Каталитические основы повышения чувствительности и селективности амперометрического глюкозного биосенсора тема автореферата и диссертации по химии, 02.00.15 ВАК РФ

ВВЕДЕНИЕ.

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ.

СПИСОК ИСПОЛЬЗУЕМЫХ ОПРЕДЕЛЕНИЙ.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

Глава 1. Амперометрические глюкозные биосенсоры.

Глава 2. Трансдьюсеры пероксида водорода.

2.1. Аналитическое приложение сенсоров на основе Берлинской лазури и ее аналогов.

2.2. Способы увеличения селективности определения Н2О2.

Глава 3. Способы иммобилизации ГОД при конструировании глюкозных биосенсоров.

3.1.Использование ионообменных полиэлектролитов для создания электрохимических биосенсоров.

3.2 Использование сред с высоким содержанием органического растворителя при иммобилизации ферментов.

ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ.

Глава 4. Используемые материалы, оборудование и методы.

4.1. Материалы.

4.2. Оборудование.

4.3. Методы.;.

РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ.

Глава 5. Сенсор пероксида водорода на основе Берлинской лазури.

5.1. Стабильность и селективность трансдьюсера на основе Берлинской лазури при анализе Н2О2 в присутствии кислорода.

5.2. Неэлектроактивные покрытия на поверхности Берлинской лазури.

5.3 Аналитические характеристики сенсоров пероксида водорода на основе Берлинской лазури.

Глава 6. Глюкозный биосенсор на основе Берлинской лазури.

6.1. Иммобилизация глюкозооксидазы в мембраны Нафиона из сред с высоким содержанием этанола.

6.2. Аналитические характеристики глюкозного биосенсора на основе Берлинской лазури при анализе модельных систем.:.

6.3. Применение глюкозного биосенсора на основе Берлинской лазури к анализу реальных объектов.

ВЫВОДЫ.

В последние годы все более пристальное внимание аналитической биотехнологии уделяется разработке устройств, позволяющих проводить экспрессный, дешевый, и в то же время чувствительный и избирательный анализ реальных объектов при экологическом мониторинге, клинической диагностике и оценке качества пищевых продуктов. Все перечисленные характеристики присущи биосенсорам. Наиболее известными представителями данных устройств являются глюкозные биосенсоры, история создания которых насчитывает 40 лет. На сегодняшний день глюкозные биосенсоры доступны для персонального пользования. Тем не менее, существует ряд задач (например, неинвазивная диагностика), требующих высокой чувствительности анализа. С другой стороны, как при клинической диагностике, так и при оценке качества пищевых продуктов принципиальна задача уменьшения мешающего влияния легкоокисляемых восстановителей на отклик биосенсоров, в связи с чем требуется повышение избирательности данных устройств. Глюкозные биосенсоры могут рассматриваться как модели для разработки биосенсоров на ключевые метаболиты.

Согласно заключению ИЮПАК, биосенсором считается устройство, состоящее из элемента биологического распознавания, иммобилизованного на поверхности трансдьюсера (преобразователя информации). По типу используемого трансдьюсера биосенсоры делят на оптические, гравиметрические и электрохимические. Последние пользуются наибольшей популярностью, поскольку информация о биологическом распознавании преобразуется непосредственно в форму электрического сигнала.

Более 90% промышленно выпускаемых электрохимических биосенсоров содержат оксидазы в качестве биочувствительного элемента. Наиболее перспективным принципом действия оксидазосодержащих биосенсоров является детекция пероксида водорода. Открытие в 80-х годах медиаторных систем, которые легли в основу биосенсоров второго поколения, тем не менее, не позволило добиться преимуществ в чувствительности и избирательности при анализе реальных объектов.

На сегодняшний день самыми перспективными трансдьюсерами пероксида водорода являются электроды, модифицированные Берлинской лазурью. Берлинская лазурь, или феррицианид трехвалентного железа (Fe4III[FeII(CN)6]a), обладает уникальными свойствами как электрокатализатор восстановления пероксида водорода и позволяет избирательно определять Н2О2 в присутствии кислорода в широком диапазоне потенциалов. По активности электрод на основе Берлинской лазури в 1000 раз превосходит известные ранее трансдьюсеры на основе платины. Однако, при практическом применении трансдьюсер на основе Берлинской лазури недостаточно стабилен. Кроме того, при анализе реальных объектов часто приходится проводить определение пероксида водорода на фоне многократного избытка восстановителей (в частности, аскорбата). Таким образом, необходимо дальнейшее улучшение характеристик трансдьюсера на основе Берлинской лазури.

Помимо трансдьюсера, при создании биосенсора большое значение имеет иммобилизация фермента на его поверхности. Для унифицирования процесса иммобилизации перспективным является создание ферментсодержащих мембран на основе полимеров. Включение ферментов в готовые полимеры способствует повышению воспроизводимости биосенсоров. Ранее была показана перспективность создания ферментсодержащих мембран на основе полиэлектролита Нафиона, поскольку данный полимер является водонерастворимым, биосовместимым, а также обладает высокой степенью адгезии к поверхности и низкой набухаемостью в водных растворах. Наиболее эффективный способ иммобилизации фермента в мембраны Нафиона заключается в использовании для этого смесей фермента и полиэлектролита с высоким содержанием органического растворителя. Тем не менее, для достижения требуемых аналитических 6 характеристик биосенсоров существующий метод требовал доработки с применением фундаментальных основ ферментативного катализа.

