. Из этого следовало, что этот генин имеет такую же циклическую' систему и расположение двойных связей как генин 18. Методом разностного декаллинга в дейгеробензоле удалось выделить в спектре генина ХАВРТ - систему для Н-5, Н-6а, Н-бр, Н-7 и Н-9. Для 9(11)- двойной связи спиновая система имела бы вид АВРТ (например, для генина с 9(11) - двойной связью, но с 8о-Н -конфигурацией). Измерением сигналов ЯЭО при облучении сигналов СН}-19, либо Н-9 подтвердили 9р-Н - конфигурацию.'

9Р-Н - Конфигурация у соединения 18, нативного генина голотурии ЗНекорш МогопоШш, была установлена также рентгеноструктурным анализом. Из изложенного выше следует, что генины 18,19, 21 и 22, из которых первый является нативным генином голотурии Аяйскорш шиШ;р.(1ш, а второй и третий ацетилированными по С-3 генинами голотурии Сиситапа]гаийШга, также имеют - конфигурацию.

2.4. Генины с 7(8), 9(11) -двойными связями

Положение сигналов атомов углеродов колец А и В в спектрах диеновых производных 23 - 28 определяли в соответствии с литературными данными по спектру ланост-7, 9(11)-диен-ЗР-ола . Положение сигнала С-12 (33.4 м.д.) в спектре 23 должно бьпь близко к его положению в спектре генина 5 (33.5 м.д), тогда какдля остальных соединений он должен находиться в более сильном поле из-за у- эффекта. гидроксильной группы при С-17 (от -4 до -5 м д.)

Сигналы углеродных атомов метальных групп относили селективной развязкой от протонов. При отнесении сигналов атомов углерода боковой цепи соединения 26 учитывали данные по спектрам ЯМР |3С 22-щдроксистероцдных производных.

Согласно литературным данным, эффекты гидроксильных групп на вторичные углероды в пятичленных циклах составляют +9 - +10 м.д. для циклопентановых производных и +10 - +13.5 м.д. для кольца Б в стероидах. Таким образом, химический сдвиг С-16 в спектрах соединений 8, 24 - 28 должен быть

между 33.0 и 37.7 м.д. Для углеродов 2,2-диметшггетрагидрофурана химический сдвиг для С-3 равен 38.4 м.д, а для С-4 - 26.2 м.д. Из сравнения спектров соединений 24, 26, 28 находим, что химический сдвиг С-24 в спектре 27 составляет 38.5 м.д, а С-15 - одному из двух значений 34.2 или 35.9 м.д. Для С-23 получаем значение 27.9 м.д.

области резонанса протонов сопряженных двойных связей, а спектр ЯМР 13С, среди . прочих, сигналы при 137.8(с), 13б,6(с), 124.5(д), 129.5(д) и 18.5(т) м.д. (таблица 2). Единственная структура с голостановым скелетом, удовлетворяющая этим условиям, это структура с 8(9), 11(12)- диеновой системой, поскольку сигнал метиленового углерода при 18.5 м.д. в голостановом скелете мог принадлежать только С-6. Таким образом, был установлен путь, по которому происходит описанная выше трансформация.

Таблица 2. Спектр ЯМР 13С соединения 30.

С-1 36.5 С-11 124.5 С-21 23.2

С-2 27.3* С-12 129.2 С-22 38.5

С-3 78.1 С-13 63.0 С-23 22.4

С-4 39.4 С-14 49.6 С-24 39.7

С-5 50.9 С-15 36.5 С-25 28.7

С-6 18.5 С-16 36.5 С-26 22.7

С-7 27.9* С-17 83.5 С-27 22.7

30. С-8 137.8 С-18 175.8 С-28 28.7

С-9 136.5 С-19 21.2* С-29 16.2 С-10 38.5 С-20 86.2 С-30 21.7*

2.5. Некоторые итоги изучения спектров ЯМР 13С генинов

гликозидов голотурий.

Перед тем как перейти к рассмотрению спектров > ЯМР ,3С гликозидов голотурий, мы полагаем полезным кратко резюмировать результаты изучения спектров их генинов.

Изучение спектров ЯМР ,3С ряда артефакгных генинов и сравнение их с агликонными частями спектров гликозидов позволило определить структуры нативных агликонов гликозидов голотурий семейства 8Искоро(Кае и отряда Беп^осИМа. Нативные агликоны этих гликозидов имеют 7(8) - двойную связь. В условиях кислотного гидролиза < она мигрирует в положение 8(9), а затем в положение 9(11). В аналогичных условиях агликоны с 1бр-ацетоксизаместигелем претерпевают перециклизацию с образованием 18-» 16-лактона(генин 11).

Нативный генин гликозцдов голотурии Жс/горш/арош'сш не был выделен в количестве, достаточном для снятия его спектра ЯМР |3С. Структура этого агликона (с 25(26)-двойной связью ) была определена непосредственно из анализа спектра самого гликозида (см. ниже). Был выделен генин 1, являющийся продуктом его трансформации в кислых условиях. Таким образом, была установлена общая схема этой трансформации.

Изучение структуры артефакгного генина (с 8(9), 11(12)-двойными связями), полученного при гидролизе гликозидов, имеющих, 12а-гидрокси-9(11)-еновый ■ фрагмент в нативных агликонах показало путь их трансформации в 7(8), 9(11) диены в условиях кислотного гидролиза.

Во всех ранее изученных нативных гликозидах голотурий агликоны содержат только два типа скелетных двойных связей: 7(8) либо 9(11). Для спектров генинов с 7(8)-двойной связью характерно наличие в области резонанса углеродов при двойной связи сигналов при 120 - 123 м.д.(С-7) и 144 - 147.7 м.д.(С-8). Ядро атома С-5 резонирует в области 47 - 48 м.д Наиболее фундаментальным различием между спектрами 18-» 16 и 18-» 20 - лакгонов является положение сигнала метиленового углерода С-12 в первом случае в области 19 - 20.5 м.д., во втором случае в области 29 - 32 м.д., наряду с высокопольными сигналами С-б и С-11. В обоих случаях присутствуют сигналы лактонного карбонильного углерода в области 179-180 мл

и С-13 при 53 - 59 м.д. Для безлактонных генинов с 7(8)-двойной связью сигнал этого углерода должен находиться примерно при 45 м.д.

Голостановые генины с 9(11)-двойной связью имеют химические сдвиги С-9 лежащие в диапазоне 151 - 152 м.д. и примерно 148 м.д для соединений с (18-* 16) лактоном. Диапазон химических сдвигов С-11 можно разделить на несколько поддиапазонов. Область 110 - 113 м.д. занимают химические сдвиги С-11 лактоносодержащих генинов. Область 115 - 119 м.д. - С-11 лактоносодержащих генинов, но с гидроксильным заместителем при С-12 и генинов без лактонов. Стереохимия этого заместителя устанавливается по величине его у-эффекга на химический сдвиг С-17. Для всех лактоносодержащих генинов с 9(11)-двойной связью химический сдвиг карбонильного углерода лежит в диапазоне 176 — 178 м.д., химический сдвиг С-13 находится в области 55 - 66 м.д. и химический сдвиг С-5 - в области 52.5 - 54 м.д. В спектрах безлактонных генинов имеется характерный сигнал С-18 метальной группы в области 15 - 17 м.д., а С-13 резонирует в диапазоне 45.5 - 46.5 м.д. Замыкание окисного цикла между С-16 и С-23 вызывает сдвиг сигнала С-20 в сильное поле к 78 - 79 м.д. и сигнала С-17 на 5 - 6 м.д. также в сильное поле.

Точное положение гидроксильных, ацетатных и кето-заместителей -устанавливается по их Р- и у-эффектам на химические сдвиги соседних углеродных атомов. Так, для 23-кетопроизводных характерно положение сигналов С-22, С-24 примерно при 52 мд., в отличие от 39 - 40 мд. для незамещенной боковой цепи. 16-Р-Ацетоксиэаместитель сдвигает сигнал С-17 на ~1м.д., а сигнал С-15 на ~ 13м.д. в слабое поле. В случае 23(5)-ацетоксизаместителя сигналы С-22, С-24 находятся при 44 - 45 м.д., С-25 - при -25 м.д., а не при ~28 м.д. Наличие кетогруппы в положении С-16 ведет к сдвигу сигнала С-17 к ~62 м.д. и С-15 к ~52 м.д.

3. Спектры ЯМР ,3С гликозпдов голотурий

В работах Сео С. с сотрудниками было показано, что сдвиги гликозилирования в агликоне зависят от конфигурации центра гликозилирования в агликоне, конфигурации С-1 гликозилирующего сахара и его абсолютной конфигурации и структуры агликона. В исследованных нами гликозвдах все сахара Р-1>- глюкозного типа, центр гликозилирования - Зр, стандартное строение кольца А, поэтому сдвиги гликозилирования носят универсальный характер и очень мало зависят от строения углеводной цепи: 11,0 - 10,8 м.д.(а-эффект С-3), -0.7- -1.5 м.д.(Р-эффект С-2), до 0.2 м.д.(Р-эффект С-4), до -0.5 м.д.(у -эффект С-5), до 0.4 м.д.(у-эффект С-29), до -0.6 м.д.(у-эффекг С-28).

По признаку строения агликонов все изученные до сих пор гликозиды голотурий можно разделить на две группы: с агликонам и с двойной связью 9(11), с агликонами с двойной связью 7(8). В свою очередь они подразделяются на группы: с агликонами с 18-» 20 лактоном, 18-» 16 лактоном и агликонами, не имеющим лактонного цикла. По признаку строения углеводной цепи гликозиды голотурий можно разделить на три группы: гликозиды с линейной углеводной цепью, гликозиды с углеводной цепью, разветвленной у первого моносахаридного остатка (во всех случаях - это Р-Б-ксилоза) и гликозиды с разветвлением у второго моносахаридного остатка (в подавляющем большинстве случаев - это р-О-хиновоза). Следует отметить, что во всех случаях ЯМР - спектроскопическое изучение строения углеводных цепей в той или иной мере сопровождалось их химическим и масс-спектроскопическим изучением, тогда как строение агликонов устанавливалось почти исключительно методами спектроскопии ЯМР.

В общей сложности нами были изучены спектры ЯМР ,3С более ста гликозидов голотурий. В этой работе описаны лишь спектры тех гликозидов, у

которых либо агликонная, либо углеводная части были новыми. Гликозиды же, у которых и углеводная, и агликонная части встречались ранее, но которые были тем не менее сами по себе новыми мало интересны с точки зрения спектроскопии ЯМР

3.1. Спектр ЯМР 13С астихопозида С нз голотурии АШекорт

maltifidus

Моносахаридный состав углеводных цепей гликозидов голотурий довольно ограничен и включает в себя р-Р-ГЛКЖОЗу, З-О-метИЛ-Р-Р-ГЛЮКОЗу, Р-Р-кСИЛ03у, 3-О-метап-р-Р-ксилозу и р-Р-хиновозу. Поэтому, подробно изучив спектр ЯМР "С одного достаточно сложного гликозида, можно было надеяться расшифровать на этой основе спектры широкого набора гликозидов. В качестве такого модельного гликозида нами был выбран астихопозид С из голотурии АПсИорт maltifidus (31), структура которого устанавливалась независимо химическими методами.

Спектр ЯМР 13С этого гликозида был расшифрован с помощью спектров прогенинов 31а-3^.

Сигналы в спектре углеводной цепи 31а относили используя спектры метил-Р-Р-ксилопиранозида и метил-Р-Р-хиновопиранозида, снятые в СзРзИ, и величины

и эффектов замещения, взятые из спектра метил ксилопиранозил Э-ксилопиранозида. Сигналы аномерных углеродов здесь и в дальнейшем относили селективной развязкой от протонов, используя факт сужения линий дублетов аномерных протонов при движении от первого моносахарида к периферийному. Однако такое отнесение было не всегда однозначным.

Значения химических сдвигов углеродов первого ксилозного и З-О-метил-глюкозного остатков в спектре прогенина31Ь взяли, соответственно, из спектра 31а и спектра р-метил-З-О-метил-Р-глюкопиранозида. Для химических сдвигов С 2, С'з, иС54приняли значения 73.4,87.7 и 69.1 м.д. исходя из рассчитанных 74.1,86.3 и 69.4 м.д. по величинам а (+8.2мд.)- и р (-0.5 и -1.5 М.Д.)—эффектов, взятых из спектра метил-Р-Р-ксилопиранозил-( 1 -> 3)-р-Ь-ксилопиранозида, Оставшиеся значения химических сдвигов хорошо согласовывались со значениями для 4-О-замещенного Р-хиновопиранозида: 105.5, 76.7, 76.3, 85.8, 72.1 и 18.4 м.д., рассчитанными из спектра метил -хиновопиранозида с помощью величин -эффектов, взятых

из спектра целлобиозы:+8.9, -1.5 и -1.3 м.д., соответственно.

13 п

и здесь не описаны.

: 31а

Химические сдвиги 106 9, 75.1, 76.2, 78.2 и 64.4 м.д. приписали углеродным атомам ксилозного остатка прогенина 31с, исходя из значений 106.0, 74.6, 76.1, 78.1 и 64.8 м.д., вычисленных на основе данных для метил-4-0-(Р-0-ксилопираиозил)-р-

Б-ксилопиранозида. После вычета сигналов 3-О-метилглюкозного остатка получили сигналы внутреннего глкжозного остатка. При этом сигнал С-1 этого глкжозного остатка имел сдвиг на -2 м.д. из-за у - взаимодействия с С-5 ксилозного остатка. Характерный сдвиг в сильное поле, аналогичный сдвигу в результате сульфатирования по С-4, испытывал также С-5 ксилозного остатка. После этого в спектре • прогенина 3Ы оставались неотнесенными только сигналы первого ксилозного остатка. Их идентифицировали используя данные по спектру метил-2,4-ди-0-(Р-1Э-ксилопиранозил)-Р-0-ксилопиранозида. Таким образом, отнесли все сигналы в спектре ЯМР |3С углеводной части астихопозвда С. Важно отметить, что химические сдвиги концевых 3-О-метилглюкозных остатков совпадали, так что в спектрах мы имели соответствующие сигналы двойной интенсивности.

Структуры углеводных цепей остальных гликозидов, линейных и с разветвлением у первого моносахаридного остатка, были предсказаны на основании анализа их спектров ЯМ? 13С, а затем получили химическое подтверждение.

3.2. Гликозиды с линейной углеводной цепью.

Стихопозиды А и В (32, 33) из голотурии Stichopus chloronotus являются самыми простыми с точки зрения строения углеводной цепи гликозидами голотурий. Строение углеводной цепи стихопозида А совпадает со строением углеводной цепи прогенина 31а астихопазида С. Соответственно, совпадают и углеводные части их спектров ЯМР "С. Отнесение сигналов в спектре стихопозида В провели по трезультатам отнесения в спектре 32 и литературным данным по углеводной части спектра р-0-глюкопиранозил-(1-» 2)-р-0-глюкопиранозного фрагмента сапонина даммаранового типа.

ОН

Впервые спектры ЯМР ,3С для сульфатированного голотурина В (34) из голотурии Н. Lencospilota Brandt были получены И. Китагавой с сотрудниками. В этой работе преведены спектры моноксилозида и моносульфата ксилозида голостанового агликона 34. Были определены эффекты сульфатирования по С-4 ксилозного остатка: +5.0 м.д. для С-4, -2.4 м.д. для С-3 и -2.6 м.д. для С-5. Наши поздние отнесения сигналов методами двумерной спектроскопии в спектрах гликозидов, содержащих этот углеводный фрагмент в качестве составной части, позволили уточнить положения сигналов С'э и С1« в сульфатированном биозиде и

С'| и С2! в десульфатированном. Эффекты гликозилирования ксилозного остатка Р-хиновозой по С-2 и эффекты сульфатирования по С-4 аддитивны с точностью до 0.8 м.д. (С-4).

В упоминаемой работе также ошибочно были отнесены сигналы атомов углерода агликонной части голотурина В (34). Это были сигналы атомов углерода С-1. С-15, С-16, С-19, С-21, С-23. С-24, С-27, С-29 и С-30.

ОН

Сигналы в спектрах теленотозидов А (35) и В (36) из голотурии Thelonota ananas относили следующим образом.

частью спектра прогенина 31Ь астихопозида С.

Углеводная цепь теленотозида В отличается от углеводной цепи теленотозида А заменой хиновозного остатка на глюкозный. Химические сдвиги этого остатка были вычислены из значений глюкозного остатка в спектре 33 с учетом сдвигов сигналов хиновозного остатка в спектре 35 по сравнению с их положением в спектре 32. Полученные таким образом значения для С22 - С2з: 76.2, 75.7, 81.0, 76.1 м.д., практически совпадали с экспериментальными.

Химические сдвиги сигналов С-1 — С-19, С-28 — С-30 в агликонной части спектра псевдостихопозида А (37) из голотурии Pseudostichopus Шскт с учетом

сдвигов гликозилирования совпадали с химическими сдвигами соответствующих сигналов в спектре генина 17. Химический сдвиг сигнала дополнительной кетогруппы (210.8 м.д.) указывал на ее расположение в боковой цепи, как наиболее вероятное. Сдвиги сигналов С-20 в слабое поле (89.3 мд.) и сигнала С-21 в сильное поле (24.6 мд.) позволяли интерпретировать их как Р- и у- эффекты и, таким образом, расположить кетогруппу при С-22. Аналогичные эффекты по сравнению с боковой цепью генина 20 наблюдались для С-23 и С-24. Структура охотозида 38 из Сиеитапа осйоГеиотбылаустановленаметодамидвумерной спектроскопии.

ОН

Сигналы в углеводной части спектра псевдостихопозида относили с помощью спектра его десульфатированного производного 37Ь и прогенина 37а, углеводные части спектров которых совпадали с углеводными частями спектров 35 и 32. Учет а-и Р- эффектов сульфатирования по С-4 первого ксилозного остатка привел к полной расшифровке углеводной части спектра псевдостихопозида.

Углеводная часть голотурина Аг (39) (голотурия Н. Floridana ) отличается от углеводной части 37 заменой второго ксилозного остата на глюкозный. Химические сдвиги углеродных атомов этого остатка определяли как в спектре 35 ксилозного остатка, исходя из спектра р-ламинарибиозы. Полученные таким образом значения, химических сдвигов С-2 - С-6 р-глкжозного остатка; 74.1,87.8,70.3,77.8 и 63.0 мд., соответственно, практически совпадали с экспериментальными.

Из двух вариантов строения боковой цепи при определении структуры агликона 19тдмариозцда в« из голотурии ЕиреМас1а_/тиЛиЪпх (41), определенных из спектра ЯМР 'Н и общих данных спектра ЯМР |3С: с двойной связью 22(23)Е и 23(24)Е выбрали второй вариант, так как в опубликованном спектре холеста-7Д2Е-диена сигнал С-24 находился при 42.0 мд В нашем случае аналогичный сигнал сдвигался бы на величину 4-5 мл. в слабое поле из-за Р- эффектагидроксильной группы при С-25. Присутствие же сигнала метиленового углерода при 41.6 м.д. в нашем спектре указывало на то, что это сигнал С-22 и, следовательно, в структуре агликона кукумариозида реализуется вариант с 23(24)Е - двойной связью.

Углеводная часть спектра кукумариозвда Gj (41) получается из углеводной! части спектра 39 заменой сигналов концевого моносахарида сигналами из спектра 3-О-метил-Р-метил-Р-ксилопиранозида. Т.о. для нее была предположена структура, аналогичная 39, но сконцевым З-О-метил-Р-О-ксилопиранозильным остатком.

Углеводная часть спектра кукумариозида G| (42) совпадала с углеводной частью спектра кукумариозвда G«, а структура агликона соответствовала генину 19.

Агликонная часть спектра неотионидиозида С (43) из голотурии Neothyomdim magnum содержала сигналы, характерные, с учетом сдвигов гликозилирования, для. скелетной части генина 18. Терминальное положение двойной связи в боковой цепи было определено сравнением химических сдвигов сигналов. боковой цепи со спектром гликозида из голотурии Stichopusjaponicus (см. ниже), Неотионидиозид С содержал две сульфатные группы в углеводной части. Углеводная часть спектра его десульфатированного производного совпадала с углеводной частью спектра 35. В то же время спектр самого гликозида интерпретировался на основании данных спектра 37, если учесть литературные эффекты сульфатирования глюкозного остатка по С-6. Сигнал С4« был сдвинугк 67.3 мх(+5.1 мд.), сигнал C4j - к 76.2 м.д.(-2.0 м.д).

Углеводная цепь псолюсозида А (44) основного тритерпенового гликозида из голотурии Р$о1ш/аЬпси, по данным химического анализа содержала два глкжозных остатка. В то же время сигналы Се этих остатков в спектре ЯМР |3С были сдвинуты в слабое поле на 5.1 м.д. (66.0 м.д.) по сравнению со спектром десульфатированного производного (60.9 м.д.), в то время как химические сдвиги ксилозного и хиновозного остатков в обеих случаях совпадали. Таким образом было сделано заключение о наличии двух сульфатных групп при С-6 в обеих глюкозных остатках.

Окончательно спектр псолюсозида был расшифрован в диметилсульфоксиде после снятия в этом растворителе спектров метилгликозидов соответствующих Сахаров и десульфатированного псолюсозида и использования инкрементов химических сдвигов из ранее расшифрованных углеводных частей спектров 39а и 32, снятых в пиридине.

