Расщепление РНК конъюгатами на основе 1,4-диазабицикло[2.2.2]октана и антисмысловых олигонуклеотидов, несущих остатки имидазола тема автореферата и диссертации по химии, 02.00.10 ВАК РФ

Список сокращений.

Введение.

Глава 1. Вирус гриппа, как мишень для действия антисмысловых олигонуклеотидов (обзор литературы).

1.1. Разнообразие ортомиксовирусов.

1.2. Биологические свойства вируса гриппа.

1.2.1. Структура вириона вируса гриппа.

1.3. Структура генома, кодируемые белки и их функции.

1.3.1. Организация генома вируса гриппа.v.-г.

1.3.2. Белки полимеразного комплекса и их гены.

1.3.3. Белок нуклеокапсида и кодирующий его ген.

1.3.4. Геммаглютинин и его ген.

1.3.5. Гидролитическая активация НА и ее связь с патогенностью вирусов гриппа.

1.3.6. Нейраминидаза и кодирующий ген.

1.3.7. 7-ой сегмент геномной РНК вируса гриппа: структура и кодируемые белки.

1.3.7.1. М1-белок матрикса.

1.3.7.2. Строение и функция белка М2.

1.3.8. 8-ой сегмент геномной РНК вируса гриппа: структура и кодируемые белки.v.—

1.3.8.1. Белок NS1.

1.3.8.2. Белок NS2.

1.4. Жизненный цикл вируса гриппа.

1.4.1. Адсорбция вируса, проникновение в клетку и распаковка вирусной частицы.

1.4.2. Особенности репродукции вируса гриппа.

1.4.2.1. Синтез вирусных мРНК.

1.4.2.2. Репликация вирионной РНК.

1.4.3. Регуляция экспрессии вирусных белков в инфицированных клетках.

1.4.4. Внутриклеточный транспорт вирусных белков, сборка вириона и почкование.^.—

1.4.4.1. Ядерно-цитоплазматический транспорт вирусных белков.

1.4.4.2. Внутриклеточный транспорт интегральных белков вириона.

1.4.4.3. Функциональная роль белка NS1 в регуляции экспрессии вирусных и клеточных генов.

1.4.4.4. Регуляция уровня сплайсинга мРНК NS1 и М2.

1.4.4.5. Влияние вируса гриппа на экспрессию клеточных белков.

1.4.4.6. Сборка геномных сегментов и формирование вирионов.

1.5. Применение антисмысловых олигонуклеотидов для подавления репродукции вируса гриппа.".

1.5.1. Антисмысловые олигонуклеотиды в качестве антивирусных препаратов.

1.5.2. Использование рибозимов для подавления развития вируса гриппа.

Глава 2. Экспериментальная часть.

2.1. Материалы.

2.1.1. Реактивы и препараты.

2.1.2. Плазмиды.

2.1.3. Олигонуклеотиды.

2.1.4. Буферные растворы, использованные в работе.

2.2. Методы.

2.2.1. Рестрикционный анализ плазмидных ДНК.Г.

2.2.2. Клонирование М2 РНК вируса гриппа.

2.2.3. Получение РНК с помощью транскрипции in vitro.

2.2.4. Получение радиоактивномеченых препаратов РНК и олигонуклеотидов.

2.2.5. Изучение вторичной структуры М2 РНК вируса гриппа методом пробинга.

2.2.6. Расщепление РНК искусственными рибонуклеазами.

2.2.7. Синтез коньюгатов олигонуклеотидов и имидазолсодержащих конструкций.

2.2.8. Сайт-направленное расщепление РНК с помощью коньюгатов олигонуклеотидов.

2.2.9. Ингибирование сайт-направленного расщепления TPHKPhe конъюгатом 2В-R.

2.2.10. Молекулярное моделирование.

2.2.11. Гель-электрофорез.

Глава 3. Химические рибонукпеазы - коньюгаты 1.4 - диазабицикло[2.2.2]октана и имидазола, как зонды для исследования структуры РНК в растворе (Результаты и обсуждение).

3.1. Дизайн химических рибонуклеаз.

3.2. РНК модели.

3.3. Схема эксперимента.

3.4. Расщепление РНК под действием искусственных рибонуклеаз.

3.4.1. Специфичность расщепления РНК соединениями ABL3Cm.

3.4.2. Влияние вторичной структуры РНК на специфичность и эффективность расщепления.

3.4.3. Влияние концентрации соединений ABL3Cm на скорость расщепления РНК.

3.4.4. Кинетика расщепления РНК соединениями ABL3Cm..

3.4.5. Эффективность расщепления РНК искусственными рибонуклеазами.

3.4.6. Доказательство каталитического характера расщепления фосфодиэфирных связей в РНК под действием ABL3Cm.

3.4.7. Доказательство того, что расщепление РНК происходит под действием искусственных рибонуклеаз.

3.5. Влияние условий проведения реакции на процесс расщепления РНК искусственными РНКазами.

3.5.1. Влияние природы буфера на расщепление РНК соединениями ABL3Cm.

3.5.2. Влияние рН на скорость расщепления РНК соединениями ABL3Cm.„.

3.5.3. Влияние температуры на эффективность расщепления фосфодиэфирных связей в РНК соединениями ABL3Cm.

3.6. Механизм расщепления РНК под действием химических рибонуклеаз.

3.7. Применение искусственных рибонуклеаз для исследования пространственной структуры РНК в растворе.

3.7.1. Пробинг вторичной структуры in vitro транскриптов митохондриальных TPHKLys, дикого типа (Kwt) и содержащего замену (А9->С) (Krw).

3.7.2. Пробинг вторичной структуры М2 РНК вируса гриппа.

Глава 4. Направленное расщепление РНК коньюгатами антисмысловых олигонуклеотидов с имидазолсодержащими конструкциями.„

4.1. Синтез коньюгатов олигонуклеотидов путем пост-синтетической модификации и выбор РНК мишени.

4.2. Направленное расщепление дрожжевой тРНКРМе коньюгатами с моно- и бисимидазолсодержащими конструкциями.

4.2.1. Специфичность и эффективность расщепления тРНКРЫз коньюгами олигонуклеотидов, несущих моно- и бисимидазолсодержащие конструкции.

4.2.2. Кинетические и концентрационные закономерности расщепления РНК коньюгатом 2B-R2.

4.2.3. Влияние природы буфера на скорость направленного расщепления РНК

4.2.4. Доказательство протекания расщепления РНК в составе комплементарного комплекса.

4.2.5. Расщепление высокомолекулярных РНК коньюгатами олигонуклеотидов и имидазолсодержащих конструкций.

4.3. Сайт-направленное расщепление РНК с помощью коньюгатов олигонуклеотидов, несущих имидазолсодержащие дендримерные конструкции.„.

4.3.1. Дизайн коньюгатов олигонуклеотидов, содержащих от 2-х до 32-х остатков имидазола.

4.3.2. Постановка эксперимента.

4.3.3. Исследование сайт-направленного расщепления TPHKPhe коньюгатами олигонуклеотидов с дендримерными имидазолсодержащими химическими конструкциями.

4.3.4 Ингибирование сайт-направленного расщепления TPHKPhe коньюгатами.

4.3.5. Расщепление TPHKPhe коньюгатами, несущими бисимидазолсодердащие конструкции 2B-dl2(m).

4.3.6. Направленное расщепление тРНКРЬе коньюгатами, несущими . тетраимидазолсодердащие конструкции 2B-dl4(m).

4.3.7. Направленное расщепление TPHKPhe коньюгатами, несущими от 8-и до 32-х остатков имидазола в составе гидролизующей конструкции.

4.3.8. Влияющие условий проведения реакции и структуры коньюгатов 2B-dlk(m) на эффективность направленного расщепления

TPHKPhe.

4.3.9. Молекулярное моделирование искусственных РНКаз.

Выводы.

Создание соединений, способных с высокой эффективностью расщеплять РНК в физиологических условиях, представляет интерес для решения ряда фундаментальных задач молекулярной биологии. Изучение свойств таких соединений, получивших название искусственных или химических рибонуклеаз, может помочь выявлению роли структурных и динамических факторов, обеспечивающих высокую эффективность катализа, осуществляемого природными ферментами. Молекулы небольшого размера, способные расщеплять РНК, представляют интерес, как в качестве реагентов для исследования структуры РНК, так и для целей биотехнологии. РНК-гидролизующие ферменты, используемые для исследования пространственной структуры РНК, изменяют конформацию РНК при взаимодействии с ними, что вносит искажения в структуру изучаемого объекта и отражается на достоверности полученных структурных данных [1]. Малые органические соединения расщепляют РНК, не изменяя их конформацию, и позволяют получить информацию о состоянии невозмущенной природной структуры РНК.

Присоединение РНК-гидролизующих конструкций к антисмысловым олигонуклеотидам открывает путь к созданию сверхспецифичных рибонуклеаз, обладающих способностью направленно расщеплять только определенные молекулы РНК, что дает возможность селективного воздействия на экспрессию определенных генов с целью коррекции биохимических процессов. Химические соединения, катализирующие направленное расщепление РНК и способные проникать в клетки, могут оказаться активными противовирусными препаратами, инактивирующими геномы РНК-содержащих вирусов (вирус HIV 1, вирус клещевого энцефалита, вирус гриппа и т. д.).

На момент начала данной работы в 1997 г. в Лаборатории биохимии нуклеиновых кислот НИБХ СО РАН было исследовано расщепление РНК феназин-имидазольными конъюгатами и спермин-имидазольными конъюгатами [2,3]. В настоящей работе впервые изучены химические рибонуклеазы на основе 1,4-диазабицикло[2.2.2]октана. В работе-' впервые исследованы в реакции сайт-направленного расщепления РНК новые виды коньюгатов олигонуклеотидов с моно- и бисимидазолсодержащими конструкциями, присоединенными через антраценовый линкер, и конъюгаты олигонуклеотидов с дендримерными имидазолсодержащими конструкциями.

Целью настоящей работы являлось изучение расщепления РНК под действием низкомолекулярных катализаторов - конъюгатов 1,4-диазабицикло[2.2.2]октана, а также направленное расщепление РНК с помощью конъюгатов антисмысловых олигонуклеотидов и имидазолсодержащих конструкций. В ходе исследования решались следующие задачи:

- определение позиционной направленности расщепления РНК различными конъюгатами и изучение влияния последовательности и пространственной структуры РНК на эффективность реакции;

- изучение закономерностей протекания реакции;

- оценка возможности применения искусственных рибонуклеаз в качестве зондов для исследования пространственной структуры РНК в растворе; изучение направленного расщепления РНК конъюгатами антисмысловых олигонуклеотидами, несущими имидазолсодержащие конструкции разных типов.

выводы

1. Исследовано расщепление различных видов РНК, отличающихся длиной и сложностью вторичной структуры, конъюгатами на основе 1,4-диазабицикло-[2.2.2]октана и имидазола. Показано, что

- данные конъюгаты катализируют расщепление РНК в физиологических условиях, проявляя выраженное сродство к фосфодиэфирным связям в СрА и UpA мотивах; активность и позиционная специфичность конъюгатов мало зависит от состава и рН буфера, а продукты реакции сходны с продуктами реакции, образующимися под действием РНКазы А;

- реакционная способность фосфодиэфирных связей РНК по отношению к конъюгатам существенно зависит от их положения в структуре РНК: расщепление легко протекает в одноцепочечных участках и участках с напряженной структурой;

- расщепление протекает в каталитическом режиме, в оптимальных условиях одна молекула конъюгата катализирует расщепление не менее 150 фосфодиэфирных связей в РНК;

2. Показано, что конъюгаты на основе 1,4-диазабицикло[2.2.2]октана и имидазола могут быть использованы в качестве зондов для определения одноцепочечных участков в структуре РНК.

3. На примере TPHKPhe дрожжей исследовано сайт-направленное расщепление РНК конъюгатами антисмысловых олигонуклеотидов и различных конструкций, содержащих остатки имидазола. Показано, что

- скорость расщепления РНК под действием таких конъюгатов зависит от чувствительности фосфодиэфирных связей РНК к действию расщепляющей конструкции и стерической доступности этих связей;

- РНК-гидролизующая активность конъюгатов в составе комплементарного комплекса определяется преимущественно свойствами расщепляющей конструкции, а не особенностями структуры и конформацией РНК/ДНК гетеродуплекса;

- конъюгаты, содержащие 4 или 8 остатков имидазола, проявляют максимальную активность в сайт-направленном расщеплении РНК;

- эффективное расщепление РНК происходит в случае конъюгатов с достаточно подвижным линкером, соединяющим адресующий олигонуклеотид и каталитическую конструкцию, длиной не менее 40 С-С и C-N связей, и якорной группой, не взаимодействующей с РНК/ДНК гетеродуплексом.