Таким образом, проблема повышения чувствительности и селективности биосенсоров является актуальной и включает создание высокочувствительного и избирательного трансдьюсера, а также разработку эффективного способа иммобилизации фермента. Демонстрация фундаментальных преимуществ биосенсоров на основе оксидаз возможна на примере глюкозного датчика, который и был выбран в качестве объекта исследования. 7

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ Х.с.э. - хлорсеребряный электрод сравнения

Отн. х.с.э. - значение потенциала относительно хлорсеребряного электрода сравнения

Н.к.э. - насыщенный каломельный электрод.

ГОД - глюкозооксидаза о-ФДА - о-фенилендиамин

ПК - пирокатехин

ТЭОС - тетраэтоксисилан

Поли-ОС - полиоксисилан

ТТФ-ТЦХМ - тетратиофульвален-тетрацианохинодиметан ПВ С - поливиниловый спирт ГК - гексокиназа

ГДФ - глюкозо-6-фосфатдегидрогеназа БСА - бычий сывороточный альбумин ТБАТС - тетрабутиламмонийтолуол-4-сульфонат ТС-ион - толуол-4-сульфонат-ион

СПИСОК ИСПОЛЬЗУЕМЫХ ОПРЕДЕЛЕНИЙ

Чувствительность биосенсора - тангенс угла наклона линейного участка градуировочного графика биосенсора в линейных координатах.

Удельная чувствительность биосенсора - величина чувствительности биосенсора, приходящаяся на 1 мг иммобилизованного фермента.

Экспериментально определяемый предел обнаружения биосенсора - наименьшая экспериментально определяемая концентрация аналита.

Селективность биосенсора при определении аналита в присутствии восстановителей - абсолютная величина отношения отклика биосенсора на анализируемое вещество к отклику биосенсора на восстановитель в той же концентрации.

Селективность трансдьюсера на основе Берлинской лазури при определении пероксида водорода в присутствии кислорода - величина отношения силы тока восстановления пероксида водорода с помощью трансдьюсера на основе Берлинской лазури при потенциале 0.0 В (х.с.э.) к силе тока восстановления кислорода воздуха, присутствующего в той же концентрации, что и Н2О2 .

Скорость инактивации покрытия Берлинской лазури - доля, которую составляет уменьшение абсолютного значения стационарного отклика электрокатализатора на пероксид водорода по сравнению с максимальным значением стационарного отклика, в единицу времени (%/час).

Эффективность осаждения покрытия Берлинской лазури - отношение затраченного на реакцию осаждения количества электричества к общему количеству электричества, пропущенного через электрод.

Полная стабильность сенсора в течение определенного времени -сохранение постоянной величины отклика сенсора в течение данного периода времени.

Операционная стабильность биосенсора - изменение отклика биосенсора в ходе его периодического тестирования в течение определенного временного интервала. 9

Проницаемость пленок Берлинской лазури с электрополимеризованным покрытием отношение величин катодных пиков последнего и первого циклов электрополимеризации.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

12f ВЫВОДЫ

1) Осуществлена электрополимеризация неэлектроактивных покрытий на поверхности электродов, модифицированных Берлинской лазурью. В результате электрополимеризации о-ФДА достигнута полная стабильность трансдьюсера в жестких условиях потока 1СГ4 М пероксида водорода в течение 20 часов, а также высокая избирательность, при которой отклик трансдьюсера на пероксид водорода превышал отклик на аскорбат в 600 раз.

2) Создан электрохимический датчик на пероксид водорода, пригодный для использования в аналитических системах. В проточно-инжекционном режиме отклик датчика линеен в диапазоне концентраций Н2О2 10"7 - 10"3 М, чувствительность составила 0.3 A M"1 см"2, что только в 2 раза ниже ее теоретического предела.

3) Разработан новый способ иммобилизации глюкозооксидазы в мембраны Нафиона из водноорганических смесей со стадией стабилизации мембранообразующим полиэлектролитом. В результате достигнуто оптимальное окружение молекул ГОД в мембране Нафиона.

4) Путем комбинации трансдьюсера на основе Берлинской лазури и разработанного способа иммобилизации ГОД, создан биосенсор на глюкозу. В проточно-инжекционном режиме анализа датчик демонстрирует рекордные значения чувствительности (0.05 A M"1' см"2) и предела обнаружения (10"7 М).

5) Показана применимость разработанного глюкозного биосенсора к анализу реальных объектов. Продемонстрирована высокая корреляция результатов электрохимического анализа глюкозы в образцах вин с данными стандартного СФ-анализа. Биосенсор, интегрированный в полуавтоматический проточно-инжекционный анализатор, позволил в 10 раз сократить время анализа глюкозы по сравнению со стандартным СФ-методом. Кроме того, разработанный биосенсор обладал лучшим пределом обнаружения по сравнению с СФ-методом (предел обнаружения сф=5

1. Clark, L.; Lyons, С. Electrode systems for continuous monitoring in cardiovascular surgery. Ann.NYAcad.Sci. (1962),102, 29-45.

2. Wang, J.; Liu, J.; Chen, L.; Lu, F. Highly selective membrane-free, mediator-free glucose biosensor. Analytical Chemistry (1994),66, 3600-3603.