Структура псевдостихопозида В (45) гликозида голотурии Pseudosticкopus ХгасИш была установлена методами двумерной спектроскопии и, соответственно, этими методами было сделано отнесение сигналов в спектре ЯМР ,3С. Гликозид имел необычное положение одной из сульфатных групп в углеводной цепи: при С-3

хиновозного остатка, а- и Р- Эффекты такого замещения в Р-глюкозе имели следующие значения: а - эффект на С-3 +8.5 мд., Р - эффект на С-2 «1.2 мд., р -эффект на СМ - 2.2 мд. Значения химических сдвигов С2э и С2< при аддитивности > эффектов гликозилирования и сульфатирования р-хиновозы равнялись бы 84.1 м.д, и 84.9 м.д., соответственно, в то время как в эксперименте эти химические сдвиги имели значения 81.7 м.д.и 79.4 м.д.. Таким образом, в соответствии с общей трактовкой неаддитивности эффектов замещения при вицинальном расположении* заместителей, можно полагать, что существует пространственное взаимодействие заместителей при С-3 и С-4 в хиновозном остатке. Кроме того, было зафиксировано смещение сигналов: С1: (-1.2 м.д), С21(-1.6 мл), С3| (-1.8 м.д.) по сравнению со спектром 37, что, видимо, свидетельствует об изменении конформаций вокруг гликозидных связей.

3.3. Гликозиды с разветвлением углеводной цепи у первого моносахаридного остатка

Углеводная часть спектра стихопозида D (46) из голотурии Stichopus chloronotus была расшифрована с помощью спектров прогенинов 46а (стихопозид В (33)), 46Ь (дезацетилированный теленотозид В (36)) и прогенина 46с, расшифровка спектров которых была описана нами ранее, а также спектральных данных для астихопозида С (31).

Из сравнения спектров 31 и 46 видно, что в спектрах олигосахаридных производных данной архитектуры С-4 — замещенный остаток глюкозы в спектре 46 имеет химический сдвиг CJ4 равный 80.9 мд., тогда как С^ - замещенный остаток хиновозы CJ4 в спектре 31 - 85.8 мд.

В бивитгазидах 47, 48 из голотурии Bochadshia argus моносахариды 1-4 такие же как в десульфатированном голотурине 39а. В соответствии с этим углеводные части их спектров получаются из углеводной части спектра 31 заменой сигналов второго ксилозного остатка сигналами соответствующего глюкозного остатка из спектра 39а. Отметим важное отличие углеводных частей спектров 47 и 48 от углеводной части спектра 31. При присоединении глюкозного остатка 3 к хиновозному химический сдвиг С-4 хиновозного остатка смещается к 87.1 м.д. в отличие от 85.8 м.д, (31), когда к хиновозному остатку присоединялся ксилозный остаток.

Спектр ЯМР "С стихопозида Е из голотурии Stichopus МогоиоШ (49), снятый в диметилсульфоксиде, был расшифрован с помощью спектров прогенинов 49а, 49Ь для расшифровки которых привлекались данные работы Р. Ковача по спектрам ЯМР 13С олигоксилозидов и целого набора спектров ранее изученных гликозидов и прогенинов (32,33,35,36) снятых в этом же растворителе.

Отнесение сигналов в скелетной части агликонов в спектрах голотоксинов А1 (50) и В( (51) из промысловой голотурии 8ис1юрш]аротсж проводилось на основе спектра 1 и спектра 2-мстил-1-гептена для боковой цепи в качестве модельного соединения. Тем самым была окончательно установлена структура нативного агликона гликозидов этой голотурии как агликона с терминальной двойной связью в боковой цепи.

Углеводная часть спектра голотоксина А) (51) совпадала с углеводной частью спектра 31. Спектр голотоксина В1 изучали в диметилсульфоксиде. Расшифровка этого спектра была осуществлена с помощью спектров прогенинов 51а и51 Ь и с привлечением тех же вспомогательных данных, что и при расшифровке спектра 49,

Химические сдвиги сигналов атомов углерода колец А и В, С-11, С-12, C-t9, С-28 - С-30 агликона курилозида А (52) из голотурии Duasmodactula kunlensis с учетом сдвигов гликозилирования совпадали с соответствующими сигналами в спектре генина 13. Следовательно, различия в их структуре были сосредоточены в кольце D и боковой цепи. Значение химического сдвига карбонильной группы 206.5 м.д. говорило о ее нахождении в боковой цепи. Химические сдвиги оставшегося метанового углерода (С-17) 66 0 м.д. и метиленового (С-15) 42.7 м.д. позволяли считать, что дополнительный кислородный заместитель находился при С-16, так как оба сигнала были сдвинуты в слабое поле по сравнению с их положением в спектре ланост-9(11)-ен-Зр-ола. На а-конфшурацию этого заместителя указывал химический сдвиг С-21 (30.9 м.д), близкий к химическому сдвигу С-21 в спектре 5а-прегаан-3,20-диона (31.4 мд.), в котором эта метальная группа испытывала у— взаимодействие с ß—Н у С-16. Эти заключения о структуре агликона были подтверждены спектроскопией ЯМР 'Н. Углеводная часть спектра десульфатированного курилозида (52 ») содержала сигналы, характерные для моносахаридов 1, 2, 5 и 6 астихопозида С (31) и сигналы концевого ß-глюкозного остатка. Окончательно спектр курилозида был расшифрован с помощью спектров прогенинов 52Ь и 52с. Углеводная часть спектра прогенина 52с совпадала с углеводной частью спектра прогенина 31с. Из спектра прогенина 52Ь следовало, что сульфатная группа была присоединена к С-6 одного из глюкозных остатков 4 или 5. Точное положение сульфатной группы было определено методами химического анализа.'

3.4. Некоторые итоги изучения спектров ЯМР 13С гликозидов

голотурий

Перед началом исследования структуры углеводной цепи гликозида методом ID спектроскопии ЯМР 13С, крайне полезно определить моносахаридный состав и десульфатировать его с тем, чтобы на финальном этапе исследования определить положение сульфатных групп путем сравнения спектров нативного и десульфатированного гликозида. В то же время методом 2D - спектроскопии удобнее изучать нативный гликозид. В соответствии с вышесказаннымным, диапазон химических сдвигов 107 - 60 м.д., занимаемый сигналами десульфатированного олигосахаридного фрагмента можно разделить на несколько областей и подобластей:

107 - 102 м.д. - область резонанса аномерных углеродных атомов моносахаридных остатков, из нее 103 - 102 м.д. - подобласть, где резонируют аномерные углеродные атомы моносахаридов, присоединенных к С-4 ксилозного остатка и С-2 второго моносахаридного остатка в гликозидах с разветвлением углеводной цепи по второму моносахаридному остатку (см. ниже);

88 - 85 м.д. - подобласть сигналов замещенных углеродов З-О-замещенных остатков глюкозы и ксилозы и 4-О-замещенных остатков хиновозы, причем при замещении хиновозного остака ксилозой химический сдвиг С-4 хинавозы равен ~85.8 м.д, при замещении глюкозой ~87.1 м.д.;

84 - 82 м.д. - подобласть резонанса С-2, 2-О-замещенных остатков моносахаридов;

81.5 - 80 м.д. - подобласть резонанса С-4, 4-О-замещенных остатков глюкозы;

78.5 - 74 м.д. - эта область представляет собой непрерывную цепь сигналов, перечислим их в порядке убывания: С-3 и С-5 концевых и глюкоз, С-3 концевых и 2-О-замещенных ксилоз, С-4 замещенных по С-4 ксилоз, С-2 и С-3 4-О-замещенных

ксилоз и хиновоз и глюкоз, С-2 концевой хиновозы и глюкозы, С-2 3-О-метил-глюкоз и ксилоз;

73 - 74 м.д. - подобласть резонанса С-2 3-О-замещенных остатков глюкозы и ксилозы, когда заместителем является моносахарид и С-5 концевой хинавозы;

72 - 69 м.д. - подобласть резонанса С-5 4-О-замсщенного остатка хинавозы, С-4 2- или 3-О-замещенных или концевых остатков ксилоз и глюкоз;

66 - 68 м д. - подобласть резонанса С-5 ксилозных остатков, когда нет заместителя в положении С-4. В случае сульфатированных гликозидов в эту область попадают также С-6 сульфатированных по С-6 глюкоз;

63.5 - 64.5 м.д. - подобласть резонанса С-5 4-О-замещенных остатков ксилоз, в том числе, когда при С-4 ксилозы находится сульфатная группа;

62 - 63 м.д. - подобласть резонанса С-6 глюкозных остатков;

61-60 м.д. - подобласть резонанса О-метильных групп моносахаридов;

18-18.5 м.д. - область резонанса С-6 хиновозных остатков.

Псолюсозид В, неголостановый тритерпеновый гликозид из голотурии рода Ряо1ш (83) содержал по данным химического анализа один ксилозный остаток и три' • глюкозных. Структура углеводгной цепи этого гликозида была предсказана по спектру его десульфатированного производного на основе вышеперечисленных правил. Положение сульфатной группы при С-6 одного из глюкозных остатков следовала из спектра нативного гликозида. Точное положение этой группы было определено масс-спектрометрически. Точное отнесение сигналов в спектрах было выполнено по спектрам прогенинов 53Ь - 53с1,

Вышеперечисленные правила позволили предсказать также структуры синаллакгозцдовВг (54), С (55), Аг (56) и В( (57) шзтпащш18упа11ас1е$по1ам!т. Структура синаллактозида В1 была предсказана с точностью до положений З-Оме-ксилозного и З-Оме-глюкозного остатков. Точное отнесение сигналов в их спектрах ЯМР 15С было сделано методами двумерной спектроскопии.

Существует обширная литература по эффектам гликозилирования в спектрах ЯМР "С дисахаридных фрагментах различных типов, входящих в состав олиго- или -полисахаридов и определения стереохимических факторов, влияющих на эти эффекты, таких как аномерная конфигурация гликозилирующего моносахарцда (а или р) и абсолютная конфигурация моносахаридных составляющих (Б или I .) и интерпретации этих эффектов, как возникающих от пространственного

взаимодействия протонов, причем изменение четного числа стереохимических факторов не влияет существенно на эффекты гликозилирования.

Нарушение аддитивности эффектов гликозилирования. в спектрах разветвленных олигосахаридов связано с наличием в дисахаридных составляющих олигосахарида, включающих моносахарид, находящийся в месте разветвления, иной конформации, чем в родоначальных дисахаридах, что является- проявлением пространственного взаимодействия заместителей. Обычно это происходит в разветвленных олигосахаридах, когда замещающие моносахариды находятся в вицинальном положении друг к другу.

В астихопозиде С (31) местом разветвления является первый ксилозный остаток и эффекты его замещения, как показал соответствующий анализ,

аддитивны. Наибольшее отклонение, наблюдаемое для С-3 (-0.8 мл), близко к экспериментальной ошибке измерения химических сдвигов, в спектрах олигосахаридов (0.5 м.д.). Следовательно, мы можем анализировать эффекты замещения в олигосахаридной цепи гликозида вплоть до первого ксилозного остатка. В таблице 3 приведены эффекты гликозилирования для дисахаридных составляющих углеводной цепи астихопозида С (31), определенные с помощью спектров его прогенинов, спектра гликозида (моносахарид 5) и спектра р-метил-Э-ксилопиранозида (моносахарид 3).

Эти эффекты наиболее информативны, когда гликозилируемый моносахарид имеет экваториальный протон, находящийся в р-положении к месту гликозилирования. В рассматриваемом гликозиде таким моносахаридом является замещенный по С-4 первый ксилозный остаток. Соответствующие эффекты гликозилирования совпадают с литературными и, следовательно, пространственное расположение глюкозного остатка 5 относительно первого ксилозного остатка такое, при котором Н-1 глюкозного остатка сближен с Н-5е и Н-4 ксилозного остатка.

Этим эффектам гликозилирования соответствует набор стереохимических факторов, который приведен в шестой колонке таблицы 3.

Оставшиеся дисахаридные фрагменты имеют (1-» 2), (!-• 3) ИЛИ (1-» 4) связи. Но и для них найдены закономерности в эффектах гликозилирования, позволяющие ассоциировать с этими эффектами определенный набор стереохимических факторов.

Эффекты гликозилирования для таких дисахаридных фрагментов, приведенные в таблице, близки к литературным и с ними могут быть ассоциированы соответствующие стереохимические факторы.

Поскольку в углеводной цепи астихопозида С все связи Р, данные таблицы 3 согласуются с тем, что все моносахариды углеводной цепи астихопозида С имели одну и ту же абсолютную конфигурацию D или L (так как изменение четного числа стереохимических факторов не влияет существенно на эффекты гликозилирования).

Таблица 3. Эффекты замещения в дисахаридных составляющих олигосахаридной цепи астихопозида С._

Дисахарид (связь) а-С/ а-CD P-C„*i Р-С.-1 Стереохим. Факторы

5-» 1 РО-4) +4.0 мл +7.5 м.д. -2.3 м.д. -1.8 мл р, D-D, (a, L-D)

2- 1 Р0-2) +6.6 м.д. +8.5 мл -0.3 мл -1.8 мл P. D-D, (а, L-D)

6-5 РО-Э) +6.6 м.д. +9.7 мл -2.0 мл -1.0 м.д. Р, D-D, (а, L-D)

3-2 ¡3(1-4) +S.4 мл +9.0 мл -1.7 м.д. -2.1 м.д. Р, D-D. (а, D-L, а, L-D, р, L-L)

4-3 РО-3) +6.5 мл +9.9 мл -1.9 мл -1.5 мл P.D-D, (а, L-D)

Небольшой, около -0.7 м.д., Р-эффект на С-2 при гликозилировании агликона по положению С-3, видимо, не связан с его у-взаимодействием с Н-1 ксилозного остатка, так как NOES Y - спектрами гликозида 38 и ряда других с пентасахаридной углеводной цепью (см. ниже) и таким же эффектом гликозилирования на С-2 была зафиксирована близость протона Н-1 первого ксилозного остатка к протону Н-3 и экваториальной метильной группе при С-4 (СНз-28).

Из литературы (работы С.Сео) известна зависимость эффектов гликозилирования от абсолютной конфигурации гликозилирующего сахара (D или L), его аномерной конфигурации (Р ИЛИ а) и конфигурации центра гликозилирования (S или R). Так, в случаях даммарандиола-I3 и метилолеанолата эффекты гликозилирования no-C-3(S) агликона Р-глюкозой имели следующие значения: С-Г ото. р-метилглкжозида (+1.4 - +0.9 м.д.), С-3(+10.8 - +10.5 м.д.), С-2(-1.2 - -1.7м.д.), С-4(+0.3 - +0.2 м.д.)- для D-глюкозы и

С-Г (-3.2 м.д.), С-3(+6.9 м.д.), С-2(-4.2 м.д.), С-4(-0.8 мл)- для L-глюкозы.

Имея в виду, что на эффекты гликозилирования влияет только ближайшее окружение мест гликозилирования, мы вычислили эффекты гликозилирования в спектре ЯМР |3С прогенина 31с и получили следующие значения: C'i(+0.8 М.Д.), С-3(S)(+10.6 мл), С-2(-1.6 мл), С-4(+0.3- +0.1 мл). Из этих данных видно, что полученные нами значения эффектов гликозилирования соответствуют D-ксилозе. Таким образом, спектр ЯМР С астихопозида С подтверждает тот факт, что все моносахаридные составляющие его углеводной цепи имеют D- конфигурацию.

Аналогичную работу мы провели с углеводной частью спектра десульфатированного псолюсозида для которого были доступны все

возможные прогенины и получили такие же результаты.

Зависимость эффектов гликозилирования от аномерной • конфигурации гликозилирующего сахара и абсолютной конфигурации обеих моносахаридов в определеннх случаях может быть использована для определения последовательности моносахаридных остатков. Однако для гликозидов голотурий это не является актуальным, так как в них все связи Р и все сахара Б. Па разнице а-эффектов гликозилирования С-4 Р-хиновозы Р-ксилозой и р-глюкозой можно было установить последовательность соединения этих моносахаридов только в соответствующем фрагменте олигосахаридной цепи. Поэтому мы, строго говоря, только предсказывали структуры углеводных цепей гликозидов голотурий по спектрам ЯМР С используя закономерности ее построения, очерченные выше. Однако это предсказание отнюдь не было бесполезным, так как позволяло наметить оптимальный путь химического изучения структуры углеводной цепи гликозидов.

3.5. Гликозиды с разветвлением углеводной цепи по второму

моносахаридному остатку

Строение боковой цепи агликона кукумариозцда С1 (58) было установлено главным образом методом ЯМР 'н спектроскопии.

Отнесение сигналов в циклической части агликона кукумариозцда Аг-2 (60) проводили исходя из спектра агликона 31 с учетом а,- Р- , и ^-эффектов карбонильной группы при С-15, взятых из сравнения спектров агликонов 50 (в СвИ^ и 47. Полученные таким образом химические сдвиги С-13, С-14, С-17 и С-30 (86.8,46.5,64.4 и 32.0 м.д) хорошо согласовывались с экспериментальными.

Расшифровка углеводной части спектров гликозидов этого структурного типа была выполнена с использованием спектров прогенинов 58а - 58с, полученных из кукумариозидов С| и Сг (58, 59) из голотурии Eupentactafraudatra и прогенинов 60а, 60Ь кукумариозида А2-2 из голотурии Cucumariajaponica.

Сигналы в спектрах прогенинов 58а, 58 Ь относили аналогично вышеописанному. Сигналы первого ксилозного остатка в спектре прогенина 60а также взяли из данных для углеводных цепей первого структурного типа. Сигналы концевого ксилозного остатка отнесли на основе частично релаксированных спектров прогенина, считая что углероды концевого моносахарида релаксируют медленнее углеродов внутренних моносахаридов. В результате получили химические сдвиги хиновопиранозильного остатка в спектре прогенина 60а. Из спектров прогенинов 58а, 60а и гликозида 32 вычислили химические сдвиги хиновозного остатка в спектре прогенина 58с считая вклады в химические сдвиги этого остатка от замещения по С-2 и С-4 аддитивными: С-1 102.6 м.д, С-2 84.5 м.д., С-3 75.6 МД, С-4 86.8 мд., С-5 71.1 м.д., которые были близки к наблюдаемым. В результате расшифровали углеводную часть спектра тетраозида 58с Затем, заменяя сигналы третьего глюкозного остатка сигналами соответствующих биозидов из-спектров.линейных гликозидов 39 и 41 получили углеводные части спектров гликозидов 58d и 60с.

Отнесение сигналов в спектре прогенина 60Ь делалось на основе экспериментов по селективной развязке от протонов (С1«), снятия серии частично релаксированных спектров и учета р-эффекгов сульфатирования ксилозы по положению Затем аналогично 60с отнесли сигналы в спектре

сульфатированного гликозида 60.

Заменой сигналов З-О-метил-глюкозного остатка сигналами глюкозного остатка получили углеводную часть спектра гликозида А4-2 (61).

Строение углеводной цепи кукумариозидов Ао-1, Ао-2 и Ао-3 (63, 64, 65) отличается от строения углеводной цепи Аг-2 заменой глюкозного остатка на ксилозный. Таким образом, углеводная часть их спектра и спектра их десульфатированных производных получается из углеводной части Aj-2 заменой сигналов 3-О-замещенной глюкозы на сигналы 3-О-замещенной ксилоза! из спектра

астихопозида С (31). Отмстим, что химический сдвиг С-4 хиновозы при этом равен 853 м.д., в отличие от 86.7 м.д, коща к С-4 хиновозы привязан глюкозный остаток

Строение агликона кукумариозвда Ао-1 (63) было установлено из сравнения агликонной части спектра кукумариозида со спектрами ЯМР 13 сииаптогенииа (9) и генина 20. Химические сдвиги сигналов углеродов циклической части совпадали с учетом сдвигов гликозилирования с химическими сдвигами • циклической части генина 20, а химические сдвиги углеродов боковой цепи с аналогичными сигналами в спектре синаптогенина.

Отнесение сигналов общей углеводной части в спектрах ЯМР ,3С трисульфатированных гликозвдов 66 - 70 (66, 67, 68 — кукумариозцды Ат-1, А7-2, АгЗ из Cucumariajapónica, 69 - кореозид А из Cucumaria koraiensis, 70 - фрондозид С из Cucumaria jrondosa ) было сделано на основании отнесения в спектре 60, учитывая сдвиги сигналов С-5 и С-6 глюкозных остатков при сульфатировании глюкозы по положению С-6.

Структуру агликона кореозвда А (69) установили путем сравнения его 13С спектральных' данных с- литературным спектром. ЯМР1 13С производного-абиеслактона (соединения с аналогичной циклической частью). Химические сдвиги, сигналов от С-1 по С-14, С-18, С-19 а1ликона,- с учетом сдвигов гликозилирования,' совпадали в пределах 1 м.д. с химическими сдвигами сигналов соответствующих углеродов в спектре этого соединения, тогда как химические сдвиги С-16, С-17, С-20 и С-21 были близки к положению аналогичных сигналов в спектре 5а-прегнан-3,20-диона (в пределах 1.5 м.д). Стереохимию при С-9 (9Р-Н) и С-17 (17а-Н) подтвердили измерениями ЯЭО.

Сравнение данных спектра ЯМР 13С для агликона 70 с аналогичными даннымидля ланост-9(11)-ен-Зр-ола позволило отнести сигналы С-1 - С-16, С-18, С-19, С-28 - С-30, что свидетельствовало об идентичности строения обеих соединений в области колец А, В, С и D. Наличие сигналов углеродов трехзамещенной двойной связи (121.7 и 133.3 мд.) и метильных групп при 18.1 и 26.0 м.д. говорило в пользу присутствия 24(25) - двойной связи и заместителя при С-22, так как сигнал С-24 был сдвинут в сильное поле из-за у - эффекта этого заместителя по сравнению с его

33 ГОС НАЦИОНАЛЬНАЯ БИБЛИОТЕКА СПтрвург

ОЭ ТОО кг

положением в спектре ланоста-8,24-диен-Зр-ола (125.2 м.д). Наличие второго четвертичного углерода при кислородном заместителе (76.4 м.д.) указывало на С-20 как место его привязки. Сдвиг сигналов С-21 и С-17 в сильное поле по сравнению с

их положением в спектре пентастерозида (26 2, 53.4 м.д.), гликозида с (20S),3p,20-дищпроланост-9(11)-еновым агликоном из голотурии РеШаШ ашШНя, также свидетельствовал о наличии заместителя при С-22 (у-эффекты), тогда как химический сдвиг С-20 указывал на С-22 - ацетатную группу: В в случае присутствия ацетатной группы при С-20 его химический сдвиг был бы не менее 84 м.д. (соединение 22).