Заключение.

Результаты проведенного исследования показали, что создание высокоэффективных искусственных рибонуклеаз на основе олигонуклеотидов катализирующих направленное расщепление фосфодиэфирных связей в РНК, требует комплексного подхода. При создании таких реагентов одну из определяющих ролей играет выбор последовательности в составе РНК мишени, которую предполагается подвергнуть расщеплению. В разделах 3.4.1, 3.4.2 и 3.7 предыдущей главы, посвященной изучению расщепления РНК с помощью конъюгатов 1,4-диазабицикло[2.2.2]октана и имидазола, показано, что фосфодиэфирные связи в РНК обладают разной чувствительностью к действию соединений, несущих остатки имидазола. Чувствительность связей зависит от ряда факторов, в числе которых и природа оснований, фланкирующих связь, и ее положение во вторичной структуре. При расщеплении РНК с помощью конъюгатов олигонуклеотидов процесс усложняется гибридизацией адресующего олигонуклеотида с РНК, на которое также оказывает влияние вторичная структура в участке связывания. Данных о влияние структуры РНК мишени в области связывания конъюгата на последующую межмолекулярную реакцию на сегодняшний день известно мало. Кроме того, при связывании олигонуклеотидного адреса конъюгата с РНК может происходить изменение ее структуры в сторону более благоприятного или неблагоприятного пространственного расположения взаимодействующих групп каталитического центра реагента и РНК. Поэтому для получения эффективных искусственных рибонуклеаз, обладающих способностью расщеплять РНК направленно, важное значение имеет информация о строении комплекса конъюгат«РНК субстрат, а также поиск в структуре РНК оптимального сайта, эффективность гидролиза которого используемой расщепляющей группировкой была бы наивысшая.

Конформационный анализ, проведенный с помощью молекулярного моделирования для бис- и тетраимидазолсодержащих конъюгатов, находящихся в комплексе с тРНК показал, что рибонуклеазная активность конъюгатов во многом определяется не только поведением РНК/ДНК гетеродуплекса, но также структурной организацией конъюгатов и динамическим поведением каталитической конструкции. В данной работе проведено исследование свойств серии конъюгатов олигонуклеотида с имидазолсодержащими конструкциями, использованными в качестве каталитического домена. Конъюгаты были получены с помощью методики предшественников, применение которой позволило вносить существенные изменения в структуру каталитического центра, увеличивая число входящих в его состав имидазольных групп от 2-х до 32-х. Как оказалось, размер каталитического центра реагентов существенно влияет на их активность в реакции сайт-направленного расщепления. Анализ показал, что максимальной гидролитической активностью обладают конъюгаты, несущие 4-8 остатков имидазола, а увеличение или уменьшение числа имидазольных групп в расщепляющей конструкции и, соответственно, размера каталитического центра, не способствует повышению эффективности процесса. Для оптимизации структуры линкерного домена конъюгатов исследовали влияние на активность якорных групп четырех типов (рис. 44), среди которых оптимальной оказалась образованная циклогексильным остатком. Использование в качестве якорных групп остатка тимидина или ненуклеотидной вставки (рис. 44) оказалось неэффективным, поскольку образование остатком тимидина дополнительных контактов с РНК/ДНК гетеродуплексом и взаимодействие отрицательнозаряженной фосфатной группы с положительнозаряженными группами, входящими в структуру линкера, способствует ограничению пространственной подвижности расщепляющей конструкции и снижению РНК-расщепляющей активности. Согласно проведенным расчетам, для эффективного направленного гидролиза РНК конъюгат должен обладать достаточно длинным линкером, обеспечивающим достижение каталитической группировкой расщепляемой связи. Кроме того, гибкость линкера и подвижность расщепляющей конструкции должны быть достаточно высокими, чтобы иметь возможность сформировать оптимальную для расщепления стерическую конформацию конструкции относительно расщепляемой фосфодиэфирной связи или мотива. В ряде исследований, посвященных созданию искусственных рибонуклеаз на основе олигонуклеотидов, были предприняты попытки оценить влияние подвижности и длины линкеров на эффективность расщепления и показано, что при ориентации РНК-гидролизующей конструкции в большую бороздку необходимо использовать более длинные линкеры, чем при ее ориентации в малую при увеличении длины линкера приблизительно до 16 связей в большинстве случаев наблюдали возрастание эффективности расщепления РНК мишени за счет увеличения подвижности расщепляющей конструкции [407]. Результаты данного исследования показали, что только при длине линкера, составляющей не менее 40 связей, возможно сближение имидазольных групп расщепляющей конструкции и цепи РНК в области расщепляемой связи, достаточное для эффективного протекания реакции. Исследованные в данной работе конъюгаты проявляли достаточно высокую рибонуклеазную активность в отношении тРНК мишени. Даже в тех случаях, когда согласно результатам молекулярного моделирования, расщепление рассматривалось, как случайное событие, общая степень расщепления тРНК была высокой. Исходя из этого, можно заключить, что непосредственно реакция расщепления протекает с высокой скоростью, которая ограничивается неоптимальным строением расщепляющей конструкции в целом.

Все конъюгаты, изученные в данной работе, при связывании с РНК мишенью образовывают прочный комплекс, стабильность которого практически не меняется и после расщепление связи, поэтому они работают, только находясь в избытке по отношению к РНК мишени. Возможным способом повышения эффективности сайт-направленного расщепления РНК конъюгатами является перевод осуществляемой ими реакции в каталитический режим, и в этой связи важен вопрос, связанный с размером олигонуклеотидной части конъюгатов. Для обеспечения протекания реакции в каталитическом режиме размер олигонуклеотидного адреса конъюгата должен быть достаточно коротким, чтобы существовала возможность динамического равновесия между связанным с РНК мишенью и свободным конъюгатом. Минимальная длина конструкции лимитируется размером, необходимым для обеспечения взаимодействия с целевой последовательностью. В случае сильно структурированных участков мишеней, требующих применения длинных олигонуклеотидных адресов, реакция может существенно ингибироваться за счет медленного обмена молекул в комплексе и дополнительно осложняться формированием тандемных комплексов конъюгатов с РНК. В связи с этим, использование в качестве мишеней последовательностей в составе структур с короткими прочными шпильками, например тРНК, является неоптимальным.

Полученные в настоящей работе результаты помогают понять причины низкой эффективности конъюгатов на основе олигонуклеотидов, наблюдавшейся во многих исследованиях, где РНК-гидролизующие конструкции были ковалентно присоединены к олигонуклеотидам, и открывают новое направление исследований, нацеленных на разработку высокоспецифичных и эффективных искусственных рибонуклеаз, функционирующих в каталитическом режиме. Структурно-функциональные корреляции, найденные с помощью молекулярного моделирования, позволяют определить основные закономерности построения искусственных рибонуклеаз, как с точки зрения специфичности реакции, так и эффективности катализа. Безусловно, необходимо дальнейшее детальное изучение факторов, влияющих на чувствительность фосфодиэфирных связей в РНК к гидролизу, оптимизация структуры каталитических конструкций конъюгатов, поиск методов селекции оптимальных для гидролиза последовательностей. Рациональный подход к конструированию каталитических конструкций с учетом данных этой работы открывает возможности для существенного улучшения каталитических свойств искусственных рибонуклеаз на основе олигонуклеотидов для достижения ими биологической активности сравнимой с природными ферментами, что может ускорить создание на их основе высокоэффективных терапевтических препаратов нового поколения.

1. Giege R., Felden В., Silnikov V.N., Zenkova M.A., Vlassov V.V. Cleavage of RNA with synthetic ribonuclease mimics // Meth. Enzymol. 2000. V. 318. P. 147-165.

2. Podyminogin M.A., Vlassov V.V., Giege R. Synthetic RNA-cleaving molecules mimicking ribonuclease A active center. Design and cleavage of tRNA transcripts // Nucleic Acids Res. 1993. V. 21. P. 5950-5956.

3. Vlassov V.V., Zuber G., Felden В., BehrJ.P., Giege R. Cleavage of tRNA with imidazole and spermine imidazole constructs: a new approach for probing RNA structure // Nucleic Acids Res. 1995. V. 23. P. 3161-3167.

4. Drake J.W., Holland J.J. Mutation rates among RNA viruses // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1999. V. 96. P. 13910-13913.

5. Domingo E. Viruses at the edge of adaptation // Virology. 2000. V. 270. P. 251-253.

6. Ferguson N.M., Anderson R.M. Predicting evolutionary change in the influenza A virus // Nat Med. 2002. V. 8. P. 562-563.

7. Yewdell J., Garcia-Sastre A. Influenza virus still surprises // Curr. Opin. Microbiol. 2002. V. 5. P. 414-418.

8. Palese P., Basler C.F., Garcia-Sastre A. The makings of a killer // Nat. Med. 2002. V. 8. P. 927-928.

9. Wareing M.D., Tannock G.A. Influenza update: vaccine development and clinical trials // Curr. Opin. Pulm. Med. 2002. V. 8. P. 209-213.

10. Luscher-Mattli M. Influenza chemotherapy: a review of the present state of art and of new drugs in development//Arch. Virol. 2000. V. 145. P. 2233-2248.

11. Briedis D.J., Lamb R.A. Influenza В virus genome: sequences and structural organization of RNA segment 8 and the mRNAs coding for the NS1 and NS2 proteins // J. Virol. 1982. V. 42. P. 186-193.

12. Каверин H.B. Геном вируса гриппа: организация, функция, эволюция // Молекулярная биология. 1980. Т. 14. С. 245-260.

13. Lamb R.A., Krug R.M. Orthomixoviridae: The Viruses and Their Replication. Fields Virology edited by B.N. Fields, D.M. Knipe, P.N. Howley, et al. Lippincot-Raven Publishers, 1996, P. 1353-1396.

14. Zebedee S.L., Lamb R.A. Influenza A virus M2 protein: monoclonal antibody restriction of virus growth and detection of M2 in virions // J. Virol. 1988. V. 62. P. 2762-2772.

15. Ruigrok R.W., Barge A., DurrerP., BrunnerJ., Ma K., Whittaker G.R. Membrane interaction of influenza virus M1 protein // Virology. 2000. V. 267. P. 289-298.

16. Compans R.W., Content J., Duesberg P.H. Structure of the ribonucleoprotein of influenza virus//J. Virol. 1972. V. 10. P. 795-800.

17. Duesberg P.H. Distinct subunits of the ribonucleoprotein of influenza virus // J. Mol. Biol. 1969. V. 42. P. 485-499.

18. Jennings P.A., Finch J.T., Winter G., Robertson J.S. Does the higher order structure of the influenza virus ribonucleoprotein guide sequence rearrangements in influenza viral RNA? // Cell. 1983. V. 34. P. 619-627.

19. Richardson R.A. NS2 protein of influenza virus is found in purified virus and phosphorylated in ifected cells //Arch. Virol. 1991. V. 116. P. 69-80.

20. Yasuda J., Nakada S., Kato A., Toyoda T„ ishihama A. Molecular assembly of influenza virus: association of the NS2 protein with virion matrix//Virology. 1993. V. T96. P. 249-255.

21. Desseiberger U., Paiese P. Molecular weights of RNA segments of influenza A and B viruses //Virology. 1978. V. 88. P. 394-399.

22. Pons M.W. Isolation of influenza virus ribonucleoprotein from infected cells. Demonstration of the presence of negative-stranded RNA in viral RNP // Virology. 1971. V. 46. P. 149-160.

23. Horisberger M.A. The large P proteins of influenza A viruses are composed of one acidic and two basic polypeptides // Virology. 1980. V. 107. P. 302-305.

24. Uimanen I., Broni B.A., Krug R.M. Role of two of the influenza virus core P proteins in recognizing cap 1 structures (m7GpppNm) on RNAs and in initiating viral RNA transcription // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1981. V. 78. P. 7355-7359.

25. Winter G., Fields S. Nucleotide sequence of human influenza A/PR/8/34 segment 2 // Nucleic Acids Res. 1982. V. 10. P. 2135-2143.

26. Braam J., Uimanen I., Krug R.M. Molecular model of a eucaryotic transcription complex: functions and movements of influenza P proteins during capped RNA-primed transcription // Cell. 1983. V. 34. P. 609-618.