3. Jaffari, S. A.; Pickup, J. Novel hexacyanoferrate(III)-modified carbon electrodes: application in miniturized biosensors with potential for in vivo glucose sensing. Biosensors & Bioelectronics (1996), 11, 1167-1175.

4. Jaffari, S. A.; Turner, A. P. F. Novel hexacyanoferrate(III) modified graphite disc electrodes and their application in enzyme electrodes .1. Biosensors & Bioelectronics (1997),12,1., 1-9

5. Wang, J.; Chen, Q. Enzyme microelectrode array strips for glucose and lactate. Analytical Chemistry (1994),66, 1007-1011.

6. Xu, J.; Zhang, X.; Yu, Z.; Fang, H.; Chen, H. A stable glucose biosensor prepared by co-immobilizing glucose oxidase into poly( p-chlorophenol) at a platinum electrode. Fresenius J Anal Chem (2001),369, 486-490.

7. Karyakin, A.; Gitelmacher, O.; Karyakina, E. A High-Sensitive Glucose Amperometric Biosensor Based on Prussian Blue Modified Electrodes. Anal. Letters (1994),27,2861-2869.

8. Garjonyte, R.; Malinauskas, A. Amperometric glucose biosensor based on glucose oxidase immobilized in poly(o-phenylenediamine) layer. Sensors and Actuators, В (1999),B56, 85-92.

9. Tian, F.; Zhu, G. Bienzymatic amperometric biosensor for glucose based on polypyrrole/ceramic carbon as electrode material. Analytica ChimicaActa (2002),451, 251-258.

10. Тернер, А. Биосенсоры: основы и приложения; "Мир": Москва, 1992.

11. Stankovich, M.; Schopfer, L.; Massey, Y. Determination of glucose oxidase oxidation-reduction potentials and oxygen reactivity of fully reduced and semiquinoid forms. Journal of Biological Chemistry (1978),99, 2387-2389.

12. Chan, T. W.; Bruice, Т. C. One and two electron transfer reactions of glucose oxidase. Journal of the Americal Chemical Society (1977),99, 2387-2389.

13. Kulys, J. J.; Cenas, N. K. Oxidation of glucose oxidase from Pennicillium vitale by one-and two-electron acceptors. Biochimica et Biophysica Acta (1983),744, 57-63.

14. Cass, A.; Davis, G.; Francis, G.; Hill, H.; Aston, W.; Higgins, I.; Plotkin, E; Scott, L.; Turner, A. Ferrocene-mediated enzyme electrode for amperometric determination of glucose. Analytical Chemistry (1984),56, 667-671.

15. Csoregi, E.; Schmidtke, D. W.; Heller, A. Design and optimization of a selective subcutaneously implantable glucose electrode based on wired glucose oxidase. Analytical Chemistry (1995),61, 1240-1244.

16. Daly D.J.; O'Sullivan C.K.; G.G., G. The use of polymers coupled with metallised electrodes to allow H202 detection in the presense of electrochemical interferences. Talanta (1999),49, 667-678.

17. Yaropolov, A. I.; Malovik, V.; Varfolomeev, S. D.; Berezin, I. V. Electroreduction of hydrogen peroxide on an electrode with immobilized peroxidase. Dokl.Akad.Nank SSSR (1979),249, 1399-1401.

18. Miscellanea Berolinensia ad Incrementium Scientiarum. Berlin (1710), 377.

19. Neff, V. D. Electrochemical Oxidation and Reduction of Thin Films of Prussian Blue. Journal of the Electrochemical Society (1978), 128, 886-887.

20. Keggin, J. F.; Miles, F. D. Structure and formulae of the Prussian Blue and related compounds. Nature (1936),137, 577-578.

21. Duncan, J. F.; Wrigley, P. W. R. The electronic structure of the iron atoms in complex iron cyanides. Journal of Chemical Society (1963),1120-1125.

22. Herren, F.; Fisher, P.; Ludi, A.; Halg, W. Neutron difraction study of Prussian Blue, Fe^Fe(CN)g.2 XH2O. Location of water molecules and long-range magnetic order. Inorganic

23. Chemistry (1980), 19, 956-959.

24. Ibers, J. A.; Davidson, N. On the interaction between hexacyanatoferrate (III) ions and hexacyanoferrate (II) or Iron (Ш) ions. Journal of the American Chemical Society (1951),73, 476-478.

25. Yang, R.; Qian, Z. В.; Deng, J. Q. Electrochemical deposition of prussian blue from a single ferricyanide solution. Journal of the Electrochemical Society (1998),145, 2231-2236.

26. Itaya, K.; Ataka, Т.; Toshima, S. Spectroelectrochemistry and electrochemical preparation method of Prussian blue modified electrodes. Journal of the American Chemical Society (1982), 104, 4767-72.

27. Ellis, D.; EckhofF, M.; Neff, V. D. Electrochromism in the mixed-valence hexacyanides. 1. Voltammetric and spectral studies of the oxidation and reduction of thin films of Prussian Blue. Journal of Physical Chemistry (1981),85, 1225-1231.

28. Crumbliss, A. L.; Lugg, P. S.; Morosoff, N. Alkali metal cation effects in a Prussian blue surface modified electrode. Inorganic Chemistry (1984),23, 4701-4708.

29. Itaya, K.; Shoji, N.; Uchida, I. Catalysis of the reduction of molecular oxygen to water at Prussian blue modified electrodes. Journal of the American Chemical Society (1984),106, 34233429.