Сигналы С-1 - С-12, С-14, С-15, С-18, С-19, С-28, С-29, С-30 агликона кальцигерозццовВи Сг (71, 72) изголотурииРеяГатегаса/сг^ега, с учетом сдвигов гликозилирования, были близки к соответствующим сигналам в спектре генина 22 с разницей в химических сдвигах, не превышающей 0.5 м д., тогда как сигналы С-13, С-16 и С-17 различались на 2.9, 1.5 и 13 мд., соответственно. Это позволило предположить, что различия в их строении сосредоточены у С-17. Последние три сигнала с 139.7,23.1 и 113.8 мд. соответствовали изопропенильному фрагменту. Мы провели ЯМР - спектроскопическую корелляцию между этим агликоном и генином

22 на ядрах 'Н с использованием метода разностного декаплинга и измерением эффектов Оверхаузера и, тем самым, полностью доказали его структуру.

В кальцигерозидах В и С;, в отличие от ранее изучавшихся в этом разделе гликозидов, концевой ксилозный остаток заменен нахиновозный или глюкозный.

Для правильного предсказания структуры их углеводных цепей по спектрам ЯМР 13С оказалось достаточным, как минимум, определить их углеводный состав. Точное"" отнесение сигналов в спектрах было сделано методами двумерной спектроскопии.

4. Применение времен спин-решеточной релаксации ядер углерода к установлению строения гликозидов

Первое упоминание в литературе о возможности применения времен спин-решеточной релаксации ,3С к установлению последовательности моносахаридов в стероидных гликозидах относится к 1977 году. Были измерены. времена спин-решеточной релаксации углеродных атомов молекулы строфантозида (73).

Из этих данных было видно, что времена спин-решеточной релаксации углеродов сахарных остатков возрастают при движении от агликона к концевому моносахариду, причем все Т|, принадлежащие метановым атомам углерода отдельно взятого - моносахаридного остатка примерно. одинаковы, так что каждое моносахаридное кольцо может быть охарактеризовано средней величиной где N - число водородных атомов, привязанных к углеродному атому, а Т - время релаксации отдельных углеродных атомов моносахарида.

Прежде чем применять упомянутые закономерности к анализу структуры изучаемых нами гликозидов, мы решили выяснить при каких достаточно общих условиях они должны выполняться. При вращении вокруг гликозидных связей связь

С - Н метанового углерода участвует в двух типах движений: вращательном и поступательном. Так как поступательное движение вклад в релаксацию не вносит, релаксирующий гликозид можно представить моделью, показанной на рисунке 3. В данном случае это - триозид. Моносахаридные кольца считаем абсолютно жесткими. Оказалось,- что теория релаксации подобных цепных систем хорошо разработана в литературе. Из этой теории следует, что обсуждаемые закономерности

Рис. 3. Модель релаксирующего линейного триозида в растворе.

Ч

А

выполнимы только, если метановые связи С - Н моносахаридного кольца имеют одинаковые направления в системе координат жестко связанной с рассматриваемым моносахаридным кольцом. Единственным типом моносахаридов, удовлетворяющим этим условиям, являются моносахариды (J-глюкозного типа. Таким образом, положение о том, что каждое моносахаридное кольцо в гликозидах может быть охарактеризовано одним временем релаксации, может выполняться, а может и нет в зависимости от вклада соответствующих угловых членов в общее выражение для времени релаксации, однако для моносахаридов глюкозного типа должно выполняться всегда.

Мы измерили времена релаксации в модельных гликозидах и прогенинах голотурий:моноксилозиде, биозиде 32, линейном 35 и разветвленном тетраозидах (74). Разветвленный татраозид имел углеводную цепь, аналогичную углеводной цепи прогенина31(1.

Из полученных данных было видно, что в случае монозида можно уверенно дифференцировать сигналы агликона и углеводной части, тогда как в случае биозида значения NTi первого ксилозного остатка и агликона совпадали, что, по-видимому, связано со смещением центра тяжести молекулы к углеводной цепи вследствие комплексообразования последней с молекулами пиридина Этим же по-видимому объясняется тот факт, что в случае тетраозидов наименьшее значение NTi имеет не агликонная часть, а первый моносахаридный остаток. Из этих данных видно также, что значения Tt позволяют разделить сигналы отдельных моносахаридов в случае биозида. В случае линейного татраозида 35 значения NTi второго и третьего моносахаридов совпадают. Для разветвленного тетраозида значения Т| дают возможность отличить сигналы внешних моносахаридов от сигналов внутренних моносахаридов. Таким образом, серия частично релаксированных спектров ЯМР "С гликозидов голотурий позволяет в определенных случаях относить сигналы к внешнему или к внутреннему моносахаридным остаткам.

Эти закономерности широко использовались нами при отнесении сигналов в спектрах прогенииов гликозида A¡*2 из Cucumaria japónica, о чем упоминалось ранее, определении вида концевого моносахарида в структуре улосозида А (75) -тритерпенового гликозида из губки Ulosa sp., отнесении сигналов ксилозных

остатков в спектрах 22,23-дегидро-хснрициозида Hj (76) и кульцитозида С| (77), выделенных из морских звезд.

Оценка относительных времен релаксации путем снятия серии частично релаксированных спектров применялась нами также для определения положения заместителей в олигосахарцдных цепях гликозцдов. Десульфатированный кукумариозвд Ai-2 из Cucumariajapónica (78), как следовало из сравнения его спектра ЯМР 13С и спектра десутьфатированного А4-2, содержал ацетатную группу (170.4,20.6 м.д.) присоединенную к одному из глюкозных остатков, так как один из сигналов С-б был сдвинут к 64.5 мд., а один из сигналов С-5 к 75.1 мд. Дезацетитлированный гликозид содержал сигналы С-6 глюкозных остатков при 62.2 и 62.6 м.д. Снятием частично релаксированных спектров определили, что терминальной глюкозе соответствует сигнал при 62.6 м.д., и именно ему соответствовали литературные сдвиги ацетилирования. Эти данные были затем подтверждены химически. Оценка времен релаксации на ацетилированном гликозиде могла бы не дать положительного результата, поскольку возможная меньшая подвижность вокруг связи С-5 - С-6 в ацетате по сравнению с незамещенным соединением могла бы уравнять времена релаксации С-6 глюкозных остатков. Последующий пример иллюстрирует это положение.

Из той же голотурии были выделены кукумариозцды Аз (79) и А«-2 (80). Их спектры ЯМР 13С были настолько близки, что не позволяли судить о том разные ли это гликозиды, хотя было ясно, что сульфатные группы находятся у первого ксилозного и у С-6 одного из глюкозных остатков. Таким образом, точное положение сульфатных групп было определено методами химического анализа. Из частично релаксированных спектров 79 следовало, что углеродные атомы с химическими сдвигами 64.7 M.a(C's) и 68.4 мд. имели значительно меньшие времена релаксации, чем атомы с химическими сдвигами 67.3 и 62.8 м.д., откуда следовало, что одна из сульфатных групп присоединена к С-4 первого ксилозного остатка. Однако в аналогичных спектрах 80 времена релаксации углеродов с

химическими сдвигами 62.8 и 68.3 м.д. в рамках используемого метода оказались примерно равными.

5. Спектры ЯМР 'Н и 13С полигидроксистероидов и их

гликозидов из морских звезд

Структуры полиокисленных стероидных соединений из морских звезд 76, 77, 81-115 определяли главным образом стандартной процедурой разностного декаплинга на ядрах 'Н. Гидроксильные заместители в этих соединениях, распологаются в положениях 3, 4, 5, 6, 7, 8, 15, 16 в скелете, так что разностным декаплингом можно было проследить всю цепочку соответсвующих протонов. Стереохимию заместителей определяли из значений КССВ соответствующих протонов. Химические сдвиги о-углеродных атомов в некоторых случаях определяли селективной развязкой от протонов.

С тем, чтобы можно было проводить предварительную оценку структуры агликонной части минорных количеств полигидрооксистероидных гликозидов по -одномерным протонным спектрам мы систематизировали данные о химических сдвигах ангулярных метальных групп стероидного ядра в зависимости от характера его замещения (Таблица 4). Другая характеристическая область, не перекрывающаяся с областью резонанса сахарных потоков 2.40 - 3.30 м.д., содержит сигналы Н-4(е) дм или Н-4(а) дд, Н-7(е) дд. Н-16 дг (для 15р - ОН замещения).

Из таблицы видно, что по этим немногим данным можно уверенно дифференцировать характер замещения в стероидном ядре.

Значительный диапазон изменения химических сдвигов ангулярных метальных групп в спектрах ЯМР 'Н полигидроксистероидных соединений зависимости от характера замещения скелета в дейтеропиридине связан с образованием комплексов молекул растворителя с гидроксильными группами.

Когда аксиальные гидроксильные группы в скелетной части молекулы были пространственно хорошо разнесены, наблюдалось примерно аддитивное смещение сигнала соответствующей метальной группы в слабое поле, когда нет - аддитивность нарушалась (например в случае замещений Зр,4р,6р,8,15а и Зр,4р,6а,8,15р, разница в химических сдвигах СНз-19 близка К нулю). Аналогичную картину мы имели в

Таблица 4 Области резонанса некоторых протонов стероидного ядра в зависимости от характера его замещения (м.д., отн. ТМС. Растворитель С$05М).

Характер замещения 6СНз-18 6СНз-19 5Н-4е(а) 6Н-7е 6Н-16

Зр,6о,15р -1.27 -0.93 3.04-3.05 3.04-3.05 -2.60

Зр,6р,15р -1.29 -1.45 -2.72 -2.58

Зр,бр,15а -0.76 -1.47

Зр,6а,8,15а 1.28-1.35 1.43-1.46 -3.15 -3.42

Зр,6а,8,15р -1.63 -1.39 -3.09 -3.00 -2.54

Зр,4р,6а,8,15р 1.62-1.59 1.82-1.85 -3.15 -2.62

Зр,4р(6р,8,15а 1.25 -126 - 1.82 -3.15

Зр.4р,бр,8,15а-0АС -1.16 -1.79 -3.16

ЗР,4Р,6Р,8,15Р • -1.55 - 1.80 -2.72 -2.43

Зр,6а,15р,1бр -1.27 -0.93 -3.04 -3.04

Зр,6а,(7о),8,15а,1бр 1.73-1.78 1.42-1.49 -3.00 -3.28

Зр,ба,8,15р.1бр 1.63-1.64 1.37-1.40 3.12-3.13 3.04-3.07

Зр,6р,8,15а,16р 1.75-1.77 -1.60 3.25-3.28

3 р,4 р,6а-050з,8,15 р, 1 бр -1.78 -1.49

Зр,4р,6а,8,15р,16р 1.63-1.64 1.83-1.86 -3.16

Зр,4р,бр,8,15а, 1 бр -1.70 -1.86 -3.19

Зр,5а,бр,15а 0.80-81 1.71-1.72 (-3.00) 2.78-2.80

Зр,5а,бр,15а,1бр -1.30 1.73-17.4 (-3.00) -2.83

Зр,5а,бр,8,15а 1.30-1.35 1.78-1.86 (-2.96) 3.13-3.17

кольце О для химического сдвига СНэ-18: добавление 1бр-замещения к 15р-замещению не влияло на химический сдвиг СНэ-18.

Возможны два объяснения отмеченных выше особенностей химических сдвигов. Первое состоит в образовании в растворе дейтеропиридина -короткоживуших комплексов с внутримолекулярной водородной связью, между парами аксиально расположенных гидроксильных групп, а также между гидроксильными группами 15Р и 16р. В этом комплексе только одна молекула пиридина является сдвигающей.

Второе вероятное объяснение состоит в отклонении гидроксильных групп от диаксиальности с метальными группами из-за скошенных пентановых взаимодей ствий. При 15р,1бр- замещении кольца О возможна деформация этого кольца в сторону конверта, при котором ориентированная гидроксильная группа при С-16 приближается к псевдоэкваториальному положению.

В спектрах полиоксистероидных соединений также можно выделить

характеристическую область резонанса метановых углеродных атомов стероидного скелета С-5, С-9, С-14 И С-17 45 — 66 мд, не перекрывающуюся с областью резонанса углеродных атомов углеводной части. Как и в предыдующем случае, по химическим сдвигам этих углеродных атомов можно было однозначно определить характер замещения в сероидном ядре.

Закономерности в спектрах ЯМР ,3С соединений 81-83 полностью соответствуют закономерностям, установленным К.Джерасси для моногидроксизамещенных стероидов. Однако для полизамещенного стероидного ядра эти закономерности выполняются только качественно. Но тем не менее из нашего изучения спектров ЯМР |3С полигидроксистероидных соединений (81-118) следовала правильность выбранных К.Джерасси основных стерических взаимодействий гидросильных групп взаимдействие, скошенное пентановое

взаимодействие) входящих в число таковых, определяющих химические сдвиги а-углеродных атомов в спектрах. Нарушение аддитивности химических сдвигов в дизамещенных соединениях трактовалось, как результат взаимодействия заместителей. В таблице 5 показаны химические сдвиги углеродных атомов кольца Э в спектрах соединений 98 и 114, вычисленные по правилам аддитивности.

Из приведенных данных для соединения 98 видно, что отклонение от аддитивности здесь особенно велики (-13.6 м.ддля углерода С-16 и -12.7 м.д. для С-15), вследствии почти заслоненного положения Р- гидроксильных заместителей.

Отклонение от аддитивности химических сдвигов углеродных атомов при 15а, 16р-замещении много меньше и составляют 1.7+0.3 м.д. для С-16 и 2.5+0.2 м.д. для С-15. Двугранный угол между этими заместителями равен примерно 101° (см. ниже) и приближается к углу 120°, при котором по литератуным данным по

производным норборнана и бицикло[2.2.2]октана, должна была наблюдаться аддитивность эффектов замещения.

Таблица 5. Сравнение вычисленных и экспериментальных химических сдвигов углеродов кольца Р в спектрах соединений 98 и 114 (м д)__

С Выч. 98 Эксп. 98 Выч. 114 Эксп. 114

С-13 43.8 42.8 45.6 44.2

С-14 59.5 599 61.9±0.3 61.1

С-15 82.1 69.4 87.2±0.2 84.7

С-16- 85.7 72.1 84.0±0.3 82.3

С-17 62.2 62.3 59.5 59.7

С-18 16.2 16.2 14.9 15.3

При установлении строения боковых цепей агликонов гликозидов также широко использовался < метод разностного декаплинга, однако установление строения 28-0- И 29-0- замещенных боковых цепей- было выполнено спектроскопией ЯМР "С.

Место привязки углеводной цепи к агликону устанавливали регистрацией эффектов Оверхаузера при облучении либо сигналов аномерных протонов Сахаров, либо протонов предполагаемого места привязки. В некоторых случаях это делалось по полученным нами эффектам гликозилирования (Таблица б).

. Во всех исследованных соединениях а— арабинофуранозильные остатки имели L-конфигурацию, Р-глюко - и ксилопиранозильные - D-конфигурацию. Р-Галактофуранозильные остатки также имели Б-конфигурацию, Стероидные агликоны, а также полигидроксистероиды имели конфигурацию.

Как видно из таблицы для тех случаев, когда были доступны соединения с обеими формами гликозилирующих Сахаров по одному и тому же положению фуранозной и пиранозной (случаи 3, 7, 8), а-эффекты для для Сахаров в фуранозной форме заметно меньше, чем для Сахаров в пиранозной форме. Так, для 24-0-гликозилирования, эта разница составляет в среднем 1.2 мд. Для 29- и 26-0-гликозилирования - примерно 1.8 м д. Эта разница в а—эффектах гликозилирования может быть использована в структурных исследованиях, когда имеется два места гликозилирования разными формами моносахаридов.

Эффекты гликозилирования в случаях 1 и 2 (Таблица 6) соответствуют набору стереохимических факторов конфигурация гликозидной связи,

D- абсолютная конфигурация моносахарида, 5- конфигурация С-3 агликона.

Зависимость от места привязки обнаруживает также химический сдвиг С-1 гликозилирующего сахара. Так для 29^- , 24-О- и 26-0- гликозилирования. химический сдвиг этого углерода у глюко- и ксилопираноз находится в пределах 104.5 - 104.9 м.д., тогда как для 3-0- гликозилирования он равен 102 8 м д.

Таблица 6, Эффекты гликозилирования в спектрах гликозидов из морских звезд в зависимости от места привязки углеводной цепи (м.д.). __

Тип замещения о-Эффекты Р- Эффекты Другие

1. С-3 Зр,6а,8,15р С-3 +7.3 С-2 -2.4 С-4 -4.9

2. С-3 Зр,4р,бр,8,15а С-3 +6.8 С-2 -2.1 С-4 -3.5

3. он ЧТ"зи [3^0 19.6 С-24 +6.8 для 85,77,91,92. +8.6 для 87,113,89. С-23 -3.3 С-25 -2.9 С-26, С-27 -1.0И+1.0

4. он - 18, [ 130.7 ]350 ' 49.0 С-24 +9.6 для 88,90. С-23 -3.1 С-25 -2.0 С-22 +2.3

5. 64.2 1___ОН 18-9 34.3 ¡47.5 „5 1 19.6 С-28 +4.9 для 103,108. С-24 -2.7

6. ш^ОН 20.8 "32.6 196 | 126.8 |29.1 1 '209 С-28 +5.9 для 105. С-24 -3.1 С-22 -2.0 С-23 -1.3

7. 34.3 19.0 34.0 , л /С1/ 18.3 ' 49.7 С-29 +5.0 для 104,111. +6.8 для 118. С-28 -3.0 С-24 -2.4

8. 14.6 20.7 1з9.9 «.7 0Н 1 47.6 С-26 +6.0 для 93. +7.8 для 119. С-25 -3.3 С-23 -1.0 С-24 -1.0

"О-З-ОМе-р-СТс

I I I ОН

он

6. Изучение конформации кольца D в некоторых полизамещенных стероидах методом спектроскопии ЯМР 'Н

Задачу установления конформации циклов в полициклических природных соединениях в основном решают с помощью рентгеноструктурного анализа. Однако для применения этого метода необходим монокристалл исследуемого вещества, который часто труднодоступен. Кроме того рентгеноструктурные данные не всегда адекватны для растворов исследуемых веществ. В прдолжение наших исследований структуры стероидных производных из морских звезд, мы решили более детально изучить конформацию кольца D в некоторых полигидроксистероидах. Этот интерес обусловлен тем, что в отличие от циклогексановых колец, циклопентановое кольцо более, подвижно в конформационном смысле. Как известно, конформации циклопентанового кольца могут быть описаны с помощью уравнения псевдовращения, которое имеет вид (1):

Фо=Ф|п cos (Р + 4nj/5), j = 0 -4 (1) где Ф) - торсионный угол в циклопентановом кольце, Фт - максимальный торсионный угол, достигаемый при псевдовращении, Р - фаза псевдовращения. Это уравнение было модифицировано к виду (2) на основании • • данных рентгеноструктурного анализа стероидов.

Ф, = Aj Фт cos +Р +4ij/5), (2) где - эмпирически подобранные параметры.

Из этого уравнения видно, что для определения всех пяти торсионных углов циклопентанового кольца стероидов и, следовательно, его конформации достаточно знать значения только двух параметров Фга и Р.

В кольце D стероидов псевдовращение составляет примерно 1/10 его 360° -ого пути вследствие сопротивления кольца D к изменению торсионного угла Фо (1713-14-15) (РИСУНОК 4).

Рис. 4. Диапазон изменения конформации кольца D в стероидах в зависимости от фазы псевдовращения.'

и »

15 16 » 17 15 !«/\!7 15 I4/l6\17

▼ с » 13т 13ц

ь14 14 Т|4 а

Р= -18° Р=0° Р=+18°

(а) (Ь) (с)

Замещения кольца D в полигидроксистероидах вносят барьеры, несимметричные относительно форм (а), (b) и (с) и, следовательно, действительный энергетический минимум кольца D соответствует некой промежуточной конформации, вид которой определяется природой и положением заместителей и трансмиссионными эффектами. В то же время единственным источником информации о конформации кольца D в наших объектах в растворе являются вицинальные протон-протонные КССВ, связь которых с геометрическими параметрами описывается обобщенным уравнением Карплуса (3). J(H-H) = Pi cos1 Ф + Р2 cosФ + Рз + 21 Д»{Р< + Pj cosJ й Ф + Р4| ДЬ |)} (3)

где Ф - протон-протонный торсионный угол,

Р| - Рб - эмпирически подобранные параметры для фрагментов СН-СН или СНг-СН, последний член уравнения описывает зависимость 1(Ы-Ы) от вида и ориентации а - заместителей и вида Р - заместителей, суммирование ведется по всем а - заместителям.

Идея нашего исследования состоит в том, чтобы с помощью подходящего силового поля (например, ММ2) рассчитать конформацию молекулы, обладающую наименьшей энергией в газовой фазе. Из этой конформации взять только связь между Н-Н торсионными углами и эндоциклическими С-С углами пятичленного цикла. Затем, используя экспериментальные Н-Н углы, определенные из уравнения (3), с помощью уравнений (2) найти параметры псевдовращения Р и Фт и, таким образом, определить «экспериментальную» конформацию пятичленного цикла в растворе.

В качестве объектов исследования мы взяли стероидные пол иолы 97 и 106, в которых были определены конфигурации ассиметрических центров в боковой цепи.

На рисунке 5 приведены геометрические параметры рассчитанных по ММ2 структур 97 и 106

Рис. 5. Геометрические параметры структур 97 и 106 рассчитанные по ММ2.

97. 106.