27. Poch O., Sauvaget I., Delarue M., Tordo N. Identification of four conserved motifs among the RNA-dependent polymerase encoding elements // EMBO J. 1989. V. 8. P. 3867-3874.

28. Biswas S.K., Nayak D.P. Mutational analysis of the conserved motifs of influenza A virus polymerase basic protein 1 //J. Virol. 1994. V. 68. P. 1819-1826.

29. Portela A., Digard P. The influenza virus nucleoprotein: a multifunctional RNA-binding protein pivotal to virus replication // J. Gen. Virol. 2002. V. 83. P. 723-734.

30. Albo C., Valencia A., Portela A. Identification of an RNA binding region within the N-terminal third of the influenza A virus nucleoprotein // J. Virol. 1995. V. 69. P. 3799-3806.

31. Winter G., Fields S. The structure of the gene encoding the nucleoprotein of human influenza virus A/PR/8/34 //Virology. 1981. V. 114. P. 423-428.

32. Privalsky M.L., Penhoet E.E. Phosphorylated protein component present in influenza virions // J. Virol. 1977. V. 24. P. 401-405.

33. Petri T., Dimmock N.J. Phosphorylation of influenza virus nucleoprotein in vivo // J. Gen. Virol. 1981. V. 57. P. 185-190.

34. Privalsky M.L., Penhoet E.E. The structure and synthesis of influenza virus phosphoproteins //J. Biol. Chem. 1981. V. 256. P. 5368-5376.

35. Klenk H.D., Wagner R., HeuerD., Wolff T. Importance of hemagglutinin glycosylation for the biological functions of influenza virus // Virus Res. 2002. V. 82. P. 73-75.

36. Bui M., Wills E.G., Helenius A., Whittaker G.R. Role of the influenza virus M1 protein in nuclear export of viral ribonucleoproteins // J. Virol. 2000. V. 74. P. 1781-1786.

37. Bui M., Myers J.E., Whittaker G.R. Nucleo-cytoplasmic localization of influenza virus nucleoprotein depends on cell density and phosphorylation // Virus Res. 2002. V. 84. P. 37-44.

38. Lin B.C., Lai C.J. The influenza virus nucleoprotein synthesized from cloned DNA in a simian virus 40 vector is detected in the nucleus // J. Virol. 1983. V. 45. P. 434-438.

39. Ryan K.W., Mackow E.R., Chanock R.M., Lai C.J. Functional expression of influenza A viral nucleoprotein in cells transformed with cloned DNA//Virology. 1986. V. 154. P. 144-154

40. Davey J., Dimmock N.J., Colman A. Identification of the sequence responsible for the nuclear accumulation of the influenza virus nucleoprotein in Xenopus oocytes // Cell. 1985. V. 40. P. 667-675.

41. Hay A.J., Skehel J.J., McCauley J. Characterization of influenza virus RNA complete transcripts//Virology. 1982. V. 116. P. 517-522.

42. Hirst G. Agglutination of red cells by allantoic fluid of chick embryos infected with influenza virus // Science. 1941. V. 94. P. 22-23.

43. Palese P., Zheng H., Engelhardt O.G., Pleschka S., Garcia-Sastre A. Negative-strand RNA viruses: genetic engineering and applications // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1996. V. 93. P. 11354-11358.

44. White H.L., Averalo JH, Wilson IA. Attachment and entry of influenza virus into host cellc. Pivotal roles of hemagglutinin. // Structural Biology of Viruses. W. Chiu, RM Burnett, RL Garcea, editors. Oxford University Press, NY. 1997. 80-104.

45. Marsh M., Helenius A. Virus entry into animal cells // Adv. Virus Res. 1989. V. 36. P. 107151.

46. Nairn H.Y., Roth M.G. Basis for selective incorporation of glycoproteins into the influenza virus envelope // J. Virol. 1993. V. 67. P. 4831-4841.

47. Schmidt M.F. Acylation of viral spike glycoproteins: a feature of enveloped RNA viruses // Virology. 1982. V. 116. P. 327-338.

48. Cross K.J., Burleigh L.M., Steinhauer D.A. Mechanisms of cell entry by influenza virus // Expert reviews in molecular medicine. 2002. http://www-ermm.cbcu-cam.ac.uk

49. Wiley D.C., Skehel J.J. The structure and function of the hemagglutinin membrane glycoprotein of influenza virus //Annu. Rev. Biochem. 1987. V. 56. P. 365-394.

50. Wilson I.A., Skehel J.J., Wiley D.C. Structure of the haemagglutinin membrane glycoprotein of influenza virus at 3 A resolution // Nature. 1981. V. 289. P. 366-373.

51. Steinhauer D.A. Role of hemagglutinin cleavage for the pathogenicity of influenza virus // Virology. 1999. V. 258. P. 1-20.

52. Porter A.G., Barber C., Carey N.H., Hallewell R.A., Threlfall G., Emtage J.S. Complete nucleotide sequence of an influenza virus haemagglutinin gene from cloned DNA // Nature. 1979. V. 282. P. 471-477.

53. Lazarowitz S.G., Choppin P.W. Enhancement of the infectivity of influenza A and B viruses by proteolytic cleavage of the hemagglutinin polypeptide // Virology. 1975. V. 68. P. 440-454.

54. Klenk H.D., Rott R., Orlich M., Blodorn J. Activation of influenza A viruses by trypsin treatment //Virology. 1975. V. 68. P. 426-439.

55. Weis W.I., Brunger A.T., Skehel J.J., Wiley D.C. Refinement of the influenza virus hemagglutinin by simulated annealing //J. Mo.l Biol. 1990. V. 212. P. 737-761.

56. Eisen M.B., Sabesan S., Skehel J.J., Wiley D.C. Binding of the influenza A virus to cell-surface receptors: structures of five hemagglutinin-sialyloligosaccharide complexes determined by X-ray crystallography //Virology. 1997. V. 232. P. 19-31.

57. Weis W., Brown J.H., Cusack S., Paulson J.C., Skehel J.J., Wiley D.C. Structure of the influenza virus haemagglutinin complexed with its receptor, sialic acid // Nature. 1988. V. 333. P. 426-431.

58. Fleury D., Barrere B., Bizebard T., Daniels R.S., Skehel J.J., Knossow M. A complex of influenza hemagglutinin with a neutralizing antibody that binds outside the virus receptor binding site // Nat. Struct. Biol. 1999. V. 6. P. 530-534.

59. Knossow M., Gaudier M., Douglas A., Barrere B., Bizebard T., BarbeyC., Gigant B., Skehel J.J. Mechanism of neutralization of influenza virus infectivity by antibodies // Virology. 2002. V. 302. P. 294-298.

60. Maeda T., Kawasaki K, Ohnishi S. Interaction of influenza virus hemagglutinin with target membrane lipids is a key step in virus-induced hemolysis and fusion at pH 5.2 // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1981. V. 78. P. 4133-4137.

61. White J., Kartenbeck J., Helenius A. Membrane fusion activity of influenza virus // EMBO J. 1982. V. 1. P. 217-222.

62. Boulay F., Doms R.W., Wilson I., Helenius A. The influenza hemagglutinin precursor as an acid-sensitive probe of the biosynthetic pathway // EMBO J. 1987. V. 6. P. 2643-2650.

63. CarrC.M., Chaudhry C., Kim P.S. Influenza hemagglutinin is spring-loaded by a metastable native conformation // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1997. V. 94. P. 14306-14313.

64. Bullough P.A., Hughson F.M., Skehel J.J., Wiley D.C. Structure of influenza haemagglutinin at the pH of membrane fusion // Nature. 1994. V. 371. P. 37-43.

65. Skehel J.J., Wiley D.C. Influenza haemagglutinin //Vaccine. 2002. V. 20 (2). P. 51-54.

66. Skehel J.J., Daniels R.S., Hay A.J., Ruigrok R., Wharton S.A., Wrigley N.G., Weiss W., Willey D.C. Structural changes in influenza virus haemagglutinin at the pH of membrane fusion // Biochem. Soc. Trans. 1986. V. 14. P. 252-253.

67. Daniels R.S., Douglas A.R., Skehel J.J., Wiley D.C. Analyses of the antigenicity of influenza haemagglutinin at the pH optimum for virus-mediated membrane fusion // J. Gen. Virol. 1983. V. 64(8). P. 1657-1662.

68. Webster R.G., Brown L.E., Jackson D.C. Changes in the antigenicity of the hemagglutinin molecule of H3 influenza virus at acidic pH //Virology. 1983. V. 126. P. 587-599.

69. White J.M., Wilson I.A. Anti-peptide antibodies detect steps in a protein conformational change: low-pH activation of the influenza virus hemagglutinin // J. Cell. Biol. 1987. V. 105. P. 2887-2896.

70. Kemble G.W., Bodian D.L., Rose J., Wilson I.A., White J.M. Intermonomer disulfide bonds impair the fusion activity of influenza virus hemagglutinin // J. Virol. 1992. V. 66. P. 4940-4950.

71. Han X., Bushweller J.H., Cafiso D.S., Tamm L.K. Membrane structure and fusion-triggering conformational change of the fusion domain from influenza hemagglutinin // Nat. Struct. Biol. 2001. V. 8. P. 715-720.

72. Cohen F.S., Melikyan G.B. Implications of a fusion peptide structure // Nat Struct Biol. 2001. V. 8. P. 653-655.

73. Doms R.W., Helenius A. Quaternary structure of influenza virus hemagglutinin after acid treatment // J Virol. 1986. V. 60. P. 833-839.

74. White J. Membrane fusion // Science. 1992. V. 258. P. 917-924.

75. Stegmann T. Membrane fusion mechanisms: the influenza hemagglutinin paradigm and its implications for intracellular fusion // Traffic. 2000. V. 1. P. 598-604.

76. Mittal A., Bentz J. Comprehensive kinetic analysis of influenza hemagglutinin-mediated membrane fusion: role of sialate binding // Biophys. J. 2001. V. 81. P. 1521-1535.

77. Skehel J.J., Cross K., Steinhauer D., Wiley D.C. Influenza fusion peptides // Biochem. Soc. Trans. 2001. V. 29. P. 623-626.

78. Ruigrok R.W., Martin S.R., Wharton S.A., Skehel J.J., Bayley P.M., Wiley D.C. Conformational changes in the hemagglutinin of influenza virus which accompany heat-induced fusion of virus with liposomes // Virology. 1986. V. 155. P. 484-497.

79. Lindau M., Aimers W. Structure and function of fusion pores in exocytosis and ectoplasmic membrane fusion // Curr. Opin. Cell. Biol. 1995. V. 7. P. 509-517.

80. Tse F.W., Iwata A., Aimers W. Membrane flux through the pore formed by a fusogenic viral envelope protein during cell fusion //J. Cell Biol. 1993. V. 121. P. 543-552.

81. BrunnerJ., Tsurudome, M. Fusion protein membrane interactions as studied by hydrophobic photolabeling // In: Bentz, ed. Viral fusion mechanisms. Boca Raton, FLCRC Press. 1993. V. P. 104-123.

82. Hernandez L.D. Virus-cell and cell-cell fusion // Annu. Rev. Cell Dev. Biol. 1996. V. 12. P. 627-661.

83. Jahn R., SudhofT.C. Membrane fusion and exocytosis //Annu. Rev. Biochem. 1999. V. 68. P. 863-911.

84. Ellens H., Bentz J., Mason D., Zhang F., White J.M. Fusion of influenza hemagglutinin-expressing fibroblasts with glycophorin-bearing liposomes: role of hemagglutinin surface density // Biochemistry. 1990. V. 29. P. 9697-9707.

85. Danieli T., Pelletier S.L., Henis Y.I., White J.M. Membrane fusion mediated by the influenza virus hemagglutinin requires the concerted action of at least three hemagglutinin trimers // J. Cell Biol. 1996. V. 133. P. 559-569.

86. Blumenthal R., Sarkar D.P., Durell S., Howard D.E., Morris S.J. Dilation of the influenza hemagglutinin fusion pore revealed by the kinetics of individual cell-cell fusion events // J Cell Biol. 1996. V. 135. P. 63-71.

87. Bentz J. Minimal aggregate size and minimal fusion unit for the first fusion pore of influenza hemagglutinin-mediated membrane fusion // Biophys. J. 2000. V. 78. P. 227-245.

88. Kemble G.W., Danieli T., White J.M. Lipid-anchored influenza hemagglutinin promotes hemifusion, not complete fusion // Cell. 1994. V. 76. P. 383-391.