30. Karyakin, A. A.; Karyakina, E. E.; Gorton, L. The electrocatalytic activity of Prussian blue in hydrogen peroxide reduction studied using a wall-jet electrode with continuous flow. Journal of Electroanalytical Chemistry (1998),456, 97-104.

31. Zhang, Y.; Wilson, G. S. Electrochemical oxidation of on ^ an<^ electrodes in physiological buffer and its applicability to ^^2 biosensors. Journal of Electroanalytical Chemistry (1993),345, 253-271.

32. Karyakin, A. A.; Karyakina, Е. Е.; Gorton, L. On the mechanism of H202 reduction at Prussian blue modified electrodes. Electrochemistry Communications (1999),1, 78-82.

33. Mattos, I. L.; Gorton, L.; Ruzgas, Т.; Karyakin, A. A. Sensor for Hydrogen Peroxide Based on Prussian Blue Modified Electrode: Improvement of the Operational Stability. Analytical Sciences (2000), 16, 1-5.

34. Karyakin, A. A.; Karyakina, E. E.; Gorton, L. Prussian Blue based amperometric biosensors in flow-injection analysis. Talanta (1996),43, 1597-1606.

35. Jain, A. K.; Singh, R. P.; Bala, C. Solid membranes of copper hexacyanoferrate(III) as thallium(I)-sensitive electrode. Analytical Letters (1982),15, A19, 1557-1563.

36. Bocarsly, А. В.; Sinha, S. Chemically derivatized nikel surfaces: synthesis of a new class of stable electrode surfaces. Journal of Electroanalytical Chemistry (1982),137, 157-162.

37. Siperko, L. M.; Kuwana, T. Electrochemical and spectroscopic studies of metal hexacyanometalate films.I. Cupric hexacyanoferrate. Journal of the Electrochemical Society (1983),130, 396-402.

38. Itaya, K.; Uchida, I.; Neff, V. D. Electrochemistry of polynuclear transition metal cyanides: Prussian blue and its analogues. Account of Chemical Research (1986),19, 162-8.

39. Kulesza, P. J.; Galus, Z. Polynuclear transition metal hexacyanoferrate films. In-situ electrochemical determination of their composition. Journal of Electroanalytical Chemistry (1989),267, 117-127.

40. Chen, S.-M. Electrocatalytic oxidation of thiosulfate by metal hexacyanoferrate film modified electrodes. J. Electroanal Chem. (1996),417, (1-2), 145-153.

41. Lin, M. S.; Tseng, T. F.; Shih, W. C. Chromium(III) hexacyanoferrate(II)-based chemical sensor for the cathodic determination of hydrogen peroxide. Analyst (1998),123, 159-163.

42. Bennett, I.; Beauvais, L.; Shores, M.; J., L. Expanded Prussian Blue Analogues Incorporating Re6Se8(CN)6.3-/4- Clusters: Adjusting Porosity via Charge Balance. Analytical Chemistry (2001), 123, 8022-8032.13 2.

43. Ruzgas, Т.; Csoregi, E.; Emneus, J.; Gorton, L.; Marko-Varga, G. Peroxidase-Modified Electrodes. Fundamentals and Applications. Analytica ChimicaActa (1996),330, 123-138.

44. Mattos, I. L.; Gorton, L.; Laurell, Т.; Malinauskas, A.; Karyakin, A. A. Development of biosensors based on hexacyanoferrates. Talanta (2000),52, 791-799.

45. Lin, M. S.; Jan, В. I. Determination of hydrogen peroxide by utilizing a cobalt(II)hexacyanoferrate-modified glassy carbon electrode as a chemical sensor. Electroanalysis (1997),9, 340-344.

46. Golabi, S. M.; Noor-Mohammadi, F. Electrocatalytic oxidation of hydrazine at cobalt hexacyanoferrate-modified glassy carbon, Pt and Au electrodes. J. Solid State Electrochem. (1998),2, 30-37.

47. Mishima, Y.; Motonaka, J.; Maruyama, K.; Ikeda, S. Determination of hydrogen peroxide using a potassium hexacyanoferrate(III) modifed titanium dioxide electrode. Analytica ChimicaActa (1998),358, 291-296.

48. Duessel, H.; Dostal, A.; Scholz, F. Hexacyanoferrate-based composite ion-sensitive electrodes for voltammetry. Fresenius'J. Anal. Chem. (1996),355, (1), 21-28.

49. Moscone, D.; D'Ottavi, D.; Compagnone, D.; Palleschi, G. Construction and Analytical Characterization of Prussian Blue-Based Carbon Paste Electrodes and Their Assembly as Oxidase Enzyme Sensors. Analytical Chemistry (2001),73, 2529-2535.

50. Zheng, X.; Guo, Z. Potentiometric determination of hydrogen peroxide at Mn02-doped carbon paste electrode. Talanta (2000),50, 1157-1162.

51. Wang, J.; Rivas, G.; Chicharro, M. Indium-dispersed carbon paste enzyme electrodes. Electroanalysis (1995),8, 434-437.

52. Wang, Y.; Huang, J.; Zhang, C.; Wei, J.; Zhou, X. Determination of hydrogen peroxide in rainwater by using a polyaniline film and platinum particles co-modified carbon fiber microelectrode. Electroanalysis (1998),10, 776-778.