Замечательной особенностью ММ2- структуры 97 является наличие кооперативной системы водородных связей Он - Н—Oj - Н—О« - Н—О4 - Н—Оз с расстояниями между кислородами 2.80, 2.79, 2.75 и 2 64А, соответственно в газовой фазе. Внутримолекулярная водородная связь Оц - Н—О» обнаружена также в рентгеновской структуре щдрата (248)-24-0-[2,4-ди-0-метил-р-1>ксилопиранозил-(1-* 2)-а-Ь-арабинофуранозил]-5а-холестан-Зр,4р,6а,8,15Р,24-гексаола (77),

соединения со сходной структурой. Приведенные ниже на рисунке 6 геометрические параметры кольца D рентгеновской структуры 77, также обнаруживают близость с рассчитанными по ММ2 параметрами для 97.

Рис. 6. Геометрические параметры кольца D в рентгеновской структуре 77.

В таблице 7 приведены значения Н-Н - торсионных углов структур 97 и 106 рассчитанные по уравнению 3.

1 При расчете Н-Н - торсионных углов для соединения 97 не учитывалась КССВ 1(15(1, 16а), поскольку, как было показано в литературе, для конформации кольца Б, близких к конформации С(13) - конверта, наблюдается селективное

уменьшение этой КССВ за счет пространственного взаимодействия атомных орбиталей, что конечно не учитывается в уравнении 3.

Таблица 7. Значения экспериментальных Н-Н - торсионных углов дня соединений 97 и 106 (град)._

Ф 14а, 15а 14а, 15р 15а, 16р 15Р, 16а 160,17а 16а, 17а

97. -34.8 108.3 150.9 32.8

106. -162.8 125.9 25.2

Параметры Р и Ф„, определяющие искомые конформации, были найдены путем решения следующих уравнений:

-34.8° =-9.7°+ 1.001 Фш cos (Р-144.8°) -108.3° = -118.3° + 1.001 Фи cos (Р + 72.3°) 150.9°= 126.8°+ 1.002 Фш cos (Р- 71.5°) 32.8° = 8.1°+ 1.002Фиcos(Р-71.50), . для структуры 97 и

-162.8° = -127.3° + 1.001 Фш cos (Р - 144.8°) 125.9 = 119.7° + 1.001 Ф™ cos (Р + 72.3°) 25.2 = 9.7°+ 1.002 Фш cos (Р-71.5°), для структуры 106.

Путем несложных математических преобразований эти уравнения привели к виду 4.

yi = а + b Xj (i = 1 - 4,3), (4) коэффициенты в которых а = Фш cos Р и b = Фт cos Р

определили по методу наименьших квадратов. Параметры Ф, и Р нашли из соотношений: Фш = (а2 + bJ)1/2, Р = arctg (-b/a).

Полученные данные приведены в итоговой таблице 8 и на рисунке 7.

Таблица 8. Сравнение экспериментальных и рассчитанных данных для соединений

97 и 106.

97. 97. 97. 106. 106. 106.

Н-Н J набл. JMM2 J выч. J набл. JMM2 J выч.

14а, 15а 5.5 4.5 3.8

14а, 15Р 10.5 10.9 9.5

15а, 16Р 1.9 2.5 2.1

15Р, 16а 2.0 3.0 2.2

16Р, 17а 9.9 9.7 9.8.

16а, 17а 7.6 7.9 7.8- 7.2 7.2 7.0

Р (град) 11.9 9.2 0.4 6.4

Фт (град) 45.3 50.6 47.6 39.0

Ср.Кв.Откл. 0.85 0.60

Рис. 7. Экспериментальные геометрические параметры кольца D в соединениях 97 и 106.

97. 106.

Обсуждение полученных результатов. Экспериментальные результаты были получены в растворе дейтеропиридина, который несомненно образует комплексы с гидроксильными группами стероидного ядра, в том числе с щцроксильными группами кольца Б. С этой точки зрения не является неожиданным тот факт, что экспериментальная конформация кольца Б в случае соединения 106 сильнее отличается от рассчитанной в газовой фазе, чем это имеет место в случае 97 (ср. параметры псевдовращения в таблице 8).

Согласие между вычисленными и наблюдаемыми КССВ на удивление хорошее, если иметь в виду низкую точность измерения КССВ (0.5 Гц) и приближенный характер уравнений 2 и 3. Другим источником расхождения в КССВ может быть не учет локальных минимумов энергии при расчетах по ММ2. Однако этот источник ошибок кажется нам не очень важным по крайней мере для структуры 106, в которой кольцо Б более замещено, в свете малых различий в точности измерения КССВ и средне-квадратичного отклонения. Из этого следует, что в локальных минимумах энергии, мало отличающихся от глобального, в изученных соединениях кольцо Б имеет ту же или почти ту же конформацию, что и в глобальном минимуме.

Таким образом в растворе дейтеропиридина в обеих случаях, кольцо Б имеет, в общем, конформацию ,3Тн - полукресла, искаженного в сторону 13Е - конверта, причем это искажение в структуре 97 более выражено, чем в структуре 106.

Наш подход привел, таким образом, фактически к тем же выводам, которые были получены из ренгеноструктурных данных для соединения 77, у которого кольцо Б имеет замещение, аналогичное 97, а моносахаридные заместители удалены от кольца Б и, по-видимому, мало влияют на его конформацию.

Среднее отклонение торсионных углов в ММ2 конформации кольца Б от ретгеновской составляет 3 8°, тоща как в экспериментальной конформации это отклонение составляет 2.1°. Таким образом, мы приблизились к рентгеновской конформации, но не достигли ее. Так, впрочем, и должно быть, ведь конформации в кристалле и в растворе должны быть несколько различны.

7. Выводы

1. Впервые изучены спектры ЯМР 13С ряда тритерпеноидов голостанового ряда с 9(11)-, 8(9)-, 7(8)- и 7(8), 9(11)- двойными связями в скелете. Проведено полное отнесение сигналов в спектрах ЯМР 13С этих тритерпеноидов, являющихся генинами гликозидов голотурий и образующимися при их кислотном гидролизе. Определены спектральные характеристики, позволяющие отличать нативные генины от артефактных. Результатом этого изучения явилось обнаружение в нативных агликонах гликозидов целого ряда видов голотурий наличия 7(8)- двойной связи в их скелетной части, легко мигрирующей в кислых условиях в положение 8(9) и далее в положение 9(11) Определены спектральные характеристики для этой двойной связи и конфигурации С-9 углеродного атома в агликонах с 7(8)- двойной связью.

2. Обнаружены гликозиды с агликонами, имеющими 18 -> 16- лактонный фрагмент. Спектральные характеристики для такого фрагмента, определенные первоначально для генина позволили идентифицировать эти структурные фрагменты в агликонах гликозидов. 18 -> 16- Лактонный фрагмент был найден в агликонах гликозидов целого ряда видов голотурий.

3. Определены спектральные характеристики агликонов с 9(11) - двойной связью гликозидов голотурий. Окончательно доказана структура кислотолабильного нативного агликона гликозидов промысловой голотурии ЗНекорш }аротсш, как агликона с терминальной двойной связью в боковой цепи. Таким образом, была

установлена общая схема трансформации этих агликонов в 25-гидроксипроизводные в условиях кислотного гидролиза гликозидов.

4. Обнаружена и определена структура промежуточного генина с 8(9), 11(12) -двойными связями, образующегося при трасформации 12а-гидрокси-9(11)-еновых генинов в 7(8), 9(11)-диеновые в кислых условиях. Полученные данные показывают, каким путем идет трансформация нативных агликонов. Для этого же типа агликонов с гидроксильным заместителем при С-17 определена S-конфигурация С-20 ассиметрического центра.

5. По спектрам ЯМР 13С в гликозидах ряда голотурий обнаружены агликоны, не содержащие лактонного цикла и агликоны с укороченной боковой цепью. Определены спектральные характеристики таких агликонов.

6. Расшифрованы спектры ЯМР 13С углеводных цепей ряда модельных прогенинов гликозидов. Полученные данные позволили нам интерпретировать углеводные части спектров многих нативных гликозидов и определить спектральные характеристики, позволяющие предсказывать структуры для новых соединений принадлежащих ко всем типам изученных гликозидов голотурий: биозидов, тетраозидов, пентаозидов, гексаозидов.

7. Измерены времена релаксации углеродов у ряда гликозидов известного строения и определены общие условия для применения этого метода к определению как общих структурных черт углеводных цепей, так и местоположения ацетатных и сульфатных заместителей в углеводной цепи пентаозидов с разветвлением у второго моносахаридного остатка

8. Методами ЯМР 'Н И "С охарактеризованы структуры 40 полиокисленных соединений из морских звезд. Полученные данные систематизированы с тем, чтобы можно было определять структуры минорных количеств этих соединений по одномерным спектрам. Показано, что закономерности в спектрах ЯМР 13С установленные ранее для моно и дигидроксистероидов в спектрах этих полизамещенных соединений выполняются только качественно.

9: Обнаружена неаддитивность влияния пространственно сближенных гидроксильных групп на химические сдвиги ангулярных метальных групп в спектрах ЯМР Н полигидроксистероидов в растворе пиридина. Для двух полигидроксистероидов из морских звезд Crossasterpappopus и Henricia derjugini комбинацией расчетных и экспериментальных методов предложены конформации кольца D в растворе. Показана применимость данного подхода к изучению конформации кольца D в полизамещенных стероидных соединениях.

Основные публикации по теме диссертации

1. СтоникВ.А., Шарыпов В.Ф., Калиновский А.И., Еляков Г.Б. Строение нативных генинов и миграция двойной связи в тритерпеновых гликозидах голотурий семейства Stichopodidae //Доклады АН СССР. 1979. Т. 245. №5. С. 1133-1134.

2. Калиновский А.И., Шарыпов В.Ф., Стоник В.А., Дзизенко А.К., Еляков Г.Б. Спектроскопия ЯМР 13С агликонов гликозидов голотурий // Биоорган, химия. 1980. Т. 6. №1. С. 86-89.

3. Калиновский А.И., Шарыпов В.Ф., Стоник В.А.. Еляков Г.Б. Структура нативного агликона стихопозида А из голотурии Stichopusjaponicus Selenka // Биоорган, химия. 1980. Т. 6. №6. С. 951-952.

4. Еляков Г.Б., Калиновская Н.И., Калиновский А.И., Стоник В.А., Кузнецова Т.А. // Новые голотуриногенины голотурина Bj из Holothuria Jloridana II Химия природн. соедин. 1982. № 3. С. 323-327.

5. Олейникова Г.К., Кузнецова ТА, Иванова Н.С., Калиновский А.И., Ровных Н.В., Еляков Г.Б. Новый тритерпеновый гликозид- голотурии Ai из карибской голотурии сем. Holothurhdae ИХимия природы, соедин. 1982. № 4. С. 464-469.

6. Стоник ВА, Мальцев И.И., Калиновский А.И., Конде К., Еляков Г.Б. Два новых тритерпеновых гликозида из голотурий сем. Stichopodida IIХимия природн. соедин. 1982.№2.С.194-199.

7. Калиновский А.И., Шарыпов В.Ф., Афиятуллов Ш.Ш., Кузнецова ТА., Стоник ВА, Еляков Г.Б. Изучение некоторых юпросов стереохимии агликонов гликозвдов голотурий методом спектроскопии ЯМР 1 С // Биоорган, химия. 1983. Т.9. №6. С. 1558-1564.

8. Кича АЛ., Калиновскийн А.И., Левина Э.В., Стоник ВА, Еляков Г.Б. Полищдроксилированные стероиды из пищеварительных органов морской звезды. Patiriapectimfera. ТТБиоорган, химия. 1983. Т. 9. №7. С. 975-977.

9. Kicha AA, Kalinovsky A.I., Levina E.V., Stonik VA, Elyakov G.B. Asterosaponin Pi fiom the starfish Patinapectinifera.ilTetrahedron lett. 1983. V. 24. №36. P. 3893-3896.

10. Сметанина О.Ф., Калиновский А.И., Кузнецова ТА, Стоник ВА, Еляков Г.Б. // Новые генины гликозидов из карибской голотурии Parationa. II Химия природн. соедин. 1983. № 1. С. 64-68.

11. Калиновский А.И., Авилов СА, Степанов В.Р., Стоник ВА Курилогенин-новый генин из гликозидов голотурии Diasmodactyla kunlensis II Химия природн. соедин. 1983. № 6. С. 723-727.

12. Афиятуллов Ш.Ш., Стоник В А., Калиновский А.И. Кукумариогенин из гликозидов голотурии Cucumariafraudatrix ИХимия природн. соедин. 1983. № 1, С. 59-64.

13. Калиновский А.И., Мальцев И.ИАнтонов АС., Стоник ВА Изучение структуры гликозидов голотурий методом спектроскопии ЯМР 13С. // Биоорг. химия.

1984. Т. 10. №12. С. 1655-1663.

14. Maltsev I.I., Stonik VA, Kalinovskv A.I., Elyakov G.B. Tiiterpene glycosides from sea cucumber Stichopusjapomcus Selenka.// Сотр. Biochem. Physiol. 1984. V. 78B. №2. P. 421-426.

15. Кича АА, Калиновский А.И., Стоник ВА Полигидроксилированные стероиды из морской звезды Patiriapectimfera. ЛХимия природн. соедин. 1984. № 6. С. 738741.

16. Кича АА, Калиновский А.И., Левина Э.В., Андриященко П.В. Кульцитозид d из морских звезд Culcita novaegumale и Linckiaguildingi. If.Химия природ ы, соедин.

1985. №6. С. 801-804.

17. Кича АА, Калиновский А.И., Левина Э.В., Рашкес Я.В., Стоник ВА., Еляков Г.Б. Новый стероидный гликозид из морской звезды Patiria pectimfera II Химия • природн. соедин. 1985. № 3. С. 356-361.

18. Калинин В.И., Калиновский А.И., Стоник ВА Структура псолюсозида А-основного тритерпенового гликозида из голотурии Psolusfabriai ЛХимия природн. соедин. 1985. № 2. С. 212-217.

19. Шарыпов В.Ф., Калиновский А.И., Стоник ВА, Авилов СА, Еляков Г.Б. Выделение нативных агликонов из тритерпеновых гликозидов тихоокеанской голотурии Cucumariajaponica ЛХимия природн. соедин. 1985. № 1. С. 55-59.

20. Кузнецова ТА., Калиновская Н.И., Калиновский А.И., Еляков Г.Б. Строение синаптогенинина В- артефактного агликона гликозидов голотурии Synapta maculate //Химия природн. соедин. 1985. № 5. С. 667-670.

21. Кича АА, Калиновский А.И., Андриященко П.В., Левина Э.В. Кульцитозиды Сг и С3 из морской звезды Culcita novaeguineae ТТХимия природн. соедин. 1986. № 5. С. 592-596.

22. Капустина И.И., Калиновский А.И., Полоник С.Г., Стоник ВА Новые астеросапонины из морской звезды Distolasterias троп II Химия природы. соедин. 1987. №2. С. 250-254.

23. Левина Э.В., Калиновский А.И., Андриященко П.В., Кича АА. Стероидные гликозиды из морской звезды Echinaster sepositus ИХимия природн. соедин. 1987. № 2, С. 146-249.

24. Афиятуллов Ш.Ш., Калиновский А.И., Стоник ВА Структура кукумариозидов C1 и С2 - Даух новых тритерпеновых гликозидов из голотурии Eupen tactafraudatrix II Химия природн. соедин. 1987. № 6. С. 831-837.

25. Калинин В.И., Калиновский А.И., Стоник ВА Онекотаногенин- новый тритерпеновый гении из голотурии Psolusfabncii ЛХимия природн. соедин. 1987. № 5. С. 674-678.

26. Калиновский А.И. Изучение структуры гликозидов голотурий с помощью времен релаксации T1 углеродов // Химия природн. соедин. 1988. № 4. С. 605-606.

27.Калинин В.И., Калиновский А.И, Афиятуллов Ш.Ш. Тритерпеновые гликозиды голотурии Eupentactapseudoqumquisemita IIХимия природн. соедин. 1988. № 2. С. 221-225.

28. Кича АА, Калиновский А.И, Стоник ВА Стероидный гексаол из Crossaster papposus I/Хивмш природн. соедин. 1989. № 3. С. 532-433.

29. Кича АА., Калиновский А.И., Стоник ВА Стероидные гликозиды из морской звезды Crossasterpapposus ЛХимия природн. соедин. 1989. № 5. С. 669-673.

30. Калинин В.И., Калиновский А.И., Стоник ВА, Дмитренок П.С., Елькин Ю.Н. Структура псолюсозида В- неголостанового гликозида из голотурий рода Psolus II Химияя природн. соедин. 1989. № 3. С. 361-368.

31. Авилов СА, Калиновский А.И. Новый тритерпеновый агликон из голотурии Diasmodactylq kunlensis ИХимия прирдн. соедин. 1989. № 3. С. 359-361.

32. Калинин В.И., Стоник ВА, Калиновский А.И., Исаков В.В. Структура псевдостихопозида А- основного тритерпенового гликозида из голотурии Pseudostichopus trachus ИХимия природн. соедин. 1989. № 5. С. 678-683.

33. Кича АА, Калиновский А.И., Стоник ВА Минорные полиоксистероиды из морской звезды Crossasterpapposus ИХимия природн. соедин. 1990. № 2, С: 218-221.

34. Авилов СА., Калиновский АИ.,Стоник ВА Новый тритерпеновый гликозид из голотурии Neothiomdium magnum //Химия природн. соедин. 1990. № 1. С. 53-57.

35. Авилов СА, Стоник ВА, Калиновский А.И. Строение четырех новых тритерпеновых гликозидов из голотурии Cucumaria japonica II Химия природн. соедин. 1990. № 6. С. 787-793.

36. Авилов СА, Калинин В.И., Калиновский А.И., Стоник ВА Кукумариозид G2-минорный тритерпеновый гликозид из голотурии Eupentacta fraudatrix. II Химия природн. соедин. 1991. № 3. С. 438-439.

37. Авилов СА, Калиновский А.И., Стоник ВА Два новых тритерпеновых гликозида из голотурии Duasmoductyla kunlensts. ИХимия природн. соедин. 1991. № 1.С. 221-226.

38. Калинин В.И., Авилов СА, Калиновский А.И., Стоник ВА, Мильгром Ю.М., Рашкес Я.В. Кукумариозид Gf новый тритерпеновый гликозид из голотурии Eupentacta fraudatrix //природн. соедин. 1992. № 6. С. 691-694.

39. Дроздова ОА, Авилов СА, Калиновский А.И., Стоник ВА Новый ацетилированный гликозид из голотурии Cucumaria japonica II Химия природн. соедин. 1992. № 5. С. 590-591.

40. Кича АА., Калиновский А.И. Выделение лавиусколозида G из морской звезды Неппсш derjugmi и коррекция структуры эхинастерозидов Bt и В2 // Химия природн. соедин. 1993. № 4. С. 619-620.

41. Кича АА, Калиновский А.И., Иванчина Н.В., Стоник ВА Стероидною гексаолы из морской звезды Solaster dawsoni vernll II Известия АН. Сер. хим. 1993. № 5. С. 980-982.

42. Дроздова OA, Авилов СА., Калиновский А.И., Стоник ВА, Мильгром Ю.М., Рашкес Я.В. Новые гликозвды из голотурии Cucumaria japonica II Химия природа, соедин. 1993. № 2. С. 242-248.

43. Дроздова OA, Авилов СА, Калиновский А.И., Стоник ВА, Мильгром Ю.М., Рашкес Я.В. Трисульфатированные гликозвды из голотурии Cucumaria japonica II Химия природн. соедин. 1993. № 3. С. 369-373.

44. Кича АА., Калиновский А.И., Горбач Н.В., Стоник ВА Новые полигвдроксистеровды из дальневосточной морской звезды Henricia sp. II Химия природа, соедин. 1993. № 2. С. 249-253.

45. Кича АА., Калиновский А.И., Стоник ВА Стероидные гликозвды из морской звезды Crossasterpapposus ИХимия природа, соедин. 1993. № 2. С. 257-260.

46. Антонов А.С., Калиновский А.И., Стоник ВА, Евтушенко Е.В., Еляков Г.Б. Структура улосозида А, нового тритерпенового гликозида из губки Ulosa sp. II Известия АН. Сер. хим. 1994. № 7. С. 1326-1329.

47. Кича АА., Калиновский А.И., Иванчина Н.В., Елькин Ю.Н., Стоник ВА Полигвдроксистеровды из дальневосточной морской звезды Ctenodiscus crispatus. II Известия АН. Сер. хим. 1994. № 10. С. 1821-1825.

48. Кича АА, Калиновский А.И., Стоник ВЛ. Новый высокощдроксилированный стероидный гликозид из морской звезды Leptasteriaspohris acervata. IIИзвестия АН. Сер. хим. 1995. № 6. С. 1164-1165.

49. Avilov S.A., Kalinovsky AI., Kalinin V.I., Stonik VA, Riguera R., Jimenez C. KoieasideA- a New Nonholostane Triterpene Glycoside from Sea Cucumber Cucumaria koraienses ///./Nat. Prod. 1997. V. 60. №8. P. 808-810.

50. Drozdova OA, Avilov S.A., Kalinin V.I., Kalinovskv A.I., Stonik VA, Riguera R., Jimenez С Cytotoxic Triterpene Glycosides from Far-Eastern Sea Cucumber Belonging to the Grnus Cucumaria. IILiebigs Ann/Rocueil. 1997. №11. P. 2351-2356.

51. Кича АА, Калиновский А.И., Стоник ВА Новые полищдроксистероиды из дальневосточной морской звезды Ceramaster patagonicus. II Известия АН. Сер. хим. 1997. №1. С. 190-195.

52. Avilov S.A., Drozdova OA, Kalinin V.I., Kalinovskv A.I., Stonik VA, Gudimova E.N., Riguera R., Jimenez C. Frondoside C, a new nonholostane triterpene glycoside from the sea cucumber Cucumaria fiondosa: Structure and cytotoxicity of its desulfated derivative // Can. J. Chem 1998. V. 76. №2. P. 137-141.