89. Varghese J.N., Laver W.G., Colman P.M. Structure of the influenza virus glycoprotein antigen neuraminidase at 2.9 A resolution // Nature. 1983. V. 303. P. 35-40.

90. Goto H., Kawaoka Y. A novel mechanism for the acquisition of virulence by a human influenza A virus // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1998. V. 95. P. 10224-10228.

91. Goto H., Wells K., Takada A., Kawaoka Y. Plasminogen-binding activity of neuraminidase determines the pathogenicity of influenza A virus // J. Virol. 2001. V. 75. P. 9297-9301.

92. Burmeister W.P., Ruigrok R.W., Cusack S. The 2.2 A resolution crystal structure of influenza B neuraminidase and its complex with sialic acid // EMBO J. 1992. V. 11. P. 49-56.

93. Colman P.M., Laver W.G., Varghese J.N., Baker A.T., Tulloch P.A., AfrG.M., Webster R.G. Three-dimensional structure of a complex of antibody with influenza virus neuraminidase // Nature. 1987. V. 326. P. 358-363.

94. Tulip W.R., Varghese J.N., Webster R.G., Laver W.G., Colman P.M. Crystal structures of two mutant neuraminidase-antibody complexes with amino acid substitutions in the interface // J Mol Biol. 1992. V. 227. P. 149-159.

95. Tulip W.R., Varghese J.N., Laver W.G., Webster R.G., Colman P.M. Refined crystal structure of the influenza virus N9 neuraminidase-NC41 Fab complex // J Mol Biol. 1992. V. 227. P. 122-148.

96. Lentz M.R., Webster R.G., Air G.M. Site-directed mutation of the active site of influenza neuraminidase and implications for the catalytic mechanism // Biochemistry. 1987. V. 26. P. 5351-5358.

97. Webster R.G., Brown L.E., Laver W.G. Antigenic and biological characterization of influenza virus neuraminidase (N2) with monoclonal antibodies // Virology. 1984. V. 135. P. 3042.

98. Allen H., McCauley J., Waterfield M., Gething M.J. Influenza virus RNA segment 7 has the coding capacity for two polypeptides//Virology. 1980. V. 107. P. 548-551.

99. Winter G., Fields S. Cloning of influenza cDNA ino M13: the sequence of the RNA segment encoding the A/PR/8/34 matrix protein // Nucleic Acids Res. 1980. V. 8. P. 1965-1974.

100. Генетика вирусов гриппа (под ред. П. Пейлиза и Д.У. Кингсбери) М: "Медицина", 1986.

101. Inglis S.C., Brown С.М. Spliced and unspliced RNAs encoded by virion RNA segment 7 of influenza virus // Nucleic Acids Res. 1981. V. 9. P. 2727-2740.

102. Lamb R.A., Lai C.J. Conservation of the influenza virus membrane protein (M1) amino acid sequence and an open reading frame of RNA segment 7 encoding a second protein (M2) in H1N1 and H3N2 strains//Virology. 1981. V. 112. P. 746-751.

103. Patterson S., Gross J., Oxford J.S. The intracellular distribution of influenza virus matrix protein and nucleoprotein in infected cells and their relationship to haemagglutinin in the plasma membrane // J Gen Virol. 1988. V. 69 (8). P. 1859-1872.

104. Huang X., Liu Т., MullerJ., Levandowski R.A., Ye Z. Effect of influenza virus matrix protein and viral RNA on ribonucleoprotein formation and nuclear export // Virology. 2001. V. 287. P. 405-416.

105. Ye Z.P., Pal R., Fox J.W., Wagner R.R. Functional and antigenic domains of the matrix (M1) protein of influenza A virus // J. Virol. 1987. V. 61. P. 239-246.

106. Ye Z.P., Baylor N.W., Wagner R.R. Transcription-inhibition and RNA-binding domains of influenza A virus matrix protein mapped with anti-idiotypic antibodies and synthetic peptides // J Virol. 1989. V. 63. P. 3586-3594.

107. Gregoriades A., Frangione B. Insertion of influenza M protein into the viral lipid bilayer and localization of site of insertion // J. Virol. 1981. V. 40. P. 323-328.

108. Baudin F., Petit I., Weissenhorn W., Ruigrok R.W. In vitro dissection of the membrane and RNP binding activities of influenza virus M1 protein // Virology. 2001. V. 281. P. 102-108.

109. Liu Т., MullerJ., Ye Z. Association of influenza virus matrix protein with ribonucleoproteins may control viral growth and morphology // Virology. 2002. V. 304. P. 89-96.

110. Gregoriades A. The membrane protein of influenza virus: extraction from virus and infected cell with acidic chloroform-methanol // Virology. 1973. V. 54. P. 369-383.

111. Lamb R.A., Zebedee S.L., Richardson C.D. Influenza virus M2 protein is an integral membrane protein expressed on the infected-cell surface // Cell. 1985. V. 40. P. 627-633.

112. Bucher D.J., Kharitonenkov I.G., Zakomirdin J.A., Grigoriev V.B., Klimenko S.M., Davis J.F. Incorporation of influenza virus M-protein into liposomes // J. Virol. 1980. V. 36. P. 586-590.

113. Rees P.J., Dimmock N.J. Electrophoretic separation of influenza virus ribonucleoproteins // J. Gen. Virol. 1981. V. 53. P. 125-132.

114. Murti K.G., Brown P.S., Bean W.J., Jr., Webster R.G. Composition of the helical internal components of influenza virus as revealed by immunogold labeling/electron microscopy // Virology. 1992. V. 186. P. 294-299.

115. Zvonarjev A.Y., Ghendon Y.Z. Influence of membrane (M) protein on influenza A virus virion transcriptase activity in vitro and its susceptibility to rimantadine // J. Virol. 1980. V. 33. P. 583-586.

116. Hankins R.W., Nagata K., Kato A., Ishihama A. Mechanism of influenza virus transcription inhibition by matrix (M1) protein // Res. Virol. 1990. V. 141. P. 305-314.

117. HeleniusA. Unpacking the incoming influenza virus // Cell. 1992. V. 69. P. 577-578.

118. Martin K, Helenius A. Nuclear transport of influenza virus ribonucleoproteins: the viral matrix protein (M1) promotes export and inhibits import// Cell. 1991. V. 67. P. 117-130.

119. Fischer W.B., Sansom M.S. Viral ion channels: structure and function // Biochim. Biophys. Acta. 2002. V. 1561. P. 27-45.

120. Slepushkin V.A., Katz J.M., Black R.A., Gamble W.C., Rota P.A., Cox N.J. Protection of mice against influenza A virus challenge by vaccination with baculovirus-expressed M2 protein //Vaccine. 1995. V. 13. P. 1399-1402.

121. Kilbourne E. What are the prospects for a universal influenza vaccine? // Nat. Med. 1999. V. 5. P. 1119-1120.

122. Neirynck S, Deroo T, Saelens X, Vanlandschoot P, Jou WM, W. F. A universal influenza A vaccine based on the extracellular domain of the M2 protein // Nat. Med. 1999. V. 5. P. 11571163.

123. Watanabe T., Watanabe S., Kida H., Kawaoka Y. Influenza A virus with defective M2 ion channel activity as a live vaccine // Virology. 2002. V. 299. P. 266-270.

124. Pinto L.H., Holsinger L.J., Lamb R.A. Influenza virus M2 protein has ion channel activity // Cell. 1992. V. 69. P. 517-528.

125. Zhong Q., Husslein T., Moore P.B., Newns D.M., Pattnaik P., Klein M.L. The M2 channel of influenza A virus: a molecular dynamics study // FEBS Lett. 1998. V. 434. P. 265-271.

126. Guinea R. Influenza virus M2 protein modifies membrane permeability in E. Coli cells // FEBS Lett. 1994. V. 343. P. 242-246.

127. Tobler K, Kelly M.L, Pinto L.H., Lamb R.A. Effect of cytoplasmic tail truncations on the activity of the M(2) ion channel of influenza A virus // J Virol. 1999. V. 73. P. 9695-9701.

128. Tian C., Tobler K, Lamb R.A., Pinto L.H., Cross T.A. Expression and initial structural insights from solid-state NMR of the M2 proton channel from influenza A virus // Biochemistry. 2002. V. 41. P. 11294-11300.

129. Wang J, Kim S, Kovacs F. Structure of the transmembrane region of the M2 protein H(+) channel // Protein Sci. 2001. V. 10. P. 2241-2250.

130. Forrest L.R., Kukol A., Arkin I.T., Tieleman D.P., Sansom M.S. Exploring models of the influenza A M2 channel: MD simulations in a phospholipid bilayer // Biophys. J. 2000. V. 78. P. 55-69.

131. Sansom M.S., Kerr I.D., Smith G.R., Son H.S. The influenza A virus M2 channel: a molecular modeling and simulation study//Virology. 1997. V. 233. P. 163-173.

132. Nishimura K., Kim S., Zhang L., Cross T.A. The closed state of a H+ channel helical bundle combining precise orientational and distance restraints from solid state NMR // Biochemistry. 2002. V. 41. P. 13170-13177.

133. Tang V., Zaitseva F., Lamb R.A., Pinto L.H. The gate of the influenza virus M2 proton channel is formed by a single tryptophan residue // J. Biol. Chem. 2002. V. 277. P. 3988039886.

134. Watanabe T., Watanabe S., Ito H„ Kida H., Kawaoka Y. Influenza A virus can undergo multiple cycles of replication without M2 ion channel activity // J. Virol. 2001. V. 75. P. 56565662.

135. Takeda M., Pekosz A., Shuck K., Pinto L.H., Lamb R.A. Influenza a virus M2 ion channel activity is essential for efficient replication in tissue culture // J. Virol. 2002. V. 76. P. 1391-1399.

136. Holsinger L.J., Shaughnessy M.A., Micko A., Pinto L.H., Lamb R.A. Analysis of the posttranslational modifications of the influenza virus M2 protein // J. Virol. 1995. V. 69. P. 12191225.

137. Thomas J.M., Stevens M.P., Percy N„ Barclay W.S. Phosphorylation of the M2 protein of influenza A virus is not essential for virus viability // Virology. 1998. V. 252. P. 54-64.

138. Compans R.W. Influenza virus proteins. II. Association with components of the cytoplasm // Virology. 1973. V. 51. P. 56-70.

139. Krug R.M., Etkind P.R. Cytoplasmic and nuclear virus-specific proteins in influenza virus-infected MDCK cells //Virology. 1973. V. 56. P. 334-348.

140. Krug R.M., Soeiro R. Studies on the intranuclear localization of influenza virus-specific proteins//Virology. 1975. V. 64. P. 378-387.

141. Shaw M.W., Compans R.W. Isolation and characterization of cytoplasmic inclusions from influenza A virus-infected cells // J. Virol. 1978. V. 25. P. 608-615.

142. Yoshida T., Shaw M.W., Young J.F., Compans R.W. Characterization of the RNA associated with influenza A cytoplasmic inclusions and the interaction of NS1 protein with RNA //Virology. 1981. V. 110. P. 87-97.

143. Hatada E., Fukuda R. Binding of influenza A virus NS1 protein to dsRNA in vitro // J Gen Virol. 1992. V. 73 (12). P. 3325-3329.

144. Hatada E., Takizawa T., Fukuda R. Specific binding of influenza A virus NS1 protein to the virus minus-sense RNA in vitro // J Gen Virol. 1992. V. 73 (1). P. 17-25.

145. Qiu V., Krug R.M. The influenza virus NS1 protein is a poly(A)-binding protein that inhibits nuclear export of mRNAs containing poly(A) // J. Virol. 1994. V. 68. P. 2425-2432.

146. Qiu V., Nemeroff M., Krug R.M. The influenza virus NS1 protein binds to a specific region in human U6 snRNA and inhibits U6-U2 and U6-U4 snRNA interactions during splicing // RNA. 1995. V. 1. P. 304-316.

147. Chen Z., Krug R.M. Selective nuclear export of viral mRNAs in influenza-virus-infected cells //Trends Microbiol. 2000. V. 8. P. 376-383.

148. Marion R.M., Aragon T., Beloso A., Nieto A., Ortin J. The N-terminal half of the influenza virus NS1 protein is sufficient for nuclear retention of mRNA and enhancement of viral mRNA translation // Nucleic Acids Res. 1997. V. 25. P. 4271-4277.