53. O'Connell, P. J.; O'Sullivan, С. K.; Guilbault, G. G. Electrochemical metallisation of carbon electrodes. Analytica ChimicaActa (1998),373, 261-270.

54. Chi, Q. J.; Dong, S. J. Amperometric biosensors based on the immobilization of oxidases in a Prussian blue film by electrochemical codeposition. Analytica Chimica Acta (1995),310, 429-436.

55. Karyakin, A. A.; Gitelmacher, О. V.; Karyakina, E. E. Prussian Blue-Based First-Generation Biosensor. A Sensitive Amperometric Electrode for Glucose. Analytical Chemistry (1995),67, 2419-2423.

56. Lin, M. S.; Shih, W. C. Chromium hexacyanoferrate based glucose biosensor. Anal. Chim. Acta (1999),381, 183-189.

57. Zhang, J. Z.; Dong, S. J. Cobalt(II)hexacyanoferrate film modified glassy carbon electrode for construction of a glucose biosensor. Analytical Letters (1999),32, 2925-2936.

58. Karyakin, A.; Karyakina, E. Prussian Blue-based 'artificial peroxidase1 as a transducer for hydrogen peroxide detection. Application to biosensors. Sensors and Actuators, В (1999),B57, 268-273.

59. Wang, J.; Zhang, X.; Prakash, M. Glucose microsensors based on carbon paste enzyme electrodes modified with cupric hexacyanoferrate. Anal. Chim. Acta (1999),395, 11-16.

60. Wang, J.; Zhang, X. Screen printed cupric-hexacyanoferrate modified carbon enzyme electrode for single-use glucose measurements. Anal. Lett. (1999),32, 1739-1749.

61. Wang, J.; Zhang, X. J.; Prakash, M. Glucose microsensors based on carbon paste enzyme electrodes modified with cupric hexacyanoferrate. Analytica ChimicaActa (1999),395, 11-16.

62. Milardovic, S.; Grabaric, Z.; Rumenjak, V.; Jukic, M. Rapid determination of oxalate by an amperometric oxalate oxidase-based electrode. Electroanalysis (2000),12, 1051-1058.

63. Karyakin, A. A.; Karyakina, E.' E.; Gorton, L. Amperometric biosensor for glutamate using Prussian Blue-based "artificial peroxidase" as a transducer for hydrogen peroxide. Analytical Chemistry (2000),72, 1720-1723.

64. Deng, Q.; Li, В.; Dong, S. Self-gelatinizable copolymer immobilized glucose biosensor based on Prussian Blue modified graphite electrode. Analyst (1998), 123, 1995-1999.

65. Strausak, В.; Schoch, W., European patent application; EP 0136973: 1985; Vol. bulletine 85/15.

66. Schwake, A.; Ross, В.; Cammann, K. Chrono amperometric determination of hydrogen peroxide in swimming pool water using ultramicroelectrode array. Sensors and Actuators, В (1998),В 46, 242-248.

67. Sato, Y.; Sawaguchi, Т.; Hirata, Y.; Mizutani, F.; Yabuki, S. Glucose oxidase/polyion complex-bilayer membrane for elimination of electroactive interferents in amperometric glucose sensor. Analytica ChimicaActa (1998),364, 173-179.

68. Compagnone, D.; Esti, M.; Messia, M.C.; Peluso, E.; Palleschi, G. Development of a biosensor for monitoring glycerol during alcoholic fermentation. Biosensors & Bioelectronics (1998), 13, 875-880.

69. Cammann, К.; Erlenkotter A.; Chemnitius, G.-C.; Patel N.G. Fabrication and characterization of disposable type lactate oxidase sensors for dairy products and clinical analysis. Sensors and Actuators В (2000), 67, 134-141.

70. Yabuki, S.; Mizutani, F. Modifications to a carbon paste glucose-sensing enzyme electrode and reduction in the electrochemical interference from L-ascorbate. Biosensors & Bioelectronics (1995),10, 353-358.

71. Song, J.; S., S.; G., R. Oxidative stress induced by ascorbate causes neuronal damage in an in vitro system. Brain Research (2001),895, 66-72.

72. Wang, J.; Pamidi, P. V. A.; Park, D. S. Sol-gel-derived metal-dispersed carbon composite amperometric biosensors. Eiectroanalysis (1997),9, 52-55.

73. Pandey, P.; Upadhyay, S.; Pathak, H. A new glucose biosensor based on sandwich configuration of organically modified sol-gel glass. Eiectroanalysis (1998), 11, 59-64.

74. Manowitz, P.; Stoecker, P.; Yacynych, A. Galactose biosensors using composite polymers to prevnt interferences. Biosensors & Bioelectronics (1995),10, 359-370.

75. Mizutani, F.; Sato, Y.; Hirata, I.; Sawaguchi, Т.; Yabuki, S. Glucose oxidase/polyion complex-bilayer membrane for elimination of electroactive interferents in amperometric glucose sensor. Analytica ChimicaActa (1998),364, 173-179.

76. Quinto, M., Losito, I., Palmisano, F., Zambonin, C.G. Disposable interference-free glucose sensor based on electropolymerized poly(pyrrole) permselective film. Analytica Chimica Acta (2000),420, 9-17.

77. Garjonute, R.; Malinauskas, A. Glucose biosensor based on glucose oxidase immobilised in electropolymerized polypyrrole and poly(o-phenylenediamine) films on a Prussian Blue-modified electrode. Sensors & Actuators (2000),63, 122-128.