53. Avilov S.A., Antonov A.S., Drozdova OA, Kalinovskv A.I., Stonik VA, Riguera R., Lenis L.A., Jimenez С Triterpene Glycosides from the Far-Eastern Sea Cucumber Pentimera calcigera. Monosufated Glycosides and Cytotoxicity of Their Unsufated Derivatives Hi. Nat Prod. 2000. V. 63. №1. P. 65-71.

54. IvanchinaN.V., Kicha AA. Kalinovskv A.I.. Dmitrenok P.S., Prokofeva N.G., Stonik VA New steroid Glycosides from Starfish Asteria rathbuni II J. Nat. Prod. 2001. V. 64. №8. P. 945-947.

55. Silchenko A.S., Avilov S.A., Antonov AA, Kalinin V.I., Kalinovskv A.I., Smirnov AV., Riguera R., Jimenez С Triterpene glycosides from the Deep-Water North-Pacific Sea Cucumber Synallactesnozawai/fJNat. Prod. 2002. V. 65. №12. P. 1802-1808.

56. Катиновский А.И., Стоник ВА Новый подход к изучению конформации кольца D в некоторых полизамещенных стероидах методом спектроскопии ЯМР Х\\Л Доклады АН. 2004. Т. 395. №3. С. 356-359.

Соискатель ------------------- КалиновскийАИ.

Калиновский Анатолий Иванович

ИЗУЧЕНИЕ СТРУКТУРЫ ИЗОПРЕНОИДНЫХ ГЛИКОЗИДОВ

И РОДСТВЕННЫХ СОЕДИНЕНИЙ ИЗ МОРСКИХ БЕСПОЗВОНОЧНЫХ МЕТОДОМ СПЕКТРОСКОПИИ ЯМР 13С.

Автореферат

ЗАО «Фартоп» г. Владивосток, ул.Алеутская, 28 Тираж 100 экз. Изготовлено с машинописных листов Отпечатано 24.08.2004г.

^ 17 0 8 в

1. ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ.

2. ВВЕДЕНИЕ.

3. ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР

3.1 Спектроскопия ЯМР 13С производных ланостана

3.1.1 Производные ланостана с 8(9)- двойной связью.

3.1.2 Производные ланостана с 7(8)- двойной связью.

3.1.3 Производные ланостана с 9(11)- двойной связью.

3.1.4 Производные ланостана с 7(8), 9( 11)- двойными связями.

3.1.5 Насыщенные производные ланостана.

3.2 Спектры ЯМР 13С олигосахаридов Сахаров глюкозного типа и эффекты гликозилирования в спектрах этих олигосахаридов и гликозидов.

3.3 Спектры ЯМР 1ЭС гидроксилсодержащих стероидных соединений.

4. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ

4.1 Введение.

4.2 Спектры ЯМР 13С генинов гликозидов голотурий

4.2.1 Генины с 9(11)- двойной связью.

4.2.2 Генины с 8(9)- двойной связью.

4.2.3 Генины с 7(8)- двойной связью.

4.2.4 Генины с 7(8), 9(11)- двойной связью.

4.2.5 Некоторые итоги изучения спектров ЯМР 13С генинов гликозидов голотурий.

4.3 Спектры ЯМР 13С гликозидов голотурий

4.3.1. Спектр ЯМР 13С астихопозида С из голотурии Astichopus multifldus.

4.3.2. Гликозиды голотурий с линейной углеводной цепью.

4.3.3 Гликозиды голотурий с углеводной цепью с разветвлением по первому моносахаридному остатку.

4.3.4. Некоторые итоги изучения спектров ЯМР 13С гликозидов голотурий.

4.3.5 Гликозиды голотурий с углеводной цепью с разветвлением по второму моносахаридному остатку.

4.3.6 Применение времен спин-решеточной релаксации углеродов 13С к установлению строения гликозидов голотурий.

4.4 Спектры ЯМР *Н и 13С полигидроксистероидов и их гликозидов из морских звезд.

4.5 Изучение конформации кольца D в некоторых полизамещенных стероидах в растворе методом спектроскопии ЯМР 1Н.

5. ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ.

6. ВЫВОДЫ.

Актуальность исследования.Вторичные метаболиты из морских беспозвоночных (голотурий, губок, морских звезд и др.) привлекают значительное внимание исследователей.Непрерывающийся с пятидесятых годов интерес к этим веществам обусловлен их разнообразной биологической активностью: гемолитической, ихтиотоксической, противоопухолевой, антигрибковой, иммуностимулирующей, адьювантной и радиопротекторной. Они обладают также определенной таксономической специфичностью и могут быть использованы в качестве таксономических маркеров.Интерес к химическому строению полиокисленных стероидных соединений морских звезд, в том числе гликозидов, также объясняется во многом сходными причинами. Полигидроксистероиды морских звезд, а также их монозиды и биозиды обладают антивирусной, антимикробной, анальгетической, противовоспалительной, гипотензивной активностями. Кроме того они являются алломонами, то-есть веществами, отпугивающими некоторых других морских животных.Морские гликозиды, найденные в голотуриях, губках и морских звездах, заметно отличаются своим химическим строением от соединений этого класса, вьщеленных из наземных растений. Морские гликозиды часто высоко полярны, так как содержат сульфатные остатки, а их агликоны имеют несколько гидроксильных групп. Кроме того, эти вещества, как правило, присутствуют в соответствующих животных в небольших количествах и образуют сложные смеси. Вьщеление этих веществ требует сложных, многоступенчатых химических процедур. Поэтому многие из морских гликозидов удается получить только в небольших количествах.Установление структуры этих соединений является трудной, но важной научной и практической задачей Прогресс в химии природных соединений в последние десятилетия во многом обусловлен бурным развитием физических методов установления их структуры.Когда на рубеже второй половины семидесятых и начала восьмидесятых годов в Тихоокеанском институте биоорганической химии начали развиваться работы по установлению полной химической структуры гликозидов голотурий и морских звезд, выяснилось, что подходы одной только классической органической химии, например деструктивные, для этой цели не достаточны и не всегда применимы, так как требовали значительного количества чистого вещества, а в том, что касалось строения агликонов лабильных морских гликозидов зачастую давали просто неверную информацию.В связи с этим бездеструктивное изучение структуры этих соединений методами ЯМР Н и С, требующими небольших количеств вещества бьшо весьма актуальным.Целью настоящей работы было выяснение возможностей, ограничений и преимуществ применения спектроскопии ЯМР для структурного анализа нативных морских гликозидов и родственных им соединений, а также для изучения превращений, которые происходят с этими веществами в процессе кислотного гидролиза. В ходе работы были проанализированы спектры ЯМР '^ С модельных генинов голостанового ряда, полученных в результате кислотного гидролиза гликозидов голотурий. Спектральные характеристики генинов были использованы при изучении структуры агликонов нативных гликозидов. Анализ спектров прогенинов гликозидов голотурий был выполнен, чтобы облегчить расшифровку структуры углеводных цепей по одномерным спектрам нативных гликозидов.Изучение структур полигидроксистероидов и их гликозидов из морских звезд методами спектроскопии ЯМР 'Н и '•'С позволило систематизировать полученные данные, а затем использовать их для анализа структур минорных полигидроксистероидов по их одномерным спектрам.Научная новизна работы.Впервые были изучены спектры ЯМР '^ С тритерпеноидов, относящихся к голостановому ряду. Проведено полное отнесение сигналов в спектрах генинов гликозидов голотурий разнообразной структуры.В ходе этих исследований по спектрам ЯМР '^ С было установлено 7(8) положение двойной связи в агликонах гликозидов голотурии Thelonota ananas и, следовательно, строение нативного агликона. Было установлено, что в условиях кислотного гидролиза гликозидов происходит переход этой двойной связи в положение 8(9) и далее в положение 9(11). По найденньш спектральным характеристикам это положение двойной связи было обнаружено затем у агликонов гликозидов целого ряда видов голотурий {СиситаНа japonica, Stichopus chloronotus, Stihopus variegatus, Stichopus multifldus, Cucumaria fraudatrix, Eupentacta fraudatrix,. Cucumaria koraiensis, Eupentacta pseudoquiquisemita и других).Найдены спектральные характеристики, позволяющие определять конфигурацию С-9 в агликонах с 7(8) - двойной связью.По спектрам ЯМР были обнаружены и охарактеризованы ранее неизвестные агликоны гликозидов голотурий с (18-* 16) - лактонным циклом (голотурия Рsolus fabricii). Несколько позднее были обнаружены гликозиды с аналогичным агликоном но с укороченной боковой цепью (гликозиды голотурий Eupentacta fraudatrix, Pentimera calcigera). Методами одномерного ЯМР была доказана их структура.Найдены и с помощью ЯМР спектроскопии изучены неголостановые агликоны гликозидов и агликоны с ланостановым скелетом (гликозиды голотурий Cucumaria koraiensis, Cucumaria frondosa, Cucumaria conicospermium, Diasmodactyla kuariensis).Окончательно доказана структура нативного агликона гликозидов промысловой голотурии Stihopus Japonicus как агликона с терминальной двойной связью в боковой цепи и, таким образом, была установлена общая схема трансформации этого агликона в условиях кислотного гидролиза. Спектроскопия ЯМР была применена для определения структуры промежуточного генина с 8(9), 11(12)-диеновой системой, образующегося при трансформации 12о!-гидрокси-9(11)енового фрагмента в нативных агликонах голотуринов в кислых условиях.Изучены спектры ЯМР '^ С ряда модельных прогенинов гликозидов голотурий и определены условия и признаки в спектрах, позволяюище предсказывать структуру углеводных цепей неизвестного строения. Полностью расшифрованы, 1 "Х спектры ЯМР С всех вьщеленных гликозидов: биозидов, тетраозидов, пентаозидов, гексаозидов.Определены условия, при которых можно применять оценку времен релаксации углеродных атомов в углеводных остатках для определения как общей структуры углеводной цепи, так и местоположения сульфатных и ацетатных остатков в углеводных цепях пентаозидов из голотурий отряда Dendrochirota.1 14 Методами ЯМР Н и С охарактеризованы структуры 40 полигидроксистероидов и их гликозидов из морских звезд. Показано, что закономерности в спектрах ЯМР *^ С этих полигидроксилированных соединений следуют закономерностям в спектрах моно- и дигидроксистероидов только качественно. Обнаружена неаддитивность влияния пространственно сближенных гидроксильных групп на химические сдвиги ангулярных метильных групп в спектрах ЯМР 'Н в растворе пиридина. Комбинацией расчетных и экспериментальных методов для двух полиолов из морских звезд Crossaster pappopus и Henricia derjugini предложены конформации кольца D в растворе.Практическая ценность работы.Трудно говорить о непосредственной практической ценности данного вида работ в сугубо утилитарном смысле этого слова. Однако, если иметь в виду, что в основе всех рекомендаций к практическому применению лечебных препаратов из природных объектов в настоящее время лежат структурные исследования, то практическая ценность данной работы налицо. Так, при биологических испытаниях препаратов на основе тритерпеновых гликозидов из промысловой голотурии Cucumaria japonica показана способность этих веществ усиливать иммунный ответ и стимулировать неспецифическую устойчивость к бактериальным и вирусным инфекциям. Был разрешен к применению в России ветеринарный препарат созданный в нашем Институте из гликозидов этой голотурии.Кроме того наши данные по спектрам ЯМР "С гликозидов широко применяются сотрудниками Лаборатории химии морских природных соединений нашего института и в других лабораториях мира в практической работе по установлению структур новых соединений данного ряда.Апробация работы.Отдельные результаты работы бьши представлены на 1 ой Международной конференции по химии и биотехнологии биологически активных природных соединений, Варна, 1981 год; 8-ой Международной конференции по изопреноидам, Турун, 1979 год; 4-ом Всесоюзном симпозиуме по биохимии липидов, Киев, 1983 год; 6-ом Международном симпозиуме по морским природным соединениям, Дакар, 1989 год; 8-ой Конференции молодых ученых по органической и биоорганической химии, Рига, 1991 год; 45-ой Международной конференции по арктическим наукам, Владивосток, 1994 год; Международном симпозиуме по химии и биологии морских организмов, Колимпари, 2003 год.Публикация результатов исследования.Основные результаты настоящей работы отражены в 56 публикациях в таких отечественных и зарубежных журналах как Биоорганическая химия. Известия РАН. Серия химическая, Доклады АН СССР, Химия природных соединений, Tetrahedron Letters, Journal of Natural Products, Canadian Journal of Chemistry, Liebigs Annalen Chemie, Comparative Biochemistry and Physiology. Кроме того, отдельные части работы были опубликованы в материалах различных Международных конференций.2. В В Е Д Е Н И Е .Как известно, при установлении структуры неизвестного гликозида методом спектроскопии ЯМР необходимо решить следующие задачи.1. Установить структуру агликона.2. Установить моносахаридный состав углеводной цепи гликозида.3. Установить порядки межзвеньевых связей, аномерные конфигурации, размеры циклов и порядок следования моносахаридных остатков в олигосахаридной цепи гликозида.4. Определить место привязки олигосахаридной составляющей гликозида к агликону.В одномерной спектроскопии ЯМР первая задача решается путем анализа в первую очередь углеродного спектра. Этот спектр содержит обширную структурную информацию об агликоне. Корректное отнесение сигналов в спектре ЯМР С по известным моделям и составляет процесс установления структуры. Как правило, используется также и спектр ЯМР 'Н. В двумерной спектроскопии аналогичная задача отнесения сигналов решается на основе анализа данных разнообразных двумерных экспериментов, основньа1и из которых являются: 'Н- Н COSY, HSQC, HMBCNOESY.Установление моносахаридного состава углеводной части гликозида при исследовании одномерных спектров в большинстве случаев проводится совместным использованием методов химического анализа и анализа доступных для расшифровки областей 'Н и '^ С спектров, В двумерной спектроскопии - путем анализа КССВ протонов и химических сдвигов соответствующих сигналов в одномерном ЯМР '^С спектре, определенных подходящими двумерными экспериментами.Порядки трансгликозидных связей и последовательность моносахаридов в одномерной спектроскопии исследуются путем анализа а- и 18-эффектов возникающих при замещении гидроксильных групп моносахаридов другим моносахаридным остатком через гликозидную связь, причем последовательность моносахаридов может быть определена только в некоторых частных случаях. В двумерной спектроскопии - путем анализа данных НМВС и NOESY экспериментов.Место привязки углеводной цепи к агликону устанавливаются в одномерной спектроскопии через анализ сдвигов сигналов агликонных углеродных атомов (углеродов) при присоединении углеводной цепи (здесь и далее сдвигов гликозилирования) и анализов данных одномерного ЯЭО, так как свойства гликозидной связи таковы, что атомы водорода на углеродных атомах, находящихся по обе стороны от этой связи всегда сближены. В двумерной спектроскопии - теми же методами, что и при установлении порядков трансгликозидных связей.3. ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР.