149. Nemeroff M.E., Barabino S.M., Li Y., Keller W., Krug R.M. Influenza virus NS1 protein interacts with the cellular 30 kDa subunit of CPSF and inhibits 3'end forrriation of cellular pre-mRNAs // Mol. Cell. 1998. V. 1. P. 991-1000.

150. Fortes P., Lamond A.I., Ortin J. Influenza virus NS1 protein alters the subnuclear localization of cellular splicing components // J. Gen. Virol. 1995. V. 76 (4). P. 1001-1007.

151. Lu Y., Wambach M., Katze M.G., Krug R.M. Binding of the influenza virus NS1 protein to double-stranded RNA inhibits the activation of the protein kinase that phosphorylates the elF-2 translation initiation factor//Virology. 1995. V. 214. P. 222-228.

152. Enami K, Sato T.A., Nakada S., Enami M. Influenza virus NS1 protein stimulates translation of the M1 protein // J. Virol. 1994. V. 68. P. 1432-1437.

153. Richardson J., Akkina R. NS2 protein of influenza virus is found ín purified virus and phosphorylated in infected cells//Arch .Virol. 1991. V. 116. P. 69-80.

154. Greenspan D., Krystal M., Nakada S., Arnheiter H., Lyles D.S., Palese P. Expression of influenza virus NS2 nonstructural protein in bacteria and localization of NS2 in infected eucaryotic cells II J. Virol. 1985. V. 54. P. 833-843.

155. Smith G.L., Levin J.Z., Palese P., Moss B. Synthesis and cellular location of the ten influenza polypeptides individually expressed by recombinant vaccinia viruses // Virology. 1987. V. 160. P. 336-345.

156. Neumann G., Hughes M.T., Kawaoka Y. Influenza A virus NS2 protein mediates vRNP nuclear export through NES-independent interaction with hCRM1 // EMBO J. 2000. V. 19. P. 6751-6758.

157. Rogers J., Paulson JC, Daniels RS, Skehel JJ, Wilson IA, DC W. Single amino acid substitution in influenza hemagglutinin change receptor binding specificity // Natura. 1983. V. 304. P. 76-78.

158. Sieczkarski S.B., Whittaker G.R. Influenza virus can enter and infect cells in the absence of clathrin-mediated endocytosis // J. Virol. 2002. V. 76. P. 10455-10464.

159. Sieczkarski S.B., Whittaker G.R. Dissecting virus entry via endocytosis // J. Gen. Virol. 2002. V. 83. P. 1535-1545.

160. Martlin K, Reggio H, Helenius A, K S. The entry of enveloped viruses into an epithelial cell line//Prog. Clin. Biol. Res. 1982. V. 91. P. 599-611.

161. Marsh M., Helenius A. Virus entry into animal cells // Adv. Virus Res. 1989. V. 36. P. 107151.

162. Agrawal S., Leiter J. Alternative Antiviral Approaches to Influenza Virus: Antisense RNA and DNA. Antisense RNA and DNA, Wiley-Liss, Inc. 1992. V. P. 305-316.

163. Stegmann T., Morselt H.W., Scholma J., Wilschut J. Fusion of influenza virus in an intracellular acidic compartment measured by fluorescence dequenching // Biochim. Biophys. Acta. 1987. V. 904. P. 165-170.

164. Kato N., Eggers H.J. Inhibition of uncoating of fowl plague virus by l-adamantanamine hydrochloride //Virology. 1969. V. 37. P. 632-641.

165. Skehel J. J., Hay A.J., Armstrong J.A. On the mechanism of inhibition of influenza virus replication by amantadine hydrochloride // J. Gen. Virol. 1978. V. 38. P. 97-110.

166. Bukrinskaya A.G., Vorkunova N.K., Kornilayeva G.V., Narmanbetova R.A., Vorkunova G.K Influenza virus uncoating in infected cells and effect of rimantadine // J. Gen. Virol. 1982. V. 60. P. 49-59.

167. Zhirnov O.P. Solubilization of matrix protein M1/M from virions occurs at different pH for orthomyxo- and paramyxoviruses //Virology. 1990. V. 176. P. 274-279.

168. Whittaker G., Bui M„ Helenius A. Nuclear trafficking of influenza virus ribonuleoproteins in heterokaryons //J. Virol. 1996. V. 70. P. 2743-2756.

169. Whittaker G.R., Helenius A. Nuclear import and export of viruses and virus genomes // Virology. 1998. V. 246. P. 1-23.

170. Rey O., Nayak D.P. Nuclear retention of M1 protein in a temperature-sensitive mutant of influenza (A/WSN/33) virus does not affect nuclear export of viral ribonucleoproteins // J. Virol. 1992. V. 66. P. 5815-5824.

171. McGeoch D., Kitron N. Influenza virion RNA-dependent RNA polymerase: stimulation by guanosine and related compounds //J. Virol. 1975. V. 15. P. 686-695.

172. Piotch S.J., Bouioy M., Krug R.M. Transfer of 5-terminal cap of globin mRNA to influenza viral complementary RNA during transcription in vitro // Proc. Natl. Acad. Scl. USA. 1979. V. 76. P. 1618-1622.

173. Bouioy M., Morgan M.A., Shatkin A.J., Krug R.M. Cap and internal nucleotides of reovirus mRNA primers are incorporated into influenza viral complementary RNA during transcription in vitro // J. Virol. 1979. V. 32. P. 895-904.

174. Bouioy M., Piotch S.J., Krug R.M. Globin mRNAs are primers for the transcription of influenza viral RNA in vitro // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1978. V. 75. P. 4886-4890.

175. Herz C., Stavnezer E., Krug R., Gurney T., Jr. Influenza virus, an RNA virus, synthesizes its messenger RNA in the nucleus of infected cells // Cell. 1981. V. 26. P. 391-400.

176. Krug R. Priming of influenza viral RNA transcriptio by capped heterological RNAs // Curr. Top. Microbiol. Immunol. 1981. V. 93. P. 125-149.

177. Krug R.M., Broni B.A., Bouioy M. Are the 5' ends of influenza viral mRNAs synthesized in vivo donated by host mRNAs? // Cell. 1979. V. 18. P. 329-334.

178. Piotch S.J., Bouioy M., Ulmanen I., Krug R.M. A unique cap(m7GpppXm)-dependent influenza virion endonuclease cleaves capped RNAs to generate the primers that initiate viral RNA transcription // Cell. 1981. V. 23. P. 847-858.

179. Hay A.J., Lomniczi B., Bellamy A.R., Skehel J.J. Transcription of the influenza virus genome //Virology. 1977. V. 83. P. 337-355.

180. Robertson J.S., Schubert M., Lazzarini R.A. Polyadenylation sites for influenza virus mRNA // J. Virol. 1981. V. 38. P. 157-163.

181. Shapiro G.I., Gurney T., Jr., Krug R.M. Influenza virus gene expression: control mechanisms at early and late times of infection and nuclear-cytoplasmic transport of virus-specific RNAs // J. Virol. 1987. V. 61. P. 764-773.

182. Shapiro G.I., Krug R.M. Influenza virus RNA replication in vitro: synthesis of viral template RNAs and virion RNAs in the absence of an added primer // J. Virol. 1988. V. 62. P. 2285-2290.

183. Smith G.L., Hay A.J. Replication of the influenza virus genome //Virology. 1982. V. 118. P. 96-108.

184. Krug R.M., Morgan M.A., Shatkin A.J. Influenza viral mRNA contains internal N6-methyladenosine and 5'-terminal 7-methylguanosine in cap structures // J. Virol. 1976. V. 20. P. 45-53.

185. Narayan P., Ayers D.F., Rottman F.M., Maroney P.A., Nilsen T.W. Unequal distribution of N6-methyladenosine in influenza virus mRNAs // Mol. Cell Biol. 1987. V. 7. P. 1572-1575.

186. Canaani D., Kahana C., Lavi S., Groner Y. Identification and mapping of N6-methyladenosine containing sequences in simian virus 40 RNA // Nucleic Acids Res. 1979. V. 6. P. 2879-2899.

187. Dimock K, Stoitzfus C.M. Sequence specificity of internal methylation in B77 avian sarcoma virus RNA subunits // Biochemistry. 1977. V. 16. P. 471-478.

188. Wei C.M., Moss B. Nucleotide sequences at the N6-methyladenosine sites of HeLa cell messenger ribonucleic acid // Biochemistry. 1977. V. 16. P. 1672-1676.

189. Chen-Kiang S., Nevins JR., Darnell J. N-6-methtladenosine in adenovirus type 2 nuclear RNA is conserved in the formatio of messenger RNA // J. Mol. Biol. 1973. V. 135. P. 733-752.

190. Kane S.E., Beemon K. Precise localization of m6A in Rous sarcoma virus RNA reveals clustering of methylation sites: implications for RNA processing // Mol. Cell Biol. 1985. V. 5. P. 2298-2306.

191. Stoitzfus C.M., Dane R.W. Accumulation of spliced avian retrovirus mRNA is inhibited in S-adenosylmethionine-depleted chicken embryo fibroblasts // J. Virol. 1982. V. 42. P. 918-931.

192. Zeitiin S., Efstratiadis A. In vivo splicing products of the rabbit beta-globin pre-mRNA // Cell. 1984. V. 39. P. 589-602.

193. Li M.L., Rao P., Krug R.M. The active sites of the influenza cap-dependent endonuclease are on different polymerase subunits // EMBO J. 2001. V. 20. P. 2078-2086.

194. Li M.L., Ramirez B.C., Krug R.M. RNA-dependent activation of primer RNA production by influenza virus polymerase: different regions of the same protein subunit constitute the two required RNA-binding sites // EMBO J. 1998. V. 17. P. 5844-5852.

195. Leahy M.B., Zecchin G., Brownlee G.G. Differential activation of influenza A virus endonuclease activity is dependent on multiple sequence differences between the virion RNA and cRNA promoters // J. Virol. 2002. V. 76. P. 2019-2023.

196. Doan L, Handa B., Roberts N.A., Klumpp K. Metal ion catalysis of RNA cleavage by the influenza virus endonuclease // Biochemistry. 1999. V. 38. P. 5612-5619.

197. Hsu M.T., Parvin J.D., Gupta S., Krystal M., Palese P. Genomic RNAs of influenza viruses are held in a circular conformation in virions and in infected cells by a terminal panhandle // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1987. V. 84. P. 8140-8144.

198. Zheng H., Palese P., Garcia-Sastre A. Nonconserved nucleotides at the 3' and 5' ends of an influenza A virus RNA play an important role in viral RNA replication // Virology. 1996. V. 217. P. 242-251.

199. Desselberger U., Racaniello V.R., Zazra J.J., Palese P. The 3' and 5'-terminal sequences of influenza A, B and C virus RNA segments are highly conserved and show partial inverted complementarity// Gene. 1980. V. 8. P. 315-328.

200. Robertson J.S. 5' and 3' terminal nucleotide sequences of the RNA genome segments of influenza virus // Nucleic Acids Res. 1979. V. 6. P. 3745-3757.

201. Poon L.L., Pritlove D.C., Sharps J., Brownlee G.G. The RNA polymerase of influenza virus, bound to the 5' end of virion RNA, acts in cis to polyadenylate mRNA // J. Virol. 1998. V. 72. P. 8214-8219.

202. Cheong H.K., Cheong C., Lee Y.S., Seong B.L., Choi B.S. Structure of influenza virus panhandle RNA studied by NMR spectroscopy and molecular modeling // Nucleic Acids Res. 1999. V. 27. P. 1392-1397.

203. Flick R., Hobom G. Interaction of influenza virus polymerase with viral RNA in the 'corkscrew' conformation // J. Gen. Virol. 1999. V. 80 (10). P. 2565-2572.

204. Lee Y.S., Seong B.L. Nucleotides in the panhandle structure of the influenza B virus virion RNA are involved in the specificity between influenza A and B viruses // J. Gen. Virol. 1998. V. 79 (4). P. 673-681.

205. Brownlee G.G., Sharps J.L. The RNA polymerase of influenza a virus is stabilized by interaction with its viral RNA promoter//J. Virol. 2002. V. 76. P. 7103-7113.

206. Luo G.X., Luytjes W., Enami M., Palese P. The polyadenylation signal of influenza virus RNA involves a stretch of uridines followed by the RNA duplex of the panhandle structure // J. Virol. 1991. V. 65. P. 2861-2867.

207. Mikulasova A., Vareckova E., FodorE. Transcription and replication of the influenza a virus genome // Acta Virol. 2000. V. 44. P. 273-282.