78. Arrigan, D. W. M.; Bartlett, P. N. A scanning force microscopy study of poly(phenol) films containing immobilized glucose oxidase. Biosensors and Bioelectronics (1998), 13, 293304.

79. Van Os, P.; Bult, A.; van Bennekom, W. A glucose sensor, interference free for ascorbic acid. Analytica Chimica Acta (1995),305, 18-25.

80. Dumont, J.; Fortier, G. Behaviour of glucose oxidase immobilized in various electropolymerised thin films. Biotechnology & Bioengineering (1996),49, 544-552.

81. Nagels, L.; Staes, E. Polymer(bio)materials design for amperometric detection in LC and FIA. Trends in analytical chemictry (2001),20, 178-185.

82. Carelly, I., Charotto, I., Curulli, A., Palleschi, G. Electropolymerization of hydroxybenzene and aminobenzene isomers on platinum electrodes to assemble interference-free electrochemical biosensors. Electrochimica Acta (1996),41, 1793-1800.

83. Xu, J.; Chen, H. Amperometric glucose sensor based on glucose oxidase immobilised in electrochemically generated poly(ethacridine). Analytica Chimica Acta (2000),423, 101-106.

84. Curulli, A.; Palleschi, G. Electropolymerization of pyrrole-2-carboxylic acid and 4,4'-dihydroxybenzophenone on platinum electrodes. Applications to assemble novel glucose sensors. Electroanalysis (1997),9, 1107-1112.

85. Kelly, S. C., O'Connell, P.J., O'Sullivan, C.K., Guilbault, G.G. Development of interferent free amperometric biosensor for determination of 1-lysine in food. Analytica Chimica Acta (2000),412, 111-119.

86. Свойства органических соединений. Под ред. Потехина, А.; «Химия», Ленинград, (1984), 374.

87. Mark, Н.; Anson, F. Electrooxidation of phenylenediamines and related compaunds at platinum electrodes. Analytical Chemistry (1963),35, 722-724.

88. Mederos, A.; Dominguez, S.; Hernandez-Molina, R.; Sanchiz, J.; Brito, F. Coordinating ability of phenylenediamines. Coordination Chemistry Reviews (1999),193, 913-939.

89. Lowry, J. P., O'Neill, R.D. Partial characterization in vitro of glucose oxidase modified poly(phenylenediamine)-coated electrodes for neurochemical analysis in vivo. Electroanalysis (1994),6, 369-379.

90. Garjonyte, R.; Yigzaw, Y.; Meskys, R.; Malinauskas, A.; Gorton, L. Prussian Blue- and lactate oxidase-based amperometric biosensor for lactic acid. Sensors and Actuators. (2001),В 79, 33-38.

91. Суйковская, H. Химические методы получения тонких прозрачных пленок; «Химия», Ленинград, (1971), 199.

92. Barosso-Fernandez, В.; Lee-Alvarez, М.; Seliskar, С.; Heineman, W. Electrochemical behaviour of methyl viologen at graphite electrodes modified with Nafion sol-gel composite. Analytica Chimica Acta (1998),370, 221-230.

93. Pandey, P.; Upadhyay, S.; Pathak, H. A new glucose sensor based on encapsulated glucose oxidase within organically modified sol-gel glass. Sensors and Actuators (1999),В 60, 83-89.

94. Lillis, В.; Grogan, C.; Berney, H.; Lane, W. Investigation into immobilization of lactate oxidase to improve stability. Sensors and Actuators (2000),В 68, 109-114.

95. Вудворд, Д. Иммобилизованные клетки и ферменты. Методы. «Мир», Москва (1988), 215.

96. Введение в прикладную энзимологию. Иммобилизованные ферменты. Под ред. Березина, И. и Мартинека, К; Изд-во МГУ, Москва (1982), 383.

97. Cui, G.; Kim SJ; SH., С.; H., N.; GS., С.; Paeng, К. A disposable amperometric sensor screen printed on a nitrocellulose strip: a glucose biosensor employing lead oxide as an interference-removing agent. Analytical Chemistry (2000),72(8), 1925-1929.

98. Sugawara, K.; Takano, Т.; Fukushi, H.; Hoshi, S. Glucose sensing by a carbon-paste electrode containing chitin modified with glucose oxidase. Journal of Electroanalytical Chemistry (2000),482, 81-86.

99. Murthy, A.; Sharma, J. Glucose oxidase bound to self-assembled monolayers of bis(4-pyridil)disulfide at a gold electrode: Amperometric determination of glucose. Analytica Chimica Acta (1998),363, 215-220.

100. Dong, S.; Kuwana, T. Cobalt-porphyrin- Nafion film on carbon microarray electrode to monitor oxygen for enzyme analysis for glucose. Electroanalysis (1991),3, 485-491.

101. Mikhaylova, A.; Khazova, O.; Bagotzky, V. Electrocatalytic and adsorbtion properties of platinum microparticles electrodeposited onto glassy carbon and into Nafion films. Journal of Electroanalytical Chemistry (2000),480, 225-232.

102. Hikuma, M.; Matsouka, H.; Takeda, M.; Tonoka, Y. Use of enzyme electrodes at a low temperature and it's effects on stability. Analytical Letters (1993),26, 209-221.