3.1. Спектроскопия ЯМР ^^ С производных ланостана Производные голостана, каковыми являются большинство изученных нами генинов и агликонов гликозидов голотурий (см., например стр. 43), в структурном отношении наиболее близки к ланостановым производным и отнесение сигналов 1 "Х многих углеродных атомов в спектрах ЯМР С голостановых производных базировалось на ранних работах по ланостановым производным. В «Приложении» к диссертации приведены спектры ЯМР '^ С подавляющего большинства известных к настоящему времени производных ланостана. Литературные ссылки на работы, спектры которых не обсуждаются в тексте обзора, помещены рядом со структурными формулами и могут использоваться в качестве справочного материала.3.1.1.Производные ланостана с 8(9)-двойной связью.Впервые спектр ланостенола (ланост-8-ен-3|3-ола) (1) был опубликован Е. Венкертом и сотрудниками [1]. Используя ранние работы И. Робертса [2], а также эффекты замещения ацетатной группой С-3 и карбонильной группой С-3, С-7, С-11, измерения времен спин-решеточной релаксации углеродов, С, Найт [3] предложил свой вариант отнесения сигналов. Впоследствии на этот спектр ссылались в работах [4-6] и он неоднократно перепечатывался. В 1977 году И. Бейербеком, Дж.Саундерсом и Дж. АпСаймоном на основе расчетов по разработанным ими аддитивным схемам было предложено альтернативное отнесение сигналов [7]. В работе [8] американские авторы, изучив лантанид-индуцированные сдвиги сигналов 1 'Х в спектре ЯМР С и применив гетероядерную двумерную спектроскопию предложили наиболее достоверное отнесение сигналов в спектре ланостенола (Таблица 1. «Приложение»). При этом, от данных работы [7] оно отличалось переменой местами значений химических сдвигов С-6 и С-19. Что же касается работы Найта, то здесь различия затрагивали С-7, С-12, С-15 и С-16 - углеродные атомы.Отнесение сигналов в спектре ланостерина и его ацетата (3,4) [8] было сделано на основании сравнения его спектра со спектром десмостерола [9]. Это отнесение отличалось от опубликованного Найтом в отношении сигналов С-6, С7, С-12, С-15, С-16, С-19, С-26 и С-27. Отнесение сигналов в спектрах эпимерных 24,25-эпоксипроизводных (5,7) и их ацетатов (6,8) сделали используя литературные данные по эпоксид-индуцированным сдвигам. Близко расположенные сигналы одной мультиплетности относили при помощи двумерных гетероядерных спектров.Общая стратегия отнесения сигналов в спектрах производных 9-12 [8] заключалась в следующем: определение мультиплетности всех сигналов, отнесение сигналов углеродных атомов боковой цепи сравнением со спектрами ланостерола и ланостенола, грубая оценка химических сдвигов остающихся углеродных атомов методами сравнения действительных химических сдвигов и расчитанных на основе эффектов замещения. Для каждого ряда мультиплетностей остающиеся не отнесенными углеродные атомы были дифференцированы основываясь на эффектах ацетилирования С-3 и двумерных гетероядерных экспериментах. Из спектров видно, что введение кетогруппы в положение С-7 драматическим образом сказывается как на химических сдвигах углеродов двойной связи: С-8 (+4.5 м.д.), С-9 (+30.7 м.д.), так и на химическом сдвиге самой кетогруппы [10], смещая ее сигнал примерно к 199 М.Д., тогда как в случае 7-кетостероидов [11] значение ее химического сдвига равно 211.3М.Д. Из сравнения спектров соединений 1 и 2 следует, что эффекты ацетилирования )3-гидроксильной группы при С-3 имеют следующие значения: С-1 0.4 М.д., С-2 -3.7 м.д., С-3 +1.9 м.д., С-4 -1.2 м.д., тогда как эпимеризация С-3 (|8-» а) (соединение 13) приводит к сдвигам сигналов С-1 на -5.3 м.д., С-2 на -2.3 м.д., С-3 на -2.9 м.д., С-4 на -1.4 м.д. м С-5 на -6.2 м.д. Замена С-21 - метильной группы на карбоксильную (соединения 13-16 [12], 17, 18 [80]) вызьшает сдвиг сигналов С-17 и С-22 в сильное поле примерно на 3.5 м.д. R, 1. ОН 2. ОАс ОН 4. ОАс ОН 6. ОАс 7. ОН 8. ОАс ОН 10. ОАс 11. ОН 12. ОАс н, /\Аиостеиол н. н, л/^ 'оаб>И»-' н. н. н. н. н. о о о о R3 21 22 24 26 о " 24R 24R 24S 6" 24S О О" ноос, MeOOC.13-17. R= а-ОН R= a-OAc AcO' HOH2C, R = 0 16. R= p-OAc 17. R= p-OH HOOC, 19. R= p-OH 20.[80] R = 0 19,20.21.[76] R=0 22.[81] R=OAc HOOC. AcO' AcO 26.[83] HOOC.23.[12] 27.[84] R=H 28.[84] R=Me Из коры ствола Uvariastrum zenkeri Engl, было выделено новое ланостановое производное, определенное как 21-гидрокси-ланостерин (19) [6]. Кроме ошибочного отнесения сигналов С-6, С-7, С-12, С-16, С-19, С-26, С-27, С-28 и С-29 вызывает удивление отрицательный (-1.0 м.д.) /3-эффект на С-20 и незначительный (-0.4 м.д.) 7-эффект на С-17, а также положительный (+1.0 м.д.) т^эффект на С-22, тогда как в 21-гидрокси-холестановых производных [13-16] значения для этих эффектов равны в среднем +7.7 м.д., -4.0 м.д. и -5.7 м.д., соответственно.В работах [18, 6] опубликованы спектры 29-норланост-8-еновых призводных с различными боковыми цепями (45-49). Сигналы углеродных атомов боковых цепей относили пользуясь литературньага данными для стероидов с аналогичньпли боковыми цепями [20, 21]. Поскольку отнесение сигналов в скелетной части базировалось на работе [1], в соответствии с работами [8, 22] нами скорректированы значения химических сдвигов С-7, С-12, С-16 и С-6. Отнесение сигнала метильной группы при 24.9 м.д. к С-19 в спектрах соединений 50-52 сделано, по-видимому, ошибочно, так как введение гидроксигруппы в положение 1 или 2 стероидов не дает такого сильного дезэкранирующего эффекта [24]. По нашему мнению это значение следует приписать сигналу С-30, а сигналу С-19 - значение 18.5 м.д. Эти исправленные нами спектры приведены в таблицах 6 и 7.Вызывает недоумение нулевой |8-эффект метилирования в спектрах 3-0метил-ланостерина (53) и производных 54, 55 [25] в свете значения этого эффекта на С-2 около -5.3 м.д. в спектрах близких по структуре тритерпеноидов [26]. Спектр соединения 53 исправлен в таблице 7 в соответствии с работой [8].В нескольких работах приведены спектры спироциклических 27-нортритерпеноидов ланостанового ряда, вьщеленных из Muscari comosum и Scilla scilloides (57-60 [27], 61 [28], 62,63 [29], 64 [30], 65 [31]).Ряд производных ганодеровой кислоты и родственных соединений бьши вьщелены из Ganoderma lucidum и Ganoderma applantarum (66-72 [33], 73-76 [36], 77, 78 [39], 79-81, 96-98 [35], 82-85, 89, 111, 112 [40], 86-88 [41], 90,113,114 [42], 91-95 [43], 99,100 [44], 101,102 [45], 103-106 [46], 107-109 [39], 110 [47]). Ряд аналогичных соединений был изучен в работе [32]. Спектры ЯМР '^ С использовались при установлении структур выделенных соединений. Отнесение сигналов в работе [33] проводилось с помощью гомо- и гетероядерной двумерной спектроскопии, так что имеются расхождения с работой [32] в отнесении многих сигналов. ноос.30.[84] R=H R 31.[84] R=Me COOR, 35.[17]R,= a-OH R2=C00Me R3=Me 36.[17] R,= a-OAc R2=C00Me R3=Me HO 37-42 37. [17] Ri,R3=H, R2=Me 38. [17] Ri=H, R2,R3=CH2 39. [17] Ri,R3=H, R2=CH20H 40. [17] Ri,R2=Me, R3=H 41. [17] Ri=Me, R2,R3=CH2 42. [17] R,=Me, R2=CH20H, R3=H ^ 43.[85] R, ^ 2 * 4 . Ri 50.49. Ri^OAc Ri=OAc Rj=OAc R,=OH Ri=OH R2= R2= R2R2= R2= 57-64 57.64. I 53-56 53. Ri=OMe, R2=Me 54. Ri=OMe, R2=CH0 55. R,=OMe R2=CH20H 56. Ri=OH, R2=C00H Ri R2 R3 R4 R5 H, p-OH CH2OH Me O H О CH20HMe О H H, p-OH CH2OH CH2OH H2 H О СНгОН СНгОН H2 Н Н, р-ОН СН2ОН Me Н2 Н Н, р-ОН СН2ОН Me О H(23R) О СНгОН Me О H(23R) Н, р-ОН СН2ОН Me Н2 ОН COjRs 66-88 66.83. Ri H, p-OH H, P-OH H, p-OAc H, p-OAc H, P-OH H, P-OAc H, p-OH H, p-OH Ri . R2 H, P-OH H, p-OH H, p-OAc H, P-OAc О H, P-OH H, P-OH H, P-OAc H, P-OAC H, p-OH H, P-OH . ^^^ R2 R3 H, a-OH H, a-OAc H, a-OH H, a-OAc H, a-OH H,a-OH R4 H2 H2 H, P-OAc H2 H2 H, p-OAc H2 H2 H2 H2 H2 H, p-OAc H, p-OH H, p-OH H2 H2 H2 R5 Me Me Me Me Me Me Me Me Me Me Me H Me H H Me H Me R2 84.О Н,< Н, р-ОН Н, 0 Нз Н, р-ОН Нг О Нг ч ОН 90.106. R3 Н, а-ОН Н, а-ОН Н, а-ОН Н,а-ОН О R4 Н2 Н2 Н2 Нг Н2 Rs Me Me Me Me Me Ri=H, P-OH, R2=H, p-OH, R3=H, R4=0 Ri=0, R3=H, .R,=0, R3=0H, OH OH OMe OAc OAc OMe OH R2=H, p-OH, R4=0 R2=0, R4=H, a-OH Ri R2 OMe OH OH OAc OAc OH OH H OAc R3 OAc OAc OAc OAc H OAc OAc H 92.98. Ri о R2 о о о Н, Р-ОН о C00R4 92-98 R3 R4 Н,а-ОН Н О Н Н,а-ОН Me О Н, р-ОН Н, а-ОН Н Н, Р-ОН Н, р-ОН О Н Н, р-ОН Н, р-ОН Н, а-ОН Н О Н, р-ОН О Н R3 ' ^ СООН АсО' 99-106.116.[48] Ri=0 R2=H, а-ОСНгСНз R3= 117.[48] Ri=0 R2=0 R,= 118.[48] Ri=H, p-OH R2O R3= HO OH pAc OH' OH OH OlP H 119 [48]. R,=H, p-OAc R2= О R3= 120.[49] R,=0 R2=H,a-0H R3= OAc R О OAc UCH2OH Аналогичные расхождения наблюдаются при сравнении спектров в работе [36] со спектрами в работе [34]. Упомянутые методы отнесения сигналов также применялись авторами работ [39-41,47].В ряду соединений 66-88 можно вьщелить следующие характеристики 1 ^ спектров ЯМР С, отражающие те или иные структурные особенности этих соединений. Так, присутствие /3-гидроксильной группы в положении С-3 характеризуется значениями химических сдвигов 27.3-28.0 м.д. для С-2, 38.4-40.2 м.д. для С-4 и 15.3-15.8 м.д. для С-29. При ацетилировании этой группы сигнал С-2 сдвигается примерно к 23.5 м.д., а сигнал С-29- к 16.4 м.д. Кетогруппа при С-3 дает иные значения химических сдвигов для С-2 (34.2-33.6 м.д.), С-4 (43.7-47.2 м.д.) и С29 (20.1-20.6 м.д.). Примерно такие же значения химического сдвига (20.1-20.9 м.д.) получаются для С-30, когда карбонильная группа находится при С-7. Однако в этом случае значения химических сдвигов других углеродных атомов лежат в следующих областях спектра: С-6 - 37.5-36.3 м.д., С-8 - 154-148.8 м д., С-9 - 145.6-150.9 м.д., тогда как при отсутствии заместителя при С-7 химические сдвиги С-8 и С-9 находятся в пределах 160.3-163.2 м.д. и 138.6-140.0 м.д., соответственно. В спектрах соединений 79 и 80, по-видимому, надо поменять местами значения химических сдвигов С-1 и С-6 (изменения внесены в таблицу 10).Когда заместитель при С-7 - гидроксильная группа химический сдвиг С-6 равен 28.9-26.5 м.д., С-8-159.3-157.4 м.д., С-9-140.0-143.0 м.д. Если заместитель при С-7 - ]8-гидроксильная группа, |8-ацетатная или карбонильная группа, то значение химического сдвига С-5 - 51.2-48.2 м.д., если этот заместитель о!- гидроксильная группа, то сигнал С-5 находится при 45.2-47.7 м.д. На наличие заместителя в положении С-12 указывает сравнительно высокопольное значение химического сдвига С-18 (12.5-10.8 м.д.), в то время как в отсутствие заместителя эти значения не ниже 15.8 м.д. Кетогруппа при С-12 сдвигает сигнал С-13 к 59.0 м.д., против максимального значения 49.4 м.д. в спектрах других производных. Кроме того, при замещении по С-12 химический сдвиг С-21 слегка повьппен и составляет 21.5-21.3 м.д. (23.2 м.д. в случае присутствия кетогруппы при С-12), в то время как при отсутствии такого замещения - не более 19.6 м.д.На наличие заместителя при С-15 указывают значения химических сдвигов С14 и С-17. Если заместитель гидроксильная группа, то сигнал С-14 наблюдается при 52.4-53.8 м.д., для соединений с кетогруппой при С-15 он резонирует при 61.1-56.9 м.д. Химический сдвиг С-17 при тех же условиях равен 47.9-49.0 м.д. и 46.1-44.2 м.д. соответственно. Более того, если в положении С-15 находится кетогруппа, а при С-7гидроксильный заместитель, или его нет совсем, то химический сдвиг С-30 имеет значение вьппе 23.1 м.д., тогда как в других случаях он не превышает 21.1 м.д. В этих же случаях химический сдвиг самого карбонильного углерода С-15 составляет 211.3-217.5 м.д. При наличии же кетогрупп в положениях 7 и 15 резонанс С-15 имеет химический сдвиг примерно на 10 м.д. меньше (203.9-206.7 м.д.). Очевидны также различия в областях резонанса С-3 (заместители ОН, ОАс) - 77.2, 79.7 м.д., С-7 (заместители ОН, ОАс) - 66.1, 70.5 м.д. и С-15 (заместители ОН, ОАс) - 72.1, 74.7 м.д.Аналогичные закономерности распространяются и на группы соединений 8991,92-98 и 107-114 (таблицы 12,13,14,15).3.1.2. Производные ланостана с 7(8)- двойной связью.Сигналы в спектрах ЯМР '^ С соединений 121-126 относили используя двумерные гетероядерные спектры [8]. Отличительной чертой строения соединений 133-136 [51], 127-132, 139, 140 [50], 141, 142 [52], 137, 138 [53] по сравнению с соединениями 121-126 [8] является jS-H- конфигурация при С-9, что отражается на спектрах ЯМР ^^ В частности, химический сдвиг С-19 в их спектрах составляет около 24 М.Д., по сравнению с примерно 14 м.д. в случае а- конфигурации. Другие отличия в спектрах, которые поддаются объяснению, заключаются в различиях в химических сдвигах С-30 (соединение 131 - 30.5 м.д., соединение 124 - 25.3 м.д.), С11 (соединение 131 - 22.9 м.д., соединение 124 - 19.7 м.д.) (таблицы 16, 17). В спектрах ЯМР '^ С соединений 127-140 углеродный атом С-7 резонирует при 120.5122.0 м.д., С-8 - при 148.3-149.0 м.д. Химические сдвиги этих углеродных атомов в спектрах соединений 121-126, очевидно подвержены влиянию заместителя в положении 15.3.1.3. Производные ланостана с 9(11)- двойной связью.Спектр ланост-9(11)-ен-3|8-ола (143) впервые был опубликован работе [7].Отнесение сигналов делалось на основе разработанных авторами аддитивных схем расчета химических сдвигов. В 1980 году был опубликован спектр метилового эфира паркеола (144) [26], отнесение сигналов в котором было сделано на основе работы [7]. Тем не менее в работах [7] и [26], как видно из таблицы 18, имеются разночтения в отнесении сигналов С-6, С-16 и С19.137. H,p-OAc I \r^ 138. О Ri R2 121. H,p-OH H,a-OH 122. H,p-OH H,a-OAc 123. H,p-OH H, p-OH 124. H,p-OAc H, p-OH 125. H,p-OH О 126. H,p-OAc О 127. CH20H COOH 134.151. Ri 143. H, P-OH 144. H, p-OMe H, P-OH О H, P-OMe Ri=H, a-OAc R2=Me R3=H R,=H, p-OAc R2=Me R3=H Ri=H, a-OAc R2=R3=Me R,=H, p-OAc R2=R3=Me 164. R=OH 165 R-OAc CH,R 158-162,163[60] R] R2 158. H, P-OH CH2OH 159. H, P-OH CH2OAC 160. H, p-OAc CH2OH 161. H. p-OAc CH2OAC 162. H,P-OH CHO 163. 0 CHO в работе [54] тетрациклический спирт, названный лансиолом, был выделен из Clausena lansium. Процедура отнесения сигналов в спектре ЯМР '^ С лансиола (145) и производных 146-147 не описана [54]. Можно сразу указать на неточность в отнесении сигналов С-5, С-9, С-17, С-25 в спектре лансиола (исправлено в таблице 19). Кроме того, не согласуются с работами [7, 26] значения химических сдвигов для С-6, С-15, С-16, С-19,С-30. В случае производного 147 эти несоответствия наблюдаются для химических сдвигов С-2, С-6, С-8, С-12, С-15, С-16, С-20, С-30.В спектре циклофоетигенина В (157) [55], по-видимому, надо поменять местами значения химических сдвигов для С-2 и С-28, так как эффекты замещения аксиальной метильной группы при С-4 на гидроксиметильную должны составлять примерно: на С-4 +3.9 м.д., на С-3 +2.1 м.д. и на С-28 -5.1 м.д. [56] (исправлено в таблице 20) Значения химических сдвигов углеродных атомов при двойной связи (С-9 и С-11) в спектрах соединений 143-147, а также 148-151 [57], 152-154 [58], 155, 156 [59], 158-162,164,165 [60] находятся в диапазонах 147.6-149.0 м.д. и 114.5-116 м.д., соответственно. Различия между спектрами эпимеров 169 и 170 [62] (таблица 22) включают в себя различия в химических сдвигах как углеродных атомов при двойной связи, так и различия в химических сдвигах С-17. В спектре ЯМР С соединения 169 этот атом резонирует при 51,1 м.д., тогда как в спектре соединения 170 - при 44.2 м.д.3.1.4. Производные ланостана с 7(8), 9(11)- двойными связями.Отнесение сигналов в спектре ЯМР *^ С дигидроагностерола (178) и производных 176, 177, 179 было сделано с применением сдвигающих реагентов и двумерной гетероядерной спектроскопии [8]. Это отнесение разнится с отнесением Найта [3] значениями химических сдвигов С-2, С-15, С-16, С-20, С-22, С-26, С-27 и С-28.Ряд тритерпеноидов ланостановой природы с 7(8), 9(11)- двойными связями был вьщелен из Ganoderma lucidum: 180, 181 [49], 182, 184, 186 [65], 187 [87], 188, 189 [67], 190 [48], 203 [65], 211, 215 [78], 212-214 [77], 216 [74], 217, 220-224 [79], 218, 219 [45]. Значения химических сдвигов С-15 и С-16 в спектрах соединений 186, 187 в работе [65], очевидно, следует поменять местами [8]. На основании работ [8, 55, 66] в спектры соединений 182-186 внесены изменения в отношении химических сдвигов сигналов: С-16, С-15, С-22 и С-23 (таблицы 23,24).АсО 166.[12] МеО' R О 169.178. Н, р-ОН ^ 179. Н, р-ОАс 180. Н, р-ОН 181. О СООН R] R2 182. О ' 183.[65]0 .184. О 176-202.ОН он ОАс он ОАс ' ^CHjOH Q 185.[65] О -^ UCHjOH ОН ОН ОН ОАс ОН Ri 186. Н, р-ОН 187. Н, р-ОН 188. О 189. Н, р-ОН " 190. О 191. Н, р-ОАс.192.[68] О 193.[68] Н, а-ОН 194.[69] Н, а-ОН S 195.[70] Н, р-ОН ОН 196.[71] Н, р-ОН Y ч 197.[71] О ОН

6. ВЫВОДЫ.

1. Впервые изучены спектры ЯМР 13С ряда тритерпеноидов голостанового ряда с 9(11)-, 8(9)-, 7(8)- и 7(8), 9(11) - двойными связями в скелете. Проведено полное отнесение сигналов в спектрах ЯМР 13С этих тритерпеноидов, являющихся генинами гликозидов голотурий и образующимися при их кислотном гидролизе. Определены спектральные характеристики, позволяющие отличать нативные генины от артефактных. Результатом этого изучения явилось обнаружение в нативных агликонах гликозидов целого ряда видов голотурий наличия 7(8)- двойной связи в их скелетной части, легко мигрирующей в кислых условиях в положение 8(9) и далее в положение 9(11). Определены спектральные характеристики для этой двойной связи и конфигурации С-9 углеродного атома в агликонах с 7(8)- двойной связью.

2. Обнаружены гликозиды с агликонами, имеющими 18— 16-лактонный фрагмент. Спектральные характеристики для этого фрагмента, определенные первоначально для генина, позволили идентифицировать этот фрагмент в агликонах гликозидов. 18— 16-Лактонный фрагмент был найден в агликонах целого ряда видов голотурий.

3. Определены спектральные характеристики агликонов с 9(11)-двойной связью гликозидов голотурий. Окончательно доказана структура кислотолабильного агликона гликозидов промысловой голотурии Stichopus japonicus, как агликона с терминальной двойной связью в боковой цепи. Таким образом, была установлена общая схема трансформации этих агликонов в их 25-гидроксипроизводные в кислых условиях.

4. Обнаружена и определена структура промежуточного генина с 8(9), 11(12)— двойными связями, образующегося при трасформации 12а-гидрокси-9(11)-еновых генинов в 7(8), 9(11)-диеновые в кислых условиях. Полученные данные показывают, каким путем идет трансформация таких нативных агликонов в условиях кислотного гидролиза. Для этого же типа агликонов с гидроксильным заместителем при С-17 определена S-конфигурация С-20 ассиметрического центра.

1Я

5. По спектрам ЯМР С в гликозидах ряда голотурий обнаружены агликоны, не содержащие лактонного цикла, и агликоны с укороченной боковой цепью.

Определены спектральные характеристики таких агликонов.

11

6. Расшифрованы спектры ЯМР С углеводных цепей ряда модельных прогенинов гликозидов. Полученные данные позволили нам интерпретировать углеводные части спектров многих нативных гликозидов и определить спектральные характеристики, позволяющие предсказывать структуры для новых соединений принадлежащих ко всем типам изученных гликозидов голотурий: биозидов, тетраозидов, пентаозидов, гексаозидов.

7. Измерены времена релаксации углеродов у ряда гликозидов известного строения и определены общие условия для применения этого метода к определению как общих структурных черт углеводных цепей, так и местоположения ацетатных и сульфатных заместителей в углеводной цепи пентаозидов с разветвлением у второго моносахаридного остатка.

8. Методами ЯМР *Н и 13С охарактеризованы структуры 40 полиокисленных соединений из морских звезд. Полученные данные систематизированы с тем, чтобы можно было определять структуры минорных количеств этих соединений по одномерным спектрам. Показано, что закономерности в спектрах ЯМР 13С установленные ранее для моно- и дигидроксистероидов в спектрах этих полизамещенных соединений выполняются только качественно.

9. Обнаружена неаддитивность влияния пространственно сближенных гидроксильных групп на химические сдвиги ангулярных метальных групп в спектрах ЯМР 'Н полигидроксистероидов в растворе пиридина. Для двух полигидроксистероидов из морских звезд Crossaster pappopus и Henricia derjugini комбинацией расчетных и экспериментальных методов предложены конформации кольца D в растворе. Показана применимость данного подхода к изучению конформации кольца D в полизамещенных стероидных соединениях.

1. Lukacs В., Khung-Huu F., Bennett G.R., Buckwalter B.L., Wenkert E. Carbon-13 NMR of Naturally Occuring Substances. Lanosterol and Dehydrolanocterol // Tetrahedron Lett. 1972. №33. P.3515-3518.

2. Reich N.J., Jautelat M., Messe M.T., Weigert F.J., Roberts J.D. Nuclear Magnetic Resonance Spectroscopy. Carbon-13 Spectra of Steroids // J. Am. Chem. Soc. 1969. V.91. P.7445-7454.

3. Knights S.A. Carbon-13 Spectra of Some Tetra- and Pentacyclic Triterpenoids // Organic Magn. Res. 1974. V.6. P.603-611.

4. Wehrley F.M., Nishida T. // Progress in the Chemistry of Organic Natural Products. 1979. V.36. P.89.

5. Akihisa Т., Matsumoto T. I3C-NMR Spectra of Sterol and Triterpene Alcohols // Yakagaku. 1987. V.36. P.301-319.

6. Harref A.B., Lavergne J.-P. Triterpene issus des latex des euphorbes cactoides marocaines E. resinifera, E. echinus et E. qfficinarum H Bull Soc. Chim. France. 1985. P.722-724.

7. Beierbek H., Saunders J.K., ApSimon J.W. The Semiempirical Derivation of 13C NMR Chemical Shifts. Hydrocarbons, Alcohols, Amines, Ketones and Olefins // Can. J. Chem. 1977. V.55. P.2813-2828.

8. Emmons G.T., Wilson W.K., Schroepfer G.J. 'H and ,3C NMR Assignments for Lanostane-3/3-oI Derivatives: Revised Assignments for Lanosterol // Magn. Res. Chem. 1989. V.27. P.1012-1024.

9. Joseph-Nathan, Mejia G., Abramo-Bruno D. 13C NMR Assignment of the Side-Chain Methyls of C27 Steroids //J. Am. Chem. Soc. 1979. V.101. P.1289-1291.

10. Breitmaier E., Voelter W. // 13C NMR Spectroscopy. Verlag Chemie. 1974. P. 150.

11. Eggert H., Djerassi C. Carbon-13 Nuclear Magnetic Resonance Spectra of Ketosteroids //J. Org. Chem. 1973. V.38. P.3788-3792.

12. Lin C.N., Fan Y.F., Chung M.I. Steroids of Formosan Ganoderma tsugae I I Phytochemistry. 1996. V.46. P.l 143-1146.

13. Riccio R., D Auria M.V., Minale L. Unusial Sulphaited Steroids from the Ophiuroid Ophioderma longicaudum II Tetrahedron. 1985. V.24. P.6041-6046.

14. D Auria M.V., Riccio R., Uriarte E., Minale L., Tanaka J., Higa T. Isolation and Structure Elucidation of Seven New Polyhidroxylated Sulphated Sterols from the Ophiuroid Ophiolepis superba II J. Org. Chem. 1989. V.54. p.234-239.

15. D Auria M.V. Riccio R., Minale L., La Barre S., Pusset J. Novel Marine Steroid Sulphates from Pacific Ophiuroids // J. Org. Chem. 1987. V. 52. P.3947-3952.

16. Левина Э.В., Калиновский А.И., Стоник B.A., Федоров С.Н., Исаков В.В. Стероидные соединения из офиур. Новый стероидный сульфат из Ophiura sarsi И Химия природн. соедин. 1988. №3. С.375-379.

17. Tokuyama Т., Nishizawa М., Shizo М., Tokuda Н., Hayashi Y. Malonate Half-Esters of Homolanostanoid from Asian Honoderma Fungus I I Phytochemistry. 1990. V.29. P.923-928.

18. Itoh Т., Kikuchi Y., Shimizu N. Tamura Т., Matsumoto T. 24/3-Ethyl-31-norlanosta-8, 25(27)-dien and 24/?-Ethyl-25(27)-dehydrolophenol in Seeds of Three Cucurbitaceae Species // Phytochemistry. 1981. V.20. P. 1929-1931.

19. Keller A.C., Keller J., Milard M.P., Hostrmsnn K. A Lanostane-type Steroid from the Fingus Ganoderma carnosum II Phytochemistry. 1997. V.46. P.963-965.