208. Fodor E., Pritlove D.C., Brownlee G.G. The influenza virus panhandle is involved in the initiation of transcription // J. Virol. 1994. V. 68. P. 4092-4096.

209. Tiley L.S., Hagen M., Matthews J.T., Krystal M. Sequence-specific binding of the influenza virus RNA polymerase to sequences located at the 5' ends of the viral RNAs // J. Virol. 1994. V. 68. P. 5108-5116.

210. Pritlove D.C., Poon L.L., Fodor E., Sharps J., Brownlee G.G. Polyadenylation of influenza virus mRNA transcribed in vitro from model virion RNA templates: requirement for 5' conserved sequences // J.Virol. 1998. V. 72. P. 1280-1286.

211. Inglis S., Barrett T., Brown C., Almond J. The smallest genome RNA segment of influenza virus contains two genes that may overlap // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1.976. v. 76. P. 37903794.

212. Blaas D., Patzelt E., Kuechler E. Identification of the cap binding protein of influenza virus // Nucleic Acids Res. 1982. V. 10. P. 4803-4812.

213. Ulmanen I., Broni B., Krug R.M. Influenza virus temperature-sensitive cap (m7GpppNm)-dependent endonuclease // J. Virol. 1983. V. 45. P. 27-35.

214. Honda A., Ueda K., Nagata K, Ishihama A. Identification of the RNA polymerase-binding site on genome RNA of influenza virus IIJ Biochem (Tokyo). 1987. V. 102. P. 1241-1249.

215. Parvin J.D., Palese P., Honda A., Ishihama A., Krystal M. Promoter analysis of influenza virus RNA polymerase //J. Virol. 1989. V. 63. P. 5142-5152.

216. Piccone M.E., Fernandez-Sesma A., Palese P. Mutational analysis of the influenza virus vRNA promoter//Virus Res. 1993. V. 28. P. 99-112.

217. Hagen M., Chung T.D., Butcher J.A., Krystal M. Recombinant influenza virus polymerase: requirement of both 5' and 3' viral ends for endonuclease activity // J. Virol. 1994. V. 68. P. 1509-1515.

218. Barrett T., Wolstenholme A.J., Mahy B.W. Transcription and replication of influenza virus RNA//Virology. 1979. V. 98. P. 211-225.

219. Biswas S.K., Boutz P.L., Nayak D.P. Influenza virus nucleoprotein interacts with influenza virus polymerase proteins //J. Virol. 1998. V. 72. P. 5493-5501.

220. Beaton A.R., Krug R.M. Transcription antitermination during influenza viral template RNA synthesis requires the nucleocapsid protein and the absence of a 5' capped end // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1986. V. 83. P. 6282-6286.

221. Honda A., Mizumoto K, Ishihama A. Minimum molecular architectures for transcription and replication of the influenza virus II Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2002. V. 99. P. 13166-13171.

222. Inglis S.C., Carroll A.R., Lamb R.A., Mahy B.W. Polypeptides specified by the influenza virus genome I. Evidence for eight distinct gene products specified by fowl plague virus // Virology. 1976. V. 74. P. 489-503.

223. Skehel J. Early polipeptide synthesis in influenza virus-ifected cells //Virology. 1973. V. 56. P. 394-399.

224. Standen A., Staeheli P., Pavlovic J. Function of the mouse Mx1 protein is inhibited by overexpression of the PB2 protein of influenza virus //Virology. 1993. V. 197. P. 642-651.

225. Briedis D.J., Conti G., Munn E.A., Mahy B.W. Migration of influenza virus-specific polypeptides from cytoplasm to nucleus of infected cells//Virology. 1981. V. 111. P. 154-164.

226. Elder K.T., Bye J.M., Skehel J.J., Waterfield M.D., Smith A.E. In vitro synthesis, glycosylation, and membrane insertion of influenza virus haemagglutinin // Virology. 1979. V. 95. P. 343-350.

227. Boulay F., Doms R.W., Webster R.G., Helenius A. Posttranslational oligomerization and cooperative acid activation of mixed influenza hemagglutinin trimers // J. Cell Biol. 1988. V. 106. P. 629-639.

228. Braakman I., Hoover-Litty H., Wagner K.R., HeleniusA. Folding of influenza hemagglutinin in the endoplasmic reticulum //J. Cell Biol. 1991. V. 114. P. 401-411.

229. Braakman I., Helenius J., Helenius A. Manipulating disulfide bond formation and protein folding in the endoplasmic reticulum//EMBO J. 1992. V. 11. P. 1717-1722.

230. Doms R.W., Gething M.J., Henneberry J., White J., Helenius A. Variant influenza virus hemagglutinin that induces fusion at elevated pH // J. Virol. 1986. V. 57. P. 603-613.

231. Kornfeld R., Kornfeld S. Assembly of asparagine-linked oligosaccharides // Annu. Rev. Biochem. 1985. V. 54. P. 631-664.

232. Holsinger L.J., Nichani D., Pinto L.H., Lamb R.A. Influenza A virus M2 ion channel protein: a structure-function analysis // J. Virol. 1994. V. 68. P. 1551-1563.

233. Sugrue R.J., Bahadur G., Zambon M.C., Hall-Smith M„ Douglas A.R., Hay A.J. Specific structural alteration of the influenza haemagglutinin by amantadine // EMBO J. 1990. V. 9. P. 3469-3476.

234. Veit M., Klenk H.D., Kendal A., Rott R. The M2 protein of influenza A virus is acylated // J Gen Virol. 1991. V. 72 (6). P. 1461-1465.

235. Rodriguez-Boulan E., Sabatini D. Acymmetric budding of viruses in epithelial monolayers; a model system for study of epithelial polarity // Proc. Natl. Sci. USA. 1978. V. 75. P. 5071-5075

236. Roth M.G., Gundersen D., Patil N., Rodriguez-Boulan E. The large external domain is sufficient for the correct sorting of secreted or chimeric influenza virus hemagglutinins in polarized monkey kidney cells // J. Cell Biol. 1987. V. 104. P. 769-782.

237. Jones L.V., Compans R.W., Davis A.R., Bos T.J., Nayak D.P. Surface expression of influenza virus neuraminidase, an amino-terminally anchored viral membrane glycoprotein, in polarized epithelial cells // Mol. Cell Biol. 1985. V. 5. P. 2181-2189.

238. Herrler G., Nagele A., Meier-Ewert H., Bhown A.S., Compans R.W. Isolation and structural analysis of influenza C virion glycoproteins // Virology. 1981. V. 113. P. 439-451.

239. Zebedee S.L., Richardson C.D., Lamb R.A. Characterization of the influenza virus M2 integral membrane protein and expression at the infected-cell surface from cloned cDNA // J. Virol. 1985. V. 56. P. 502-511.

240. Alonso-Caplen F.V., Nemeroff M.E., Qiu Y., Krug R.M. Nucleocytoplasmic transport: the influenza virus NS1 protein regulates the transport of spliced NS2 mRNA and its precursor NS1 mRNA // Genes Dev. 1992. V. 6. P. 255-267.

241. Fortes P., Beloso A., Ortin J. Influenza virus NS1 protein inhibits pre-mRNA splicing and blocks mRNA nucleocytoplasmic transport// EMBO J. 1994. V. 13. P. 704-712.

242. Q/'an X.Y., Alonso-Caplen F., Krug R.M. Two functional domains of the influenza virus NS1 protein are required for regulation of nuclear export of mRNA // J. Virol. 1994. V. 68. P. 24332441.

243. Drapkin R., Merino A., Reinberg D. Regulation of RNA polymerase II transcription // Curr. Opin. Cell Biol. 1993. V. 5. P. 469-476.

244. Lu Y., Qian X.Y., Krug R.M. The influenza virus NS1 protein: a novel inhibitor of pre-mRNA splicing II Genes Dev. 1994. V. 8. P. 1817-1828.

245. Datt B., Weiner A. Genetic evidence for base pairing between U2 and U6 snRNA in mammalian mRNA splicing // Natura. 1991. V. 352. P. 821-824.

246. Wu J.A., ManleyJ.L. Base pairing between U2 and U6 snRNAs is necessary for splicing of a mammalian pre-mRNA // Nature. 1991. V. 352. P. 818-821.

247. Bousquet-Antonelli C., Presutti C., Tollervey D. Identification of a regulated pathway for nuclear pre-mRNA turnover// Cell. 2000. V. 102. P. 765-775.

248. Privalsky M.L., Penhoet E.E. Influenza virus proteins: identity, synthesis, and modification analyzed by two-dimensional gel electrophoresis // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1978. V. 75. P. 3625-3629.

249. Katz R.A., Skalka A.M. Control of retroviral RNA splicing through maintenance of suboptimal processing signals // Mol. Cell Biol. 1990. V. 10. P. 696-704.

250. Lamb R.A., Choppin P.W. Synthesis of influenza virus proteins in infected cells: translation of viral polypeptides, including three P polypeptides, from RNA produced by primary transcription //Virology. 1976. V. 74. P. 504-519.

251. Geiss G.K., An M.C., Bumgarner R.E., Hammersmark E., Cunningham D., Katze M.G. Global impact of influenza virus on cellular pathways is mediated by both replication-dependent and -independent events // J. Virol. 2001. V. 75. P. 4321-4331.

252. Katze M.G., DeCorato D., Krug R.M. Cellular mRNA translation is blocked at both initiation and elongation after infection by influenza virus or adenovirus // J. Virol. 1986. V. 60. P. 10271039.

253. Cassetti M.C., Noah D.L., Montelione G.T., Krug R.M. Efficient translation of mRNAs in influenza A virus-infected cells is independent of the viral 5' untranslated region // Virology. 2001. V. 289. P. 180-185.

254. Jagus R., Anderson W.F., Safer B. The regulation of initiation of mammalian protein synthesis // Prog. Nucleic Acid Res. Mol. Biol. 1981. V. 25. P. 127-185.

255. Lee T.G., Tomita J., Hovanessian A.G., Katze M.G. Characterization and regulation of the 58,000-dalton cellular inhibitor of the interferon-induced, dsRNA-activated protein kinase // J. Biol. Chem. 1992. V. 267. P. 14238-14243.

256. Bancroft C.T., Parslow T.G. Evidence for segment-nonspecific packaging of the influenza a virus genome // J. Virol. 2002. V. 76. P. 7133-7139.

257. Almeida J.D., Brand C.M. A morphological study of the internal component of influenza virus // J. Gen. Virol. 1975. V. 27. P. 313-318.

258. McGeoch D., Fellner P., Newton C. The influenza virus genome consists of eight distinct RNA species // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1976. V. 73. P. 3045-3049.

259. Hirst G.K., Pons M.W. Mechanism of influenza recombination. II. Virus aggregation and its effect on plaque formation by so-called noninfective virus // Virology. 1973. V. 56. P. 620-631.

260. Enami M., Sharma G., Benham C., Palese P. An influenza virus containing nine different RNA segments//Virology. 1991. V. 185. P. 291-298.

261. Garoff H., Hewson R., Opstelten D.J. Virus maturation by budding // Microbiol Mol. Biol. Rev. 1998. V. 62. P. 1171-1190.

262. Hui E.K., Nayak D.P. Role of ATP in influenza virus budding // Virology. 2001. V. 290. P. 329-341.

263. Scheiffele P., Rietveld A., Wilk T., Simons K. Influenza viruses select ordered lipid domains during budding from the plasma membrane // J. Biol. Chem. 1999. V. 274. P. 2038-2044.

264. Barman S., Nayak D.P. Analysis of the transmembrane domain of influenza virus neuraminidase, a type II transmembrane glycoprotein, for apical sorting and raft association // J. Virol. 2000. V. 74. P. 6538-6545.

265. Barman S., Ali A., Hui E.K., Adhikary L., Nayak D.P. Transport of viral proteins to the apical membranes and interaction of matrix protein with glycoproteins in the assembly of influenza viruses //Virus Res. 2001. V. 77. P. 61-69.

266. Avalos R.T., Yu Z„ Nayak D.P. Association of influenza virus NP and M1 proteins with cellular cytoskeletal elements in influenza virus-infected cells // J. Virol. 1997. V. 71. P. 29472958.

267. Ye Z., Liu T., Offringa D.P., Mclnnis J., Levandowski R.A. Association of influenza virus matrix protein with ribonucleoproteins //J. Virol. 1999. V. 73. P. 7467-7473.