103. Stein, K.; Schwedt, G. Comparison of immobilization methods for the development of acetylcholinesterase biosensor. Analytica Chimica Acta (1993),272, 73 -81.

104. Электрохимия полимеров. Под ред. Тарасевич, М. и Хрущевой, Е; «Наука», Москва (1990), 230.

105. Gavalas, V.; Chaniotakis, N. Polyelectrolyte stabilized oxiadse based biosensors: effect of diethylaminoethyl-dextran on the stabilization of glucose and lactate oxidase into porous conductive carbon. Analytica ChimicaActa (2000),404, 67-73.

106. Produced by E.I. du Pont de Nemours and Co. Wilmington, Patent 39464-59-0, 1978.

107. Rubinstein, I.; Bard, A. J. Polymer Films on Electrodes. 4. Nafion-Coated Electrodes and2+

108. Electrogenerated Chemiluminiscense of Surface-Attached Ru(bpy)^ . Journal of the Americal Chemical Society (1980),102, 6641-6642.

109. Olah, G.; Prakash, G.; Arvanaghi, M. Polymer films on electrodes. Nafion-coated electrodes and electrogenerated chemiluminescence of surface-attached Ru(bpy)3.2+. Journal of American Chemical Society (1980),102, 6641-6642.

110. Harrison, D.; Turner, R; Baltes, H. Characterization of perfluorosulfonic acid polymer coated enzyme electrodes and a miniaturized integrated potentiostat for glucose analysis in whole blood. Analytical Chemistry (1988),60, 2002-2007.

111. Dong, S.; Wang, В.; Liu, B. Amperometric glucose sensor with ferrocene as an electron transfer mediator. Biosensors & Bioelectronics (1991),7, 215-222.

112. Wang, J.; Dempsey, E.; Ozsoz, M.; Smyth, M. Amperometric enzyme electrode for theophylline. Analyst (1991), 116, 997-999.

113. Chen, C. Y.; Tamiya, E.; Ishihara, K.; Kosugi, Y.; Su, Y. C.; Nakabayashi, N.; Karube, I. A biocompatible needle-type glucose sensor based on platinum-electroplated carbon electrode. Appl.Biochem.Biotechnol. (1992),36, 211-226.

114. Yao, T. Enzyme electrode for the successive detection of hypoxantine and iosine. Analytical Chimica A (1993),281, 323-326.

115. Turher, F. В.; Harrison, D. J.; Rajiotte, R V.; Baltes, H. P. A biocompatible enzyme electrode for continuous in vitro glucose monitoring in whole blood. Sensors and Actuators (1990),Bl, 561-564.

116. Yaldes, Т.; Moussy, F. A ferric pre-treatment to prevent calcification of Nafion membrane used for implantable biosensors. Biosensors and Bioelectronics (1999), 14, 579-585.

117. Hahn, C.; Hill, H.; Ritchie, M.; Sear, J. The electrochemistry of proteins entrapped in Nafion. Journal of Chemical Society (1990), 125-126.

118. Fortier, G.; Vaillancourt, M.; Belanger, D. Evaluation ofNafion as media for glucose oxidase immobilization for the development of an amperometric glucose biosensor. Electroanalysis (1992),4, 275-283.

119. Harkness, J. K.; Murphy, 0. J.; Hitchens, G. D. Enzyme electrodes based on ionomer films coated on electrodes. Journal of Electroanalytical Chemistry (1993),357, 261-272.

120. Rishpon, J.; Gottesfeld, S.; Campbell, C.; Davey, J.; Zawodzinzki, T. Amperometric glucose sensors based on glucose oxidase immobilised in Nafion. Electroanalysis (1994),6, 1721.

121. Okada, Т.; Moller-holst, S.; Gorseth, 0.; Kjelstrup, S. Transport and equilibrium properties ofNafion membranes with H+ and Na+ ions. Journal of Electroanalytical Chemistry (1998),442, 137-145.

122. Okada, Т.; Xie, G.; Gorseth, O.; Kjelstrup, S.; Nakamura, N.; Arimura, T. Ion and water transport characteristics of Nafion membranes as electrolytes. Electrochimica Acta (1998),43, 3741-3747.

123. Zhang, J.; Zhao, F.; Kaneko, M. Effect of water content in the Nafion matrix and the pH of the electrolyte solution on the charge transfer in the oxidation of the Ru(bpy)3.2+ complex. Electrochimica acta (1999),44,3367-3375.

124. MacMillan, В.; Sharp, A.; Armstrong, R. N.m.r. relaxation in Nafion the low temperature regime. Polymer (1999),40, 2481-2485.

125. MacMillan, В.; Sharp, A.; Armstrong, R. An n.m.r. investigation of the dynamical characteristics of water absorbed in Nafion. Polymer (1999),40, 2471-2480.

126. Рашга, Д.; Янг, П.; Толлин, Г. Вода в полимерах. «Мир», Москва (1984), 114-136.

127. Zaks, A.; Klibanov, А. М. Enzymatic catalysis in nonaqueous solvents. Journal of Biological Chemistry (1988),263, 3194-3201.

128. Kruger, S.; Setford, S.; Turner, A. Assessment of glucose oxidase behaviour in alcoholic solutions using disposable electrodes. Analitica ChimicaActa (1998),368, 219-231.