20. Khuong-Huu F., Sangare M., Chari V.M., Bekaert A., Devys M., Barbier M., Lukacs G. Carbon-13 Nuclear Magnetic Resonance Spectral Analysis of Cycloartanol and Related Compounds // Tetrahedron Lett. 1975. №22. P. 1787-1790

21. Wright J.L.S., Mclnnes A.G., Shimizu S., Smith D.G., Walter J.A., Khalil W. Identification of C-24 Alkyl Epimers of Marine Steroids by 13C Nuclear Magnetic Resonance Spectroscopy // Can. J. Chem. 1978. Y.56. P. 1898-1903.

22. Iida Т., Kikuchi M., Ishikawa Т., Tamura Т., Matsumoto T. Carbon-13 NMR Spectra of Some C-4 Methylated Sterols and Their Derivatives // Organic Magn. Res. 1982. V.19. P.228-231.

23. Provan G.J., Waterman P.G. Major Triterpenes from Resins of Commiphora incise and C. kua and their Potential Chemotaxonomic Significance // Phytochemistry. 1988. V.27. P.3841-3843.

24. Eggert H., VanAntwerp C.L., Bhacca N.S., Djerassi C. Carbon-13 NMR Spectra Hydroxy Steroids // J. Org. Chem. 1976. V.41. P.71-78.

25. Sheng J., Kobayashi J., Nakamura H., Ohizumi Y., Hirata Y., Sasaki T. Penasterol, a Novel Antileukemic Sterol from the Okinavian Marine Sponge Penares sp. II J. Chem. Soc. Perkin 1.1988. P.2403-2406.

26. Blunt J.W., Munro M.H.G. Carbon-13 NMR Spectra of Some Tetra- and Pentacyclic Triterpene Methyl Ethers // Organic Magn. Res. 1980. V.13. P.26-27.

27. Parilli M., Lanzetta R., Adinolfi M., Mangoni L. Glycosides from Muscari comosum. The Struture of Further Autentic Aglycones // Tetrahedron. 1980. V.36. P.3591-3596.

28. Adinolfi M., Barone G., Lanzetta R., Laonigro G., Mangoni L.,Parrilli M. Triterpenes from Bulbs of Muscari comosum. The Structure of Further Novel Nortriterpene Components // J. Nat. Prod. 1984. V.47. P.721-723.

29. Adinolfi M., Barone G., Lanzetta R., Laonigro G., Mangoni L., Parrilli M. Triterpenes from Bulbs of Muscari comosum. The Structure of Two Novel Nortriterpenes // J. Nat. Prod. 1984. V.47. P. 100-105.

30. Sholichin M., Miyahara K., Kawasaki T. Oligoglycosides of Spirocyclic Nortriterpenoids Related to Eucosterol // Chem. Pharm. Bull. 1985. V.33. P.1756-1759.

31. Adinolfi M., Barone G., Lanzetta R., Laonigro G., Mangoni L., Parrilli M. Triterpenes from Bulbs of Muscari comosum. The Structure of Two Minor Nortriterpene Compounds // J. Nat. Prod. 1984. V.47. P.544-546.

32. Kubota Т., Asaka Y., Matura J., Mori H. Structure of Ganoderic Acids A and B, Two New Lanostane Type Bitter Triterpenes from Ganoderma lucidum. II Helv. Chim. Acta. 1982. V.65.P.611-614.

33. Hirotani M., Furuja Т., Shiro M. Ganoderic Acid derivative, a Highly Oxygenated Lanostane Type Triterpenoid from Ganoderma lucidum. II Phytochemistry. 1985. V.24. P.2055-2056.

34. Komoda Y., Nakamura H., Ishihara S., Uchida M., Kochda H., Yamasaki K. Structures of New Terpenoid Constituents of Ganoderma lucidum II Chem. Pharm. Bull. 1985. V.33. P.4829-4835.

35. Hirotani M., Furuya T. Ganoderic Acid Derivatives, Highly Oxygenated Lanostane-Type Triterpenoids from Ganoderma lucidum II Phytochemistry. 1986. V.25. P.l 189-1193.

36. Kikuchi Т., Matsuda S., Murai Y., Ogita Z. Ganoderic Acids G and I and Ganoderic Acids A and B, New Triterpenoids from Ganoderma lucidum // Chem. Pharm. Bull. 1985. V.33. P.2628-2631.

37. Kikuchi Т., Matsuda S., Kadota S., Murai Y., Ogita Z. Ganoderic Acids D, E, F and H, Lucidenic Acids D, E and F New Triterpenoids from Ganoderma lucidum // Chem. Pharm. Bull. 1985. V.33. P.2624-2627.

38. Kikuchi Т., Kanomi S., Murai Y.,Kadota S., Tsubono K., Ogita Z. Constituents of the Fungus Ganoderma lucidum. Structures of Ganoderic Acids A and B, New Lanostan-Type Triterpenoids // Chem. Pharm. Bull. 1986. V.34. P.4030-4036.

39. Nishitoba Т., Sato H., Sakamura S. Triterpenoids from Fungus Ganodema lucidum II Phytochemistry. 1987. V.26. P.1777-1784.

40. Nishitoba Т., Goto S., Sato H., Sakamura S. Bitter Triterpenoids from Fungus Ganoderma applanatum II Phytochemistry. 1989. V.28. P. 193-197.

41. Nishitoba Т., Sato H., Sakamura S. Novel Mycelial Compounds, Ganoderic Acids Mg, Mh, Mi, Mj and Mk from the Fungus Ganoderma lucidum II Agric. Biol. Chem. 1987. V.51.P.1149-1153.

42. Hirotani M., Asaka I. Ino C., Furuya Т., Shiro M. Ganoderic Acid Derivatives and Ergosta-4, 7, 22-triene-3, 6-dion from Ganodrma lucidum // Phytochemistry. 1987. V.26. P.2797-2803.

43. Nishitoba Т., Sato H., Shirasu S., Sakamura S. Novel Triterpenoids from the Mycelial Mat at the Previous Stage of Fruiting of Ganoderma lucidum II Agric. Biol. Chem. 1987. V.51. P.619-622.

44. Nishitoba Т., Sato H., Kasai Т., Kawagishi H., Sakamura S. New Bitter C27 and C30 Terpenoids from Fungus Ganoderma lucidum II Agric. Biol. Chem. 1985. V.49. P. 17931798.

45. Nishitoba Т., Oda K., Sato H., Sakamura S. Novel Triterpenoids from the Fungus Ganoderma lucidum II Agric. Biol. Chem. 1988. V.52. P.367-372.

46. Nishitoba Т., Sato H., Oda K., Sakamura S. Novel Triterpenoids and Steroids from the Fungus Ganoderma lucidum II Agric. Biol. Chem. 1988. V.52. P.211-216.

47. Hasegawa S., Kaneko N., Hirose Y. Triterpenes from the seed of Abies firma H Phytochemistry. 1987. V.26. P. 1095-1099.

48. Ярошенко Н.И., Ралдугин В.А. Тритерпеноиды из видов Abies. Тритерпеноидные лактоны коры Abies sibirica II Химия ириродн. соедин. 1989. №2. С.220-225.

49. Silva M.F.G.F., Francisco R.H.P., Gray A.I., Lechat J.R., Waterman P.G. Lanost-7-en Triterpenes from Stem Bark Santiria frimera // Phytochemistry. 1990. V.29. P. 1629-1632.

50. Tanaka R., Matsunaga S. Triterpene Lactones from Stem Bark Abies firma II Phytochemistry. 1991. V.30. P.1983-1987.

51. Lakshmi V., Raj K., Kapil R.S. A Triterpene Alcohol, Lansiol, from Clausena lansium И Phytochemistry. 1989. V.28. P.943-945.

52. Ганенко T.B., Исаев М.И., Громова A.C., Абдуллаев Н.Д., Луцкий В.И., Ларин М.Ф., Семенов А.А., Горовиц М.Б., Абубакиров Н.К. Тритерпеновые гликозиды и их генины из Thalictrum foetidum II Химия природа, соедин. 1986. №3. С.312-320.

53. Kuzu U., Tomomori Т. Studies on the Constituens of Clematis Species. On the Saponin of the Root Clematis II Chem. Pharm. Bull. 1982. V.30. P.3340-3346.

54. Chakravarty A.K., Das В., Matsuda K., Ageta H. Tetracyclic Triterpenes from Glycosmis arborea II Phytochemistry. 1996. V.42. P.l 109-1113.

55. Черненко Г.Ф., Багрянская И.Ю., Шмидт Э.Н. Структура нового тритерпеноида из коры лиственницы сибирской // Химия природн. соедин. 1990. №5. С.641-645.

56. Boonyaravejs, Bates R.V., Caldera S., Suvannachut К. A Naw Triterpenoid from Bridelia tomentosa I I J. Nat. Prod. 1990. V.53. P.209-211.

57. Громова A.C., Луцкий В.И., Семенов A.A., Ларин М.Ф., Валеев Р.Б. Тритерпеновые гликозиды из Thalictrum squarrozum. Строение скварофурровой кислоты // Химия природн. соедин. 1987. №3. С.376-384.

58. Tanaka R., Matsumaga S. Veitchiolide, a Tetracyclic Triterpene Lactone from Abies veitchii II Phytochemistry. 1990. V.29. P.3267-3269.

59. Chairul C.S.M., Hayashi Y. Lanostanoid Triterpenes from Ganoderma applanatum II Phytochemistry. 1994. V.35. P.1305-1308.

60. Rukachalsirikul V., Adair A., Dampawan P., Tailor W.C., Turner P.C. Lanostanes and Friedolanostanes from Pericard of Garcinia hombroniana II Phytochemistry. 2000. V.55. P.183-188.

61. Fujita A., Arisawa M., Saga N., Hayashi Т., Morita N. Two New Lanostanoids from Ganoderma lucidum II J. Nat. Prod. 1986. V.49. P.l 122-1125.

62. Koizumi N., Fuhmoto Y., Takeshita Т., Ikekawa N. Carbon-13 Nuclear Magnetic Resonance of 24-Substituted Steroids // Chem. Pharm. Bull. 1979. V.27. P.38-42.

63. Arisawa M., Fujita A., Saga M., Fukumura H., Hayashi Т., Shimizu M., Morita N. Three New Lanostanoids from Ganoderma lucidum II J. Nat. Prod. 1986. V.49. P.621-625.

64. Camacho M.R., Phillipson J.D., Croft S.L., Kirby G.C., Warhurst D.C., Solis P.N. Triterpenoids from Guarea rhophalacarpa // Phytochemistry. 2001. V.56. P.203-210.

65. Tripathi M., Jain L., Padney V.B., Pay A.B., Ruker G. Pindrolactone, a Lanostane Derivatives from Leaves of Abies pindrow // Phytochemistry. 1996. V.43. P.853-855.

66. Lue Y.P., Mu Q., Zheng H.L., Li C.M. 24-Methylene Tetracyclic Triterpene from Polyalthia lancilimba II Phytochemistry. 1998. V.49. P.2054-2056.

67. Resecke J., Konig W.A., Steroids from Fungus Fomitopsis pinicola I I Phytochemistry. 1999. V.52. P.1621-1627.

68. Tai Т., Shingu Т., Kikuchi Y., Akahori A. Triterpenes from Surface Layer of Poria cocos I I Phytochemistry. 1995. V.39. P.l 165-1169.

69. Yong S.W., Shen Y.C., Chen C.H. Steroids and Triterpenoids of Antrodia cinnamomea a Fungus Parasitic on Cunnamomum mictanthum II Phytochemistry. 1996. V.41. P. 13891392.

70. Hirotani M., Ino C., Furuya Т., Shiro M. Ganoderic Acids T, S and R, New Triterpenoids from Cultured Mycelia of Ganoderma lucidum II Chem. Pharm. Bull. 1986. V.34. P.2282-2285.

71. Connoly J.D., Haque M.D.E., Hasan C.M., Hossain M.S. 15o-Hydroxy-24-Methylene-Lanosta-7, 9(ll)-dien-3-one from Stem Bare of Desmos longiflorus II Phytochemistry. 1994. V.36. P.1337-1338.

72. Rosecke J., Konig W.A. Constituents of Various Wood-rotting Basidiomycetes // Phytochemistry. 2000. V.54. P.603-610.

73. Lin L.J., Shiao M.S., Yeh S.F. Triterpenes from Ganoderma Lucidum H Phytochemistry. 1988. V.27. P.2269-2271.

74. Shiao M.S., Lin L.J., Yeh S.F., Choi C.S. Two New Triterpenes of the Fungus Ganoderma lucidum //J. Nat. Prod. 1987. V.50. P.886-890.

75. Lin L.J., Shiao M.S., Yeh S.F. Seven New Triterpenoids from Ganoderma lucidum II J. Nat. Prod. 1988. V.51. P.918-924.

76. Keller A.C., Maillard M.P., Hostettmann K. Antimicrobian Steroids from Fungus Fumitopsis pinicola II Phytochemistry. 1996. V.41. P.1041-1046.

77. Tai Т., Shingu Т., Kituchi Т., Tezuka Y., Akachori H. Isolation of Lanostane -Type Triterpene Acids Having an Acetoxyl Groups from Sclerottia of Poria cocos II Phytochemistry. 1995. V.40. P. 225-231.

78. Kawagishi H., Tanno O., Inone S., Ikeda S., Ohnishi-Kameyama M., Nagata Т. A Lanostane-Type Triterpenes from a Mushroom Daedalea dickinssi II Phytochemistry. 1997. V.46. P.959-961.

79. Leong Y.W., Harrison L.T. (20R, 23E)-Eupha-8,23-diene-3|3, 25-diol from Tripetalum cymosum II Phytochemistry. 1999. V.50. P.849-857.

80. Baumert A., Schumann В., Pozzel A., Schmidt J., Strack D. Triterpenoids from Pisolithus tinctorius Isolates and Ectomycorrhizas II Phytochemistry. 1997. V.45. P.499-504.

81. Grove J.F. 23,24, 25, 26, 27-Pentanorlanost-8-ene-3j3, 22-diol from Verticilli lecanii И Phytochemistry. 1984. V.23. P.1721-1723.

82. Tuyen N. Kim D.S.H.L., Fong H.S., Soejarto D.D., Khunn T.C., Tri M.V., Xnan L.T. Structure Elucidation of Two Triterpenoids from Fiens fistulosa И Phytochemistry. 1999. V.50. P.467-469.

83. Sato H., Nishitoba Т., Shirasu S., Oda K., Sakamura S. Ganoderols A and B, New Triterpenoids from the Fungus Ganoderma lucidum И Agric. Biol. Chem. 1986. V.50. P.2887-2890.

84. Martynov J., Paruzek Z. Epoxydation-Induced Shifts in Carbon-13 NMR Spectra of Steroids: Lanostane Derivatives // Magn. Res. Chem. 1989. V.27. P.258-262.

85. Perlin A.S., Casu B. Carbon-13 and Proton Magnetic Resonance Spectra of D-Glucose -13C. // Tetrahedron lett. 1969. №34. P.2921-2924.

86. Hall L.D., Jonson L.E. Chemical Studies by ,3C Nuclear Magnetic Resonance Spectroscopy: Some Chemical Shift Dependencies of Oxygenated Derivatives // J. Chem. Soc. Chem. Comm. 1969. P.509-510.

87. Kitagawa I., Nishino Т., Akutsu H., Kuogoku Y. Structure of Holothurin В, a Pharmacologically Active Triterpene Oligoglycoside from Sea Cucumber Levcospilota Brandt // Tetrahedron lett. 1978. №11. P.985-988.

88. Dorman D.E., Roberts J.D. Nuclear Magnetic Resonamce Spectroscopy. Carbon-13 Spectra of Some Pentose and Hexose Aldopyranoses // J. Am. Chem. Soc. 1970. V.92, P. 1355-1360.

89. Usui Т., Yamaoka N., Matsuda K., Tizimura K., Sugiyama H., Seto S. 13C Nuclear Magnetic Resonance Spectra of Glucobioses, Glucotrioses and Glucans // J. Chem. Soc. Perkin 1. 1973. P.2425-2432.

90. Шашков A.C., Чижов O.C. Спектроскопия 13С-ЯМР в химии углеводов и родственных соединений // Биоорган, химия. 1976. Т.2. С.438-488.

91. Koch К., Roades J.A., Hagaman E.W., Wenkert Е. Carbon-13 Nuclear Magnetic Resonance Spectral Analysis of Tobramycin and Related Antibiotics // J. Am. Chem. Soc. 1974. V.96. P.3300-3305.

92. Kochetkov N.K., Chizhov O.S., Shashkov A.S. Dependence of 13C Chemical Shifts on Spatial Interaction of Protons and Conformational Studies of Oligo- and Polysaccarides // Carb. Res. 1984. V.133. P.171-185.

93. J.B. Stothers. Carbon-13 NMR Spectroscopy. Academic Press. 1972. P.144.

94. Shashkov A.S., Lipkind G.M., Knirel Y.A., Kochetkov N.K., Stereochemical Factors Determining the Effects of Glycosylation on the Chemical Shifts in Carbohydrates // Magn. Res. Chem. 1988. Y.26. P.735-747.

95. Шашков A.C., Усов A.M., Книрель Ю.А., Дмитриев Б.А., Кочетков Н.К. Определение абсолютной и аномерной конфигурации схаров в олиго- и V полисахаридах по эффектам гликозилирования в спектрах ,3С-ЯМР // Биоорган, химия. 1981. Т.7. С.1364-1371.

96. Липкинд Г.М., Шашков А.С., Мамян С.С., Кочетков Н.К. Конформация1 1 ^циклогептиламилозы в растворе по данным спектроскопии Н и С-ЯМР и теоретических расчетов // Биоорган, химия. 1987. Т.13. С.1075-1080.

97. Kovac P., Hirsh J., Shashkov A.S., Usov A.I., Yarotsky S.V. 13C-NMR Spectra of Xylo-oligosaccharides and their Application to the Elucudation of Xylan Structure. // Carb. Res. 1980. Y.85. P.177-185.

98. Tori K., Seo S., Yoshimura V., Arita H., Tomita Y. Glycosidation Shifts in Carbon-13 NMR Spectroscopy: Carbon-13 Shifts from Aglycone and Glucose to Glucoside // Tetrahedron lett. 1977. №2. P. 179-182.

99. Horibe I., Seo S., Yoshimura Y., Tori K. Glucosidation Shifts of Allylic and Benzylic Alcohols in 13C NMR Spectroscopy// Organic Magn. Res. 1984. V.2. P.428-430.

100. Lemieux R.U., Koto S. The Conformational Properties of Glucosidic Linkages // Tetrahedron. 1974. V.30. P.1933-1944.

101. Афиятуллов Ш.Ш., Тищенко Л.Я., Стоник B.A., Калиновский А.И., Еляков Г.Б. Структура кукумариозида Gi нового тритерпенового гликозида из голотурии Cucumaria fraudatrix II Химия природа, соедин. 1985. №2. С.244-248.

102. VanAntverp C.L., Eggert Н., Meakins G.H., Miners J.O., Djerassi С. Additivity Relationships in Carbon-13 Nuclear Magnetic Resonans Spectra of Dihydroxy Steroids // J. Org. Chem. 1977. V.42. P.789-793.

103. Grant D.M., Cheney B.V. Carbon-13 Nuclear Magnetic Resonance. Perturbation in the Carbon-13 Chemical Shifts // J. Am. Chem. Soc. 1967. V.89. P.5315-5318.

104. Cheney B.V., Grant D.M. Carbon-13 Nuclear Magnetic Resonance. The Theory of Cagbon-13 Chemical Shifts Applied to Saturated Hydrocarbons // J. Am. Chem. Soc. 1967. V.89. P.5319-5326.

105. Dalling D.K., Grant D.M. Carbon-13 Nuclear Magnetic Resonance. Interactions in the Methylcyclohexanes // J. Am. Chem. Soc. 1972. V.94. P.5318-5324.

106. Grover S.H., Stothers J.B. 13C Nuclear Magnetic Resonance Studies. Examination of the Long-range Shelding Effects of the Hydroxyl Group in Alicyclic Systems // Can. J. Chem. 1974. V.52. P.870-878.

107. Stothers J.B., Tan C.T., Teo K.L. I3C Nuclear Magnetic Resonance Studies. A Comparison of the Stereochemical Dependence of y- end 5- Substituent Effects on ,3C Shielding in Several Norbornanol and Norborneols I I Can. J. Chem. 1976. V.54. P. 12111221.

108. Stothers J.B., Tan C.T. 13C Nuclear Magnetic Resonance Studies. 13C Spectra of Variety of Bicyclo2.2.2.octane Derivatives. Further Determination of the Deshielding 6-Effect // Can. J. Chem. 1976. V.54, P.917-925.

109. Стоник B.A., Чумак А.Д., Исаков B.B., Белогорцева Н.И., Чирва В.Я. Строение голотурина В из Holothuria atra И Химия природа, соедин. 1979. №2. С.522-526

110. Стоник В.А., Шарыпов В.Ф., Калиновский А.И., Еляков Г.Б. Строение нативных генинов и миграция двойной связи в тритерпеновых гликозидах голотурий семейства Stichopodidae // Доклады АН СССР. 1979. Т.245. С.1133-1134.

111. Stothers J.B. Carbon-13 NMR Spectroscopy. Academic Press. 1972.

112. КалиновскиЙ А.И., Шарыпов В.Ф., Стоник В.А., Дзизенко А.К., Еляков Г.Б.1

113. Спектроскопия ЯМР С агликонов гликозидов голотурий // Биоорган, химия. 1980. Т.6. С.86-89.

114. Wai Lee Tan, Djerassi С., Fayos J., Clardy J. The Structure of Sea Cucumber Sapogenin Holotoxinogenin // J. Org. Chem. 1975. V.40. P.466-470.

115. Breitmaier E., Voelter W. 13C-NMR Spectroscopy. Verlag Chemie. 1974. P.148.

116. Lindeman L.D., Adams J.Q. Carbon-13 Nuclear Magnetic Resonance Spectroscopy. Chemical Shifts for the Paraffins through C9. // Anal. Chem. 1971. V.43. P.1245-1252.