268. Ali A., Avalos R.T., Ponimaskin E., Nayak D.P. Influenza virus assembly: effect of influenza virus glycoproteins on the membrane association of M1 protein // J. Virol. 2000. V. 74. P. 87098719.

269. Whittaker G., Kemler I., Helenius A. Hyperphosphorylation of mutant influenza virus matrix protein, M1, causes its retention in the nucleus // J. Virol. 1995. V. 69. P. 439-445.

270. Enami M., Enami K. Influenza virus hemagglutinin and neuraminidase glycoproteins stimulate the membrane association of the matrix protein // J. Virol. 1996. V. 70. P. 6653-6657.

271. Kretzschmar E., Bui M., Rose J.K. Membrane association of influenza virus matrix protein does not require specific hydrophobic domains or the viral glycoproteins // Virology. 1996. V. 220. P. 37-45.

272. Jin H., Leser G.P., Zhang J., Lamb R.A. Influenza virus hemagglutinin and neuraminidase cytoplasmic tails control particle shape // EMBO J. 1997. V. 16. P. 1236-1247.

273. Gething M.J., Sambrook J. Cell-surface expression of influenza haemagglutinin from a cloned DNA copy of the RNA gene // Nature. 1981. V. 293. P. 620-625.

274. Arcus Y.M., Knight C.A. Antigenic peptides of influenza virus hemagglutinin: reactivity with virus-neutralizing antibodies// Intervirology. 1981. V. 15. P. 145-153.

275. Bilsel P., Castrucci M.R., Kawaoka Y. Mutations in the cytoplasmic tail of influenza A virus neuraminidase affect incorporation into virions // J. Virol. 1993. V. 67. P. 6762-6767.

276. Garcia-Sastre A., Palese P. Influenza virus vectors // Biologicals. 199б! V. 23. P. 171-178.

277. Park E.K., Castrucci M.R., Portner A., Kawaoka Y. The M2 ectodomain is important for its incorporation into influenza A virions // J. Virol. 1998. V. 72. P. 2449-2455.

278. Zhao H., Lindqvist В., GaroffH., von Bonsdorff C.H., Liljestrom P. A tyrosine-based motif in the cytoplasmic domain of the alphavirus envelope protein is essential for budding // EMBO J. 1994. V. 13. P. 4204-4211.

279. Crooke S.T. Molecular mechanisms of action of antisense drugs // Biochim. Biophys. Acta. 1999. V. 1489. P. 31-44.

280. Crooke S.T. Progress in antisense technology: the end of the beginning // Methods Enzymol. 2000. V. 313. P. 3-45.

281. Agrawal S., Kandimalla E.R. Antisense and/or immunostimulatory oligonucleotide therapeutics // Curr. Cancer Drug. Targets. 2001. V. 1. P. 197-209.

282. Watanabe Т., Watanabe S., Neumann G., Kida H., Kawaoka Y. Immunogenicity and protective efficacy of replication-incompetent influenza virus-like particles // J. Virol. 2002. V. 76. P. 767-773.

283. Zamechnik P., Stephenson M. Inhibition of Rous srcoma virus replication and transformation by a specific oligodeoxynucleotides // Proc. Natl. Acd. Sci. USA. 1978. V. 75. P. 280-284.

284. Stephenson M., Zamechnik P. Inhibition of Rous srcoma viral RNA translation by a specific oligodeoxynucleotides // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1978. V. 75. P. 285-288.

285. Zerial A., Thuong N.T., Helene C. Selective inhibition of the cytopathic effect of type A influenza viruses by oligodeoxynucleotides covalently linked to an intercalating agent // Nucleic Acids Res. 1987. V. 15. P. 9909-9919.

286. Ледовских Н.Б., Юрченко Jl.B., Невинский Г.А., Фролова Е.И., Иванова Е.М., Кошкин А.А., Булычев Н.В., Зарытова В.Ф., Власов В.В. Подавление транскрипции РНК вируса гриппа производными олигонуклеотидов// Молекуляр. биология. 1992. Т. 26. С. 635-643.

287. Абрамова Т.В., Власов В.В., Иванова Е.М., Зарытова В.Ф., Фокина Т.Н., Фролова Е.И., Юрченко Л.В. Подавление трансляции мРНК NP-белка вируса гриппа IN VITRO производными антисмыслового олигонуклеотида // Молекуляр. биология. 1994. Т. 28. С. 307-312.

288. Wickstrom Е. Oligodeoxynucleotide stability in subcellular extracts and culture media // J Biochem. Biophys. Methods. 1986. V. 13. P. 97-102.

289. Leiter J., Agrawal S., Palese P., Zamechnik P. inhibition of influenza virus replication by phosphorothioat oligodeoxynucleotides // Proc. Natl. Sci. USA. 1990. V. 87. P. 3430-3434.

290. Kimura N., Nishida M., Nagata K., Ishihama A., Oda K., Nakada S. Transcription of a recombinant influenza virus RNA in cells that can express the influenza virus RNA polymerase and nucleoprotein genes // J. Gen. Virol. 1992. V. 73 (6). P. 1321-1328.

291. Lebedeva I., benimetskaya L., Stein C., Vilenchik M. Cellular delivery of antisense oligonucleotides // Eur. J. Pharm. Biopharm. 2000. V. 50. P. 14514-14522.

292. Abe Т., Hatta Т., Takai К., Nakashima H., Yokota Т., Takaku H. Inhibition of influenza virus replication by phosphorothioate and liposomally endocapsulated oligonucleotides // Nucleosides& Nucleotides. 1998. V. 17. P. 471-478.

293. Стеценко А.Д., Арзуманов A.A., Коршун B.A., Гайт М.Д. Пептид-олигонуклеотидные коньюгаты как антисмысловые агенты нового поколения // Молекуляр.биология. 2000. Т. 34. С. 998-1006.

294. Forster A., Altman S. External guide sequences for an RNA enzyme // Science. 1990. V. 249. P. 783-786.

295. Plehn-Dujowich D., Altman S. Effective inhibition of influenza virus production in cultured cells by external guide sequences and ribonuclease P // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1998. V. 95. P. 7327-7332.

296. Cianci C., Colonno R.J., Krystal M. Differential effect of modified capped RNA substrates on influenza virus transcription //Virus Res. 1997. V. 50. P. 65-75.

297. Hatta Т., Ishikawa M„ Takai K., Nakada S., Yokota Т., Hata Т., Miura K., Takaku H. Inhibition of influenza virus RNA polymerase by 5'-capped short RNA fragments // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1998. V. 249. P. 103-106.

298. Tado M., Abe Т., Hatta Т., Ishikawa M., Nakada S., Yokota Т., Takaku H. Inhibitory effect of modified 5'-capped short RNA fragments on influenza virus RNA polymerase gene expression //Antivir. Chem. Chemother. 2001. V. 12. P. 353-358.

299. Abe Т., Mizuta Т., Hatta Т., Miyano-Kurosaki N., Fujiwara M., Takai К, Shigeta S., Yokota Т., Takaku H. Antisense therapy of influenza // Eur. J. Pharm. Sci. 2001. V. 13. P. 61-69.

300. Haseioff J., Geriach W.L. Simple RNA enzymes with new and highly specific endoribonuclease activities // Nature. 1988. V. 334. P. 585-591.

301. Goodchiid J. Hammerhead ribozymes: biochemical and chemical considerations // Curr. Opin. Mol. Ther. 2000. V. 2. P. 272-281.

302. Perriman R., Delves A., Geriach W.L. Extended target-site specificity for a hammerhead ribozyme//Gene. 1992. V. 113. P. 157-163.

303. Altman S. RNA enzyme-directed gene therapy// Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1993. V. 90. P. 10898-10900.

304. Kijima H., Ishida H., Ohkawa Т., Kashani-Sabet M., Scanlon K.J. Therapeutic applications of ribozymes // Pharmacol. Ther. 1995. V. 68. P. 247-267.

305. Cantor G.H., Stone D.M., McElwain T.F., Palmer G.H. Comparison of the antiviral efficacy of ribozymes and antisense RNA directed against bovine leukemia virus rex/tax // Antisense Nucleic Acid Drug Dev. 1996. V. 6. P. 301-304.

306. Tang X.B., Hobom G., Luo D. Ribozyme mediated destruction of influenza A virus in vitro and in vivo // J. Med. Virol. 1994. V. 42. P. 385-395.

307. Bertrand E.L., Rossi J.J. Facilitation of hammerhead ribozyme catalysis by the nucleocapsid protein of HIV-1 and the heterogeneous nuclear ribonucleoprotein A1 // EMBO J. 1994. V. 13. P. 2904-2912.

308. Захарчук A.H., Лазарев B.H., Народицкий B.C., Каверин H.B. Рибозим, расщепляющий мРНК гена полимеразы вируса гриппа А // Молекуляр. биология. 1996. Т. 30 (6). С. 1420-1425.

309. Santoro S.W., Joyce G.F. A general purpose RNA-cleaving DNA enzyme // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1997. V. 94. P. 4262-4266.

310. Cairns M.J., Saravoiac E.G., Sun L.Q. Catalytic DNA: a novel tool for gene suppression // Curr. Drug. Targets. 2002. V. 3. P. 269-279.

311. Toyoda Т., Imamura Y., Takaku H., Kashiwagi Т., Нага К, Iwahashi J., Ohtsu Y., Tsumura N., Kato H., Hamada N. Inhibition of influenza virus replication in cultured cells by RNA-cleaving DNA enzyme // FEBS Lett. 2000. V. 481. P. 113-116.

312. Milligan J.F., Groebe D.R., Witherell G.W., Uhlenbeck O.C. Oligoribonucleotide synthesis using T7 RNA polymerase and synthetic DNA templates // Nucleic Acids Res. 1987. V. 15. P. 8783-8798.

313. England Т.Е., Bruce A.G., Uhlenbeck O.C. Specific labeling of 3' termini of RNA with T4 RNA ligase // Methods Enzymol. 1980. V. 65. P. 65-74.

314. Silberklang M., Prochiantz A., Haenni A.L., Rajbhandary U.L. Studies on the sequence of the З'-terminal region of turnip-yellow-mosaic-virus RNA// Eur. J. Biochem. 1977. V. 72. P. 465478.

315. Ehresmann C., Baudin P., Mougel M., Romby P., Ebel J.P. Probing the structure of RNAs in solution // Nucleic Acids Res. 1987. V. 15. P. 9109-9128.

316. Meador J. Cloning and sequencing the gene encoding Escherichia coli ribonuclease I: exact physical mapping using the genomic library // Gene. 1990. V. 95. P. 1-7.

317. Василенко С.К., Райт В.К. Выделение высокоочищенной рибонуклеазы из яда кобры (Naja oxiana) // Биохимия. 1975. Т. 40. С. 578-583.

318. Hahn C.S., Strauss E.G., Strauss J.H. Dideoxy sequencing of RNA using reverse transcriptase// Methods Enzymol. 1989. V. 180. P. 121-130.

319. Mathews D.H., Sabina J., Zuker M., Turner D.H. Expanded sequence dependence of thermodynamic parameters improves prediction of RNA secondary structure // J. Mol. Biol. 1999. V. 288. P. 911-940.

320. Titov 1.1., Ivanisenko V.A. Predicting RNA Folding by Genetic Algorithm with Local Exhaustion // Proc. of BGRS'98. 1998. V. 2. P. 296 http://wwwmqs.bionet.nsc.ru/mqs/proqrams/2dstructrna/

321. Коневец Д.А., Зенкова M.A., Сильников B.H., Власов В.В. Синтетические молекулы, катализирующие гидролиз РНК//Доклады РАН. 1998. Т. 360. С. 554-558.

322. Зенкова М.А., Чумакова Н.Л., Власов А.В., Комарова Н.И., Веньяминова А.Г., Власов В.В., Сильников В.Н. Синтетические конструкции, функционально имитирующие рибонуклеазу А // Молекуляр. биология. 2000. Т. 34. С. 456-460.

323. Shindo Н., Hayes М.В. Nuclear magnetic resonance titration curves of histidine ring protons. A direct assignment of the resonances of the active site histidine residues of ribonuclease // J. Biol. Chem. 1976. V. 251. P. 2644-2647.

324. Nishikawa S, Morioka H, Kim H.J., Fuchimura K, Tanaka T, Uesugi S, Hakoshima T, Tomita K, Ohtsuka E. Two histidine residues are essential for ribonuclease T1 activity as is the case for ribonuclease A // Biochemistry. 1987. V. 26. P. 8620-8624.