129. Wang, J. Organic-phase biosensors new tools for flow analysis: a short review. Talanta (1993),42, 1905-1909.

130. Гладилин, А.; Левашов, А. Катализ надмолекулярными фермент-полиэлектролитными комплексами (ассоциатами) в органических средах. Успехи биологической химии (1996),36, 141-161.

131. Matsuma, A.; Kodera, Y.; Hiroto, M.; Nishimura, H.; Inada, Y. Bioconjugates of proteins and polyethylene glicol: potential tools in biotechnological processes. Journal of Molecular Catalysis B: Enzymes (1996),2, 1-17.

132. Lukachova, L. V.; Karyakin, A. A.; Ivanova, Y. N.; Karyakina, E. E.; Varfolomeyev, S. D. Non-aqueous enzymology approach for improvement of reagentless mediator based glucose biosensor. Analyst (1998),123, 1981-1986.

133. Ru, M.; Hirokane, S.; Lo, A.; Dordick, J. On the Salt-Induced Activation of Lyophilized Enzymes in Organic Solvents: Effect of Salt Kosmotropicity on Enzyme Activity. Journal of the American Chemical Society (1999),122, 1561-1571.

134. Досон, Р.; Эллиот, Д.; Эллиот, У.; Джонс, К. Справочник биохимика. «Мир», Москва (1991), 543.

135. Methods of Biochemical Analysis and Food Analysis, 1989.

136. Saini, S.; Surareungchai, W.; Turner, A. Preliminary investigation of a bioelectrochemical sensor for the detection phenol vapours. Biosensors and Bioelectronics (1995),10, 945-957.

137. Karyakin, A. A.; Chaplin, M. F.'Polypyrrole-Prussian Blue films with controlled level of doping: codeposition of polypyrrole and Prussian Blue. Journal of Electroanalytical Chemistry (1994),370, 301-303.

138. Крутоверцев, С. Разработка микроэлектронных первичных преобразователей влажности паро-газовых и жидких сред и приборов на их основе. Диссертация на соискание ученой степени к.т.н., МГТУ им. Баумана, Москва, 1984.

139. Rishpon, J.; Gottesfeld, S.; Campbell, С.; Davey, J.; Zawodzinski, T. A. J. Amperometric glucose sensors based on glucose oxidase immobilized in Nafion. Electroanalysis (1994),6, 1721.

140. Wilson, R.; Turner, A. P. F. Glucose oxidase: an ideal enzyme. Biosensors & Bioelectronics (1992),'7, 165-185.

141. Лукачева, Л. Биологические сенсоры с использованием полимерных электронных и ионных проводников. Диссертация на соискание ученой степени к. х. н., МГУ им. М.В.Ломоносова, 1999.

142. Скоупс, Р. Методы очистки белков; «Мир»: Москва (1985), 57.

143. Foulds, N. С.; Lowe, С. R. Enzyme entrapment in electrically conducting polymers. Journal of Chemical Society, Faraday Transactions I (1986),82, 1259-1264.

144. Umana, M.; Waller, J. Protein-modified electrodes. The glucose oxidase/polypyrrole system. Analytical Chemistry (1986),58, 2979-2983.

145. Dock E.; Lindgren A.; Ruzgas Т.; L., G. Effect of interfering substances on current response of recombinant peroxidase and glucose oxidase modified graphite electrodes. Analyst (2001), 126, 1929-1935.

146. Ward W.; Jansen L.; Anderson E.; Reach G.; Klein J.; G., W. A new amperometric glucose microsensor: in vitro and short-termin vivo evaluation. Biosensors & Bioelectronics (2002), 17, 181-189.

147. Bernal, J.; Nozal, M.; Toribio, L.; Alamo, M. HPLC Analysis of Carbohydrates in Wines and Instant Coffees Using Anion Exchange Chromatography Coupled to Pulsed Amperometric Detection. J. Agric. FoodChem. (1996),44, 507-511.

148. Cooper, H.; Marshall, A. Electrospray Ionization Fourier Transform Mass Spectrometric Analysis of Wine. Analysis of Wine (accepted to publ.) (2001),

149. Patel, N.; Erlenkotter, G.; Cammann, K.; Chemnitius, G. Fabrication and characterization of disposable type lactate oxidase sensors for dairy products and clinical analysis. Sensors and Actuators В (2000),67, 134-141.

150. Miertus, S.; Katrl, J.; Pizzariello, A.; Stred'ansky, M. Amperometric biosensors based on solid binding matrices applied in food quality monitoring. Biosensors & Bioelectronics (1998),13, 911-923.144

151. Brenna, O.; Pagliarini, E. Multivariate Analysis of Antioxidant Power and Polyphenolic Composition in Red Wines. J. Agric. Food Chem. (2001),49, 4841-4844.

152. Arau' jo, A.; Couto, C.; Lima, J.; Montenegro, M. Determination of S02 in Wines Using a Flow Injection Analysis System with Potentiometric Detection. J. Agric. Food Chem. (1998),46, 168-172.

153. Vila, D.; Mira, F.; Lucena, R; Recamales, A. Optimization of an extraction method of aroma compounds in white wine using ultrasound. Talanta (1999),50, 413-421.

154. Kotseridis, Y.; Razungles, A.; Bertrand, A.; Baumes, R. Differentiation of the Aromas of Merlot and Cabernet Sauvignon Wines Using Sensory and Instrumental Analysis. J. Agric. Food Chem. (2000),48, 5383-5388.