117. Калиновский А.И.,Шарыпов В.Ф., Афиятуллов Ш.Ш., Кузнецова Т.А., Стоник

118. В.А., Еляков Г.Б. Изучение некоторых вопросов стереохимии агликонов гликозидов11голотурий методом спектроскопии ЯМР С // Биоорган, химия. 1983. Т.9. С.1558-1564.

119. Ильин С.Г., Шарыпов В.Ф., Стоник В.А., Малиновская Г.В., Уварова Н.И., Еляков Г.Б., Антипин М.Ю., Стручков Ю.Т. 3-е Всесоюзное совещание по органической кристаллохимии. Горький. Тез. докладов. 1981. С. 145.

120. Ильин С.Г., Тарнопольский Б А., Сафина З.И., Соболев А.Н., Дзизенко А.К., Еляков Г.Б. Кристаллическая и молекулярная структура 17-дезокси-22,25-оксидо-голотуриногенина//Доклады АН СССР. 1976. Т.230. С.860-861.

121. Кузнецова Т.А., Калиновская Н.И., Калиновский А.И., Еляков Г.Б. Строение синаптогенинина В артефактного агликона гликозидов голотурии Synapta maculata .//Химия природн. соедин. 1985. №5. С.667-670.

122. Miyamoto Т., Togawa К., Higuchi R., Komori Т. Isolation and Structure of Three Triterpenoid Aglycones from Sea Cucumber Cucumaria echinata. II Liebigs Ann. Chem. 1990. P.39-42.

123. Сметанина О.Ф., Калиновский А.И., Кузнецова Т.А., Стоник В.А., Еляков Г.Б. Новые генины гликозидов из карибской голотурии Parationa // Химия природн. соедин. 1983. №1. С.64-68.

124. Wehrly F.W., Nishida Т. Progress in the Chemistry of Organic Natural Products. 1979. V.36. P.56.

125. Hill EA., Guenther H.E. Remote Polar Substituent Effects on 13C NMR Spectra of Olefinic and Aromatic Carbons. // Organic Magn. Res. 1981. V. 16. P. 177-186.

126. Tori M., Matsuda R., Asakawa Y. The Reaction of Dammarane Triterpenes with m-Chloroperbenzoic acid // Tetrahedron. 1986. V.42. P.1275-1283.

127. Калиновский А.И., Авилов С.А., Степанов В.Р., Стоник В.А. Курилогенин-новый генин из гликозидов голотурии Diasmodactyla kurilensis И Химия природн. соедин. 1983. №6. С.723-727.

128. Breitmaier Е., Voelter W. 13C-NMR Spectroscopy. Verlag Chemie. 1974. P.210.

129. Eggert H., Djerassi C. Carbon-13 Nuclear Magnetic Resonance Spectra of Monounsaturaited Sterids. Evaluation of Rules for Predicting their Chemical Shifts // J.Org. Chem. 1981. V.46. P.5399-5401.

130. Авилов С.А., Калиновский А.И. Новый тритерпеновый агликон из голотурии Diasmodactyla kurilensis II Химия прирдн. соедин. 1989. №3. С.359-361.

131. Lipkind G.M., Shashkov A.S., Kochetkov N.K. Nuclear Overhauser Effect and conformational states of cellobiose in aqueus solution // Carb. Res. 1985. V.141. P.191-197.

132. Dowd M.K., French A.D., Reilly P.J. Conformational Ahalysis of Anomeric Forms Sophorose, Laminarabiose and Cellobiose Using MM3. // Carb. Res. 1992. Y.233. P.15-34.

133. Липкинд Г.М., Шашков A.C., Николаев A.B., Мамян С.С., Кочетков Н.К. Ядерный Эффект Оверхаузера и конформационные состояния 1-»4 связанных гликозилрамнозидов в водных растворах // Биоорган, химия. 1987. Т. 13. С. 1081-1092.

134. Афиятуллов Ш.Ш., Стоник В.А., Калиновский А.И. Кукумариогенин из гликозидов голотурии Cucumaria fraudatrix II Химия природн. соедин. 1983. №1, С.59-64.

135. Abracham H.J., Monsterios J.R. 13С Nuclear Magnetic Resonans Spectra of Some Ergosta-dienes and -trienes // J. Chem. Soc. Perkin Trans.II. 1974. P.662-665.

136. Ильин С.Г., Решетнях M.B., Афиятуллов Ш.Ш., Стоник В.А., Соболев А.И., Вельский В.К., Еляков Г.Б. Кристаллическая и молекулярная структура диацетата голост-8(9)-ен-3/3,16/3-диола. // Доклады АН СССР. 1985. Т.284. С.356-359.

137. Wehrley F.W., Nishida Т. Progress in the Chemistry of Organic Natural Products. 1979. V.36. P. 115.

138. Tsuda M., Schroepfer G. 13C Olefinic Carbon Shieldings in Sterols and Relate Cyclic Compounds // Chem. Phys. Lipids. 1979. V.25. P.49-68.

139. Breitmaier В., Voelter W. 13C NMR Spectroscopy. Verlag Chemie. 1974. P.126.

140. Калинин В.И., Калиновский А.И., Стоник B.A. Онекотаногенин новый тритерпеновый генин из голотурии Psolus fabricii II Химия природн. соедин. 1987. №5. С.674-678.

141. Wehrly F.W., Nishida Т. Progress in the Chemistry of Organic Natural Products. 1979. V.39. P.34.

142. Шарыпов В.Ф., Калиновский А.И., Стоник B.A., Авилов С.А., Еляков Г.Б. Выделение нативных агликонов из тритерпеновых гликозидов тихоокеанской голотурии Cucumaria japonica II Химия природа, соедин. 1985. №1, С.55-59.

143. Letourneux Y., Qui-Khuong-Huu, Gut М., Lukacs G. Identification of C-22 Epimers in Steroids by Carbon-13 Nuclear Magnetic Resonance Spectroscopy // J. Org. Chem. 1975. V.40. P. 1674-1675.

144. Chriestl M., Reich H.J., Roberts J.D. Nuclear Magnetic Resonace Spectroscopy. Carbon-13 Chemical Shifts of Methylcyclopentanes, Cyclopentanols and Cyclopentyl Acetates // J. Am. Chem. Soc. 1971. V.93. P.3463-3468.

145. Accary A., Infarnet Y., Nuel J., Duplan J. Effects of Substitutions on Chemical Shifts of Carbons in 13C-NMR Spectra of Methyl Tetrahydrofuranes // Organic Magn. Res. 1978. V.ll. P.287-290.

146. Clasters A., Ahond A., Poupat C., Potier P., Intes A. Marine Invertebrates from New-Caledonian Lagoon. Study of a New Sapogenin Isolated from Sea Cucumber Bohadschia vitensis Semper// Experientia. 1978. V.38. P.973-974.

147. Еляков Г.Б., Калиновская Н.И., Калиновский А.И., Стоник В.А., Кузнецова Т.А. // Новые голотуриногенины голотурина Bi из Holothuria floridana II Химия природа, соедин. 1982. №3. С.323-327.

148. Калиновский А.И., Шарыпов В.Ф., Стоник В.А. Еляков Г.Б. Структура нативного агликона стихопозида А из голотурии Stichopus japonicus Selenka // Биоорган, химия. 1980. Т.6. С.951-952.

149. Калиновский А.И., Мальцев И.И.,Антонов А.С., Стоник В.А. Изучение структуры гликозидов голотурий методом спектроскопии ЯМР 13С // Биоорг. химия. 1984. Т.10. С.1655-1663.

150. Tanaka O., Yahara S. Dammarane Saponins of Leaves of Panax pseudo-Ginseng . Subsp. Himalaicus II Phytochemistry. 1978. V.17. P.1353-1358.

151. Калинин В.И., Стоник В.А., Калиновский А.И., Исаков В.В., Структура псевдостихопозида А основного тритерпенового гликозида из голотурии Pseudostichopus trachus Н Химия природа, соедин. 1989. №5. С.678-683.

152. Bhatnagar В., Dudouet В., Ahond A., Poupat С., Thoison О., Clasters A., Laurent D., Potier P. Sponins and Sapogenins from the Holithurian Actinopuga flammea II Bull. Soc. Chim. France. 1985. №1. P.124-129.

153. Олейникова Г.К., Кузнецова Т.А., Иванова H.C., Калиновский А.И., Ровных Н.В., Еляков Г.Б. Новый тритерпеновый гликозид- голотурин Aj из карибской голотурии сем. Holothuriidae II Химия природа, соедин. 1982. №4. С.464-469.

154. Калинин В.И., Авилов С.А., Калиновский А.И.,Стоник В.А., Мильгром Ю.М., Рашкес Я.В. Кукумариозид G4 новый тритерпеновый гликозид из голотурии Eupentacta fraudatrix // Химия природн. соедин. 1992. №6. С.691-694.

155. Калинин В.И., Левин B.C., Стоник В.А. Химическая морфология: тритерпеновые гликозиды голотурий (Holothurioidea, Echinodermata). Дальнаука. 1994.

156. Авилов С.А., Калиновский А.И.,Стоник В.А. Новый тритерпеновый гликозид из голотурии Neothionidium magnum // Химия природн. соедин. 1990. №1. С.53-57.

157. Калинин В.И., Калиновский А.И., Стоник В.А. Структура псолюсозида А-основного тритерпенового гликозида из голотурии Psolus fabricii. .// Химия природн. соедин. 1985. №2. С.212-217.

158. Garneau F.X., Stmard J.L., Harvey О., ApSimon J.W., Girard M. The Structure of Psoluturin A, the Maigor Triterpene Glycosides of the Cucumber Psolus fabricii. И Can. J. Chem. 1983. V.61. P.1465-1469.

159. Honda S., Yuki H., Takura K. Fourier-Transform 13C Nuclear Magnetic Resonance Spectra of D-Glucose 3- and 6-sulfates // Carb. Res. 1973. V.28. P. 150-153.

160. Стоник B.A., Мальцев И.И., Калиновский А.И., Конде К., Еляков Г.Б. Два новых тритерпеновых гликозида из голотурий сем. Stichopodidae II Химия природа, соедин.1982. №2. С.194-199.

161. Breitmaier Е., Voelter W. 13C-NMR Spectroscopy. Verlag Chemie. 1974. P. 127.

162. Мальцев И.И., Стоник В.А., Калиновский А.И. Стихопозид Е новый тритерпеновый гликозид из голотурии сем. Stichopodidae // Химия природн. соедин.1983. №2. С.308-312.

163. Maltsev I.I., Stonik V.A., Kalinovsky A.I., Elyakov G.B. Triterpene glycosides from sea cucumber Stichopus japonicus Selenka I I Сотр. Biochem. Physiol. 1984. V.78B. P.421-426.

164. Авилов С.А., Калиновский А.И., Стоник В.А. Два новых тритерпеновых гликозида из голотурии Duasmoductyla kurilensis. // Химия природн. соедин. 1991. №1. С.221-226.

165. Blunt J.W., Stothers J.B. 13С NMR Spectra of Steroids- A Survey and Commentary. // Organic Magn. Res. 1977. V.9. P.439-464.

166. Калинин В.И., Калиновский А.И., Стоник В.А. Дмитренок П.С., Елькин Ю.Н. Структура псолюсозида В неголостанового гликозида из голотурий рода Psolus П Химияя природн. соедин. 1989. №3. С.361-368.

167. Silchenko A.S., Avilov S.A., Antonov А.А., Kalinin V.I., Kalinovsky A.I., Smirnov A.V., Riguera R., Jimenez C. Triterpene glycosides from the Deep-Water North-Pacific Sea Cucumber Synallactes nozawai II J.Nat. Prod. 2002. V.65. P.1802-1808.

168. Kochetkov N.K., Lipkind G.M., Shashkov A.S., Nifantiev N.E. NMR and Conformational Analysis of Some 2,3-Disubstituted Methyl-a-L-Rhamnopyranosides // Carb. Res. 1991. V.221. P.145-168.

169. Stonik В.А., Kalinin V.I., Avilov S.A. Toxins from Sea Cucumbers (Holothurids) Chemical Structure, Properties, Taxonomic Distribution, Biosynthesis and Evolution // J. Nat. Toxins. 1999. V.235. P.235-248

170. Афиятуллов Ш,Ш„ Калиновский А.И., Стоник В.А. Структура кукумариозидов С, и С2- даух новых тритерпеновых гликозидов из голотурии Eupentacta fraudatrix II Химия природн. соедин. 1987. №6. С.831-837.

171. Авилов С.А., Стоник В.А., Калиновский А.И. Строение четырех новых тритерпеновых гликозидов из голотурии Cucumaria japonica. И Химия природн. соедин. 1990. №6. С.787-793.

172. Калинин В.И.,Калиновский А.И., Афиятуллов Ш.Ш. Тритерпеновые гликозиды голотурии Eupentacta pseudoquinquisemita. II Химия природн. соедин. 1988. №2. С.221-225.

173. Дроздова О.А., Авилов С.А., Калиновский А.И., Стоник В.А., Мильгром Ю.М., Рашкес Я.В. Новые гликозиды из голотурии Cucumaria japonica. II Химия природн. соедин. 1993. №2. С.242-248.

174. Дроздова О.А., Авилов С.А., Калиновский А.И., Стоник В.А., Мильгром Ю.М., Рашкес Я.В. Трисульфатированные гликозиды из голотурии Cucumaria japonica. II Химия природн. соедин. 1993. №3. С.369-373.

175. Avilov S.A., Kalinovsky A.I., Kalinin V.I., Stonik V.A., Riguera R., Jimenez C. KoreasideA- a New Nonholostane Triterpene Glycoside from Sea Cucumber Cucumaria koraienses II J. Nat. Prod. 1997. V.60. P.808-810.

176. Miamoto Т., Togawa K., Higuchi R., Komori Т., Sasaki T. Structures of Four New Triterpenoid Oligoglycosides. Ds-Pentasterosides А, В, С and D from Sea Cucumber Pentacta australis II J. Nat. Prod. 1992. V.55. P.940-946.

177. Nikino H., Okugama t., Konno C., Takemoto T. Carbon-13 Nuclear Magnetic Resonance Spectra of Phytoecdysons // Chem. Pharm. Bull. 1975,. V.23. P.125-132.

178. Авилов C.A., Калинин В.И., Калиновский А.И., Стоник В.А. Кукумариозид G2-минорный тритерпеновый гликозид из голотурии Eupentacta fra.uda.trix II Химия природн. соедин. 1991. №3. С.438-439.

179. Neszmelyi A., Tori К., Lukacs G. Use of Carbon-13 Spin-lattice Relaxation Times for Sugar Sequence Determination in Steroid Oligosaccharides // J. Chem. Soc. Chem. Comm. 1977. P.613-614.

180. Witterbort R.J., Szabo A. Theory of NMR Relaxation Macromolecules: Restricted diffusion and Jump Models for Multiple Internal Rotations in Amino acid Side Chains // J. Chem. Phys. 1978. V.69. P. 1722-1736.

181. Калиновский А.И. Изучение структуры гликозидов голотурий с помощью времен релаксации Ti углеродов // Химия природн. соедин. 1988. №4. С.605-606.

182. Антонов А.С., Калиновский А.И., Стоник В.А., Евтушенко Е.В., Еляков Г.Б. Структура улосозида А, нового тритерпенового гликозида из губки Ulosa sp. II Известия АН. Сер. хим. 1994. №7. С.1326-1329.

183. Кича А.А., Калиновский А.И., Горбач Н.В., Стоник В.А. Новые полигидроксистероиды из дальневосточной морской звезды Henricia sp. II Химия природн. соедин. 1993. №2. С.249-253.

184. Кича А.А., Калиновский А.И., Левина Э.В., Андриященко П.В. Кульцитозид Ci из морских звезд Culcita novaeguinale и Linckia guildingi II Химия природн. соедин. 1985. №6. С.801-804.

185. Дроздова О.А., Авилов С.А., Калиновский А.И., Стоник В.А. Новый ацетилированный гликозид из голотурии Cucumaria japonica И Химия природн. соедин. 1992. №5. С.590-591.

186. Ishii Н., Seo S., Tori К., Tozio Т., Yoshimura Y. The Structures of Saikosaponin E and Acetylsaikosaponins, Minor Components Isolated from Bupleurum falcatum L. Determined by C-13 NMR Spectroscopy // Tetrahedron lett. 1977. №14. P. 1227-1230.

187. Drozdova O.A., Avilov S.A., Kalinin V.I., Kalinovsky A.I., Stonik V.A., Riguera R., Jimenez C. Cytotoxic Triterpene Glycosides from Far-Eastern Sea Cucumber Belonging to the Grnus Cucumaria II Liebigs Ann./Rocueil. 1997. P.2351-2356.

188. Кича A.A. Калиновский А.И., Иванчина H.B., Стоник В.А. Стероидные гексаолы из морской звезды Solaster dawsoni verrill II Известия АН. Сер. хим. 1993. №5. С.980-982.

189. Ivanchina N.V., Kicha A.A., Kalinovsky A.I., Dmitrenok P.S., Prokofeva N.G., Stonik V.A. New steroid Glycosides from Starfish Asteria rathbuni. И J. Nat. Prod. 2001. V.64. P.945-947.

190. Kicha A.A., Kalinovsky A.I., Levina E.V., Stonik V.A., Elyakov G.B. Asterosaponin Pi from the starfish Patiriapectinifera II Tetrahedron lett. 1983. V.24. P.3893-3896.

191. Кича А.А., Калиновский А.И., Стоник В.А. Новые полигидроксистероиды из дальневосточной морской звезды Ceramaster patagonicus И Известия АН. Сер. хим. 1997. С.190-195.

192. Капустина И.И., Калиновский А.И., Полоник С.Г., Стоник В.А. Новые астеросапонины из морской звезды Distolasterias nipon II Химия природн. соедин. 1987. №2. С.250-254.

193. Кича А.А., Калиновский А.И., Стоник В.А. Стероидные гликозиды из морской звезды Crossaster papposus II Химия природн. соедин. 1993. №2. С.257-260.

194. Левина Э.В., Калиновский А.И., Андреященко П.В., Кича А.А. Стероидные гликозиды из морской звезды Echinaster sepositus II Химия природн. соедин. 1987. №2. С.146-249.

195. Кича А.А., Калиновский А.И. Выделение лавиусколозида G из морской звезды Henricia derjugini и коррекция структуры эхинастерозидов Bi и В2 // Химия природн. соедин. 1993. №4. С.619-620.

196. Кича А.А., Калиновский А.И., Стоник В.А. Полигидроксилированные стероиды из морской звезды Patiria pectinifera II Химия природн. соедин. 1984. №6. С.738-741.

197. Кича А.А., Калиновский А.И., Левина Э.В., Рашкес Я.В., Стоник В.А., Еляков Г.Б. Новый стероидный гликозид из морской звезды Patiria pectinifera // Химия природн. соедин. 1985. №3. С.356-361.

198. Кича А.А., Калиновский А.И., Левина Э.В., Стоник В.А., Еляков Г.Б. Полигидроксилированные стероиды из пищеварительных органов морской звезды Patiria pectinifera // Биоорган, химия. 1983, т.9, с.975-977.

199. Кича А.А., Калиновский А.И., Андриященко П.В., Левина Э.В., Кульцитозиды С2 и Сз из морской звезды Culcita novaeguineae II Химия природн. соедин. 1986. №5. С.592-596.

200. Кича А.А. Калиновский А.И., Стоник В.А. Стероидный гексаол из Crossaster papposus И Химия природн. соедин. 1989. №3. С.532-433.

201. Кича А.А. Калиновский А.И., Стоник В.А. Стероидные гликозидв из морской звезды Crossaster papposus II Химия природн. соедин. 1989. №5. С.669-673.

202. Кича А.А., Калиновский А.И., Иванчина Н.В., Елькин Ю.Н., Стоник В.А. Полигидроксистероиды из дальневосточной морской звезды Ctenodiscus crispatus П Известия АН. Сер. хим. 1994. №10. С. 1821-1825.

203. Кича А.А., Калиновский А.И., Стоник В.А.,Новый высокогидроксилированный стероидный гликозид из морской звезды Leptasterias polaris acervata // Известия АН. Сер. хим. 1995. №6. С. 1164-1165.

204. Demarco P.V., Farkas Е., Doddrell D., Mulari B.L., Wenkert E. Pyridin Indused Solvent Shifts in the Nuclear Magnetic Resonance Spectra of Hydroxylic Compaunds // J. Am. Chem. Soc. 1968. V.90. P.5480-5486.

205. Arnold W., Meister W., Englert G., Substituent Increments for the 'H-NMR. Chemical Shifts of 18- and 19-Methyl Proton of Steroids. 9a, 10/3 (Normal)- Steroids // Helvetica Chimica Acta. 1974. V.57. P.1550-1567.

206. Кича A.A., Калиновский А.И., Стоник B.A. Минорные полиоксистероиды из морской звезды Crossaster papposus И Химия природа, соедин. 1990. №2. С.218-221.

207. БуркертУ., Эллинжер Н. Молекулярная механика. Мир. 1986.

208. De Leeuw F.A., Van Kampen P.N., Altona С., Diez E., Esteban A.I.J. Relationships between Torsion Angles and Ring Puckering Coordinates. Application to Heterocyclic Puckered Five-membered Rings // J. Mol. Structure. 1984. V.125. P.67-88.

209. Haasnoot C.A.G., DeLeew F.A.A.M., Altona C. The Relatinship between Proton-proton NMR Coupling Constants and Substituent Electronegativities // Tetrahedron. 1980. V.36. P.2783-2792.

210. Калиновский А.И., Стоник B.A. Новый подход к изучению конформации кольца D в некоторых полизамещенных стероидах методом спектроскопии ЯМР // Доклады АН. 2004. Т.395. С.356-359.

211. Zollo F., Finamore E., Minale L. Novel Polyhydroxysteroids and Steroidal Glycosides from the Starfish Sphaerodoscusplacenta. // J. Nat. Prod. 1987. V.50. P.794-799.