325. Breslow R., Labell M. Sequential general base-acid catalysis in the hydrolysis of RNA by imidazole // J. Am. Chem. Soc. 1986. V. 108. P. 2655-2659.

326. Helm M., Brule H., Degoul F., Cepanec C., Leroux J.P., Giege R., Florentz C. The presence of modified nucleotides is required for cloverleaf folding of a human mitochondrial tRNA // Nucleic Acids Res. 1998. V. 26. P. 1636-1643.

327. Власов А.В., Власов В.В., Жьеже. Р. Катализируемый имидазолом гидролиз РНК как реакция для исследования вторичной структуры РНК и комплексов РНК с олигонуклеотидами //Доклады АН. 1996. Т. 349. С. 411-413.

328. Hosaka Н., Sakade /., Sakamoto К., Niimi Т., Yokoyama S„ Н. Т. Sequence-specific cleavage of oligoribonucleotide capable of forming a stem and loop structure II J. Biol. Chem. 1994. V. 269. P. 20090-20094.

329. Dock-Bregeon A.C., Moras D. Conformational changes and dynamics of tRNAs: evidence from hydrolysis patterns // Cold Spring Har. Symp. Quant. Biol. 1987. V. Lll. P. 113-121.

330. WitzelH. RNA self-cleavage // Progr. Nucleic Acids Res. 1965. V. 2. P. 221-258.

331. Kierzek R. Nonenzymatic hydrolysis of oligoribonucleotides // Nucleic Acids Res. 1992. V. 20. P. 5079-5084.

332. Kierzek. R. Hydrolysis of oligoribonucleotides: influence of sequence and length // Nucleic Acids Res. 1992. V. 20. P. 5073-5077.

333. Bibillo A. K. Ziomek, M. Figlerowicz, Kierzek R. Nonenzymatic hydrolysis of oligoribonucleotides. V. The element affecting the process of self-hydrolysis // Acta Biochim. Polon. 1999. V. 46. P. 145-153.

334. Usher D.A., Erenrich E.S. Geometry of the first step in the action of ribonuclease-A (in-line geometry-uridine 2\3'-cyclic thiophosphate- 31 P NMR) // Proc. Natl. Acacf. Sci. USA. 1972. V. 69. P. 115-118.

335. Usher D.A., Richardson D.I. Absolute stereochemistry of the second step of ribonuclease action // Nature. 1970. V. 228. P. 663-665.

336. Stone M.P., Winkle S.A. 13C-NMR of ribosyl ApApA, ApApG and ApUpG // Biomol. Sh. Dyn. 1986. V. 3. P. 767-781.

337. Magda D., Wright M., Crofts S., Lin AMetal complex conjugates of antisense DNA which display ribozyme-like activity // J. Am. Chem. Soc. 1997. V. 119. P. 6947-6948.

338. Ezra F.S., Lee C.-H., Kondo N.S., Danyluk S.S. Conformational properties of purine-pyrimidine and pyrimidine-purine dinucleoside monophosphates II Biochemistry. 1997. V. 16. P. 1977-1987.

339. Sussman J.L., Seeman N.C., Kim S.-H. Crystal structure of a naturally occurring dinucleoside phoaphate: uridylyl 3',5'-adenosine phosphate model for RNA chain folding // J. Mol. Biol. 1972. V. 66. P. 403-421.

340. Tabushi I., Kobuke Y. Molecular recognition of nucleotides by means of ionic interaction in hydrophobic media // Nucleic Acids Symp. Ser. 1979. V. 6. P. 175-178.

341. Петюк B.A. Взаимодействие олигонуклеотидов со структурированными участками РНК // Дис. на соискание звания канд. хим. наук. М.: Новосибирский институт биоорганической химии. 2000. С. 52-113.

342. Женодарова. С.М. Синтетические эндонуклеазы // Мол. биология. 1993. Т. 27. С. 245268.364. delCardayre S.B. A residue to residue hydrogen bond mediates the nucleotide specificity of ribonuclease A// J. Mol. Biol. 1995. V. 252. P. 328-336.

343. Доусон Р., Эллиот Д., Эллиот У. Справочник биохимика. М: Мир. 1991.

344. Gutte В. Study of RNase A mechanism and folding by means of synthetic residue analogs //J. Biol. Chem. 1977. V. 25. P. 663-670.

345. M. Helm, R. Giege, Florentz. C. A Watson Crick base-pair-disrupting methyl group (ml A9) is sufficient for cloverleaf folding of human mitochondrial tRNALys // Biochemistry. 1999. V. 38. P. 13338-13346.

346. Schuster P., Fontana W., StadlerP.F. From sequences to shapes and back: a case study in RNA secondary structures // Proc. R. Soc. Lond. B. Biol. Sci. 1994. V. 255. P. 279-284.

347. Ito Т., Gorman О. Т., Kawaoka Y., Bean W. J. Evolutionary analysis of the influenza A virus M gene with comparison of the M1 and M2 proteins // J. Virol. 1991. V? 65. P. 5491-5498.

348. Hay A. J., Wolstenholme A. J., Skehel J. J.The molecular basis of the specific antiinfluenza action of amantadine // EMBO J. 1985. V. 5. P. 3021-3024.

349. Duff К. C., Gilchrist P. J., Saxena A. M. //Virology. 1994. V. 202. P. 287-293.

350. Кнорре Д.Г. Химические инструменты в современной биологии (на примере антисмысловых воздействий на генетические структуры) // Соросовский образовательный журнал. 1998.

351. Sigman D.S., Bruice T.W., Mazumder A. Targeted chemical nucleases // Acc. Chem. Res. 1993. V. 26. P. 98-104.

352. Cook P.D. Antisense research and applications. Baco Raton: CRC Press Inc., FL. 1993.

353. Helene C., Tulme J.-J. Oligonucleotides. Antisense inhibitors of genes expression. (Ed. J.S. Cohen) London: Macmillan Press. 1989.

354. Barbier В., Brack B. Conformation-controlled hydrolysis of polyribonucleotides by sequential basic polypeptides//J. Am. Chem. Soc. 1992. V. 114. P. 3511-3515.

355. Wilson W.D., Ratmeyer L, Zhao M., Strekowski L., Boykin D. The search for structure-specific nucleic acid-interactive drugs: effects of compound structure on RNA versus DNA interaction strength // Biochemistry. 1993. V. 32. P. 4098-4104.

356. Frydman L, Rossomando P.C., Frydman V., Fernandez C.O., Frydman В., Samejima K. Interactions between natural polyamines and tRNA: an 15N NMR analysis // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1992. V. 89. P. 9186-9190.

357. Michael K„ Tor. Y. Designing novel RNA binders // Chem. Eur. J. 1998. V. 4. P. 20912098.

358. Chow C.S., Bogdan F.M. A Structural Basis for RNA-Ligand Interactions // Chem. Rev. 1997. V. 97. P. 1489-1514.

359. Wallis M.G., Schroeder R. The binding of antibiotics to RNA // Prog. Biophys. Mol. Biol. 1997. V. 67. P. 141-154.

360. Ledere F. Modeling RNA-Iigand interactions: the Rev-binding element RNA-aminoglycoside complex//J. Med. Chem. 1998. V. 41. P. 175-182.

361. Сильников B.H., Власов B.B. Конструирование реагентов для направленного расщепления рибонуклеиновых кислот//Успехи химии. 2001. Т. 70. С. 562-580.

362. Zuckermann R.N., Schultz P.G. А hybrid sequence-slective ribonuclease S // J. Am. Chem. Soc. 1988. V. P. 6592-6594.

363. Zuckermann R.N., D.R.Corey, Schultz P.G. Site-selective cleavage of RNA by a hybrid enzyme // J. Am. Chem. Soc. 1998. V. 110. P. 1614-1615.

364. Uchiyama Y„ Inoue H., Ohtsuka E„ Nakai C., Kanaya S., Ueno Y., Ikehara M. DNA-linked RNase H for site-selective cleavage of RNA // Bioconjug. Chem. 1994. V. 5. P. 327-332.

365. Nakai C., Konishi A., Komatsu Y., Inoue H., Ohtsuka E., Kanaya S. Sequence-specific cleavage of RNA by a hybrid ribonuclease H // FEBS Lett. 1994. V. 339. P. 67-72.

366. Ardelt W., Mikulski S.M. Amino acid sequence of an anti-tumor protein from Rana pipiens oocytes and early embryos // J. Biol. Chem. 1991. V. 266. P. 245-251.

367. Pace C.N., Heinemann U„ Hahn U. Ribonuclease T1: structure, function and stability // Angew. Chem. 1991. V. 30. P. 343-360.

368. Uchida Т., Arima T. Specificity of RNase U2 // J. Biochem (Tokyo). 1970. V. 67. P. 91-102.

369. Horiuchi H., Yanai K, Takagi M., Yano K, Wakabayashi E., Sanda A., Mine S., Ohgi K. Primary structure of a base nonspecific ribonuclease from Rhizopus niveus // J. Biochem. 1988. V. 103. P. 408-418.

370. Jost W., Bäk H., Glund K., Terpstra P. Amino acid sequence of an extracellular, phosphate-starvation-induced ribonuclease from cultured tomato (Lycopersicon esculentum) cells//Eur. J. Biochem. 1991. V. 198. P. 1-6.

371. Miura K, Inoue Y., Hashimoto Y., Inoue A. Purification of chicken liver ribonuclease by affinity chromatography with UMP-Sepharose CL // Chem. Pharm. Bull. 1984. V. 32. P. 40544060.

372. Kaberdin V.R., Walsh A.P., Jakobsen Т., McDowa K.J. Enhanced Cleavage of RNA Mediated by an Interaction between Substrates and the Arginine-rich Domain of E. coli Ribonuclease E //J. Mol. Biol. 2000. V. 301. P. 257-264.

373. Годовикова T.C., Зарытова В.Ф., Мальцева T.B., Халимская Л.М. Активные производные олигонуклеотидов с цвиттер-ионной концевой фосфатной группой для конструирования аффинных реагентов и зондов // Биоорган, химия. 1989. Т. 15. С. 12461252.

374. Petuyk V.A., Zenkova М.А., Giege R., Vlassov V.V. Hybrydization of antisense oligonucleotides with the 3/-part of tRNAPhe // FEBS Lett. 1999. V. 12. P. 217-221.

375. Зенкова М.А., Петюк В.А., Жьеже Р., Власов В.В. Разворачивание структуры TPHKPhe с помощью комплементарных олигонуклеотидов // Доклады РАН. 1998. Т. 361. С. 260-263.

376. Kostenko Е., Beabealashvilly R., Vlassov V., Zenkova М. Secondary structure of the 5/-region of PGY/MDR 1 mRNA // FEBS Lett. 2000. V. 475. P. 181-186.

377. Verheijen J.C., Deiman B.A., Yeheskiely E., van Der Marel G.A., van Boom J.H. Efficient Hydrolysis of RNA by a PNA Diethylenetriamine Adduct // Angew Chem Int Ed Engl. 2000. V. 39. P. 369-372.

378. Vlassov V., Abramova Т., Godovikova Т., Giege R., Silnikov V. Sequence-specific cleavage of yeast tRNA(Phe) with oligonucleotides conjugated to a diimidazole construct // Antisense Nucleic Acid Drug Dev. 1997. V. 7. P. 39-42.

379. Komiyama M., Inokawa T. Selective hydrolysis of tRNA by ethylenediamine bound to a DNA oligomer//J. Biochem. 1994. V. 116. P. 719-720.

380. Barone F., Cellai L., Matzeu M., Mazzei F. DNA, RNA and hybrid RNA-DNA oligomers of identical sequence: structural and dynamic differences // Biophysical Chemistry. 2000. V. 86. P. 37-47.

381. Xiong Y. Crystal sructure of a DNA-RNA hybrid duplex with a polypurine RNA r(gaagaagag) and a complementary polypyrimidine DNA d(CTCTTCTTC) // Nucleic Acids Res. 2000. V. 28. P. 2171-2176.

382. Hantz E., Larue V., Ladam P., Le Moyec L, Gouyette C. Solution conformation of an RNA-DNA hybrid duplex containing a pyrimidine RNA strand and a purine DNA strand // Int. Journal of Biological Macromolecules. 2001. V. 28. P. 273-284.

383. Mestre В., Jakobs A., ve Pratviel G. Structure nuclease activity relationships of DNA cleavers based on cationic metalloporphyrin-oligonucleotide conjugates // Biochemistry. 1996. V. 35. P. 9140-9149.го:;,.,.,е=>хъ'ъ*ь- о ось