Влияние димеризации на функциональные свойства пирофосфатаз двух семейств тема автореферата и диссертации по химии, 02.00.10 ВАК РФ

СОКРАЩЕНИЯ И ТЕРМИНОЛОГИЯ ЧЕТВЕРТИЧНАЯ СТРУКТУРА РАСТВОРИМЫХ ФЕРМЕНТОВ (Обзор литературы)

2. Взаимосвязь четвертичной структуры с функцией и стабильностью фермента

2.1) Стабильность молекулы белка

2.2) Сравнение разных олигомерных форм одного фермента

2.2.1) Диссоциирующие ферменты

2.2.2) Перманентные олигомерные комплексы

2.3) Изофункциональные ферменты

3. Сравнение мономерных ферментов и субъединиц олигомерных ферментов

3.1) Длина ППЦ

3.2) Нижний предел длины ППЦ мономерного фермента

3.3) Факторы, определяющие стабильность молекулы белка

3.4) Функции мономерных ферментов

4. Зоны контакта субъединиц

5. Эволюция олигомерных ферментов

6. Заключение ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ

1. Материалы

2. Ферменты

3. Приготовление растворов

4. Определение гидролитической активности пирофосфатазы

5. Определение коэффициентов седиментации

6. Определение молекулярной массы методом седиментационного равновесия

7. Математическая обработка результатов РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

1. Неорганическая пирофосфатаза дрожжей

1.1 Зона контакта субъединиц

1.2 Дестабилизация четвертичной структуры У-РРазы

1.3 Влияние мутаций на четвертичную структуру фермента

1.4 Факторы, контролирующие стабильность олигомерной структуры Y-РРазы

1.4.1 Влияние ионов Mg^"^ на стабильность олигомерной структуры \У2798-РРазы

1.5 Стабильность четвертичной структуры и подвижность ППЦ

1.6 Влияние олигомерного состояния на каталитические свойства фермента

2. Семейство II растворимых пирофосфатаз

2.1 Олигомерная структура

2.2 Зависимости активности ферментов от их концентрации

2.3 Влияние ионов металлов на активность ферментов

2.4 Необходимость ионов металла для проявления активности

2.5 Субстратная специфичность

Подавляющее большинство всех ферментов являются олигомерами, и их функционирование, как правило, зависит от их олигомерного состояния. Изменение четвертичной структуры позволяет влиять на функциональные свойства фермента, направленно изменять его активность и стабильность, субстратную специфичность и механизм катализируемой реакции.Одной из главных целей молекулярной биологии является установление количественной взаимосвязи между структурой ферментов и их функцией. К сожалению, современный уровень знаний не позволяет не только количественно, но в большинстве случаев даже качественно предсказать, исходя из структуры, связь функциональных свойств фермента с его олигомерным состоянием. В ряде случаев удается удачно объяснить наблюдаемые на опыте закономерности, но вероятность основанных на структуре предсказаний, как правило, весьма невелика. Требуется построение общей теоретической модели, а для этого необходим надежный экспериментальный материал. К настоящему времени такой материал получен для очень немногих ферментов.Важным аспектом четвертичной структуры является также энергетика взаимодействия протомеров в олигомерных и супрамолекулярных комплексах.Несмотря на то, что в настоящее время существует представление о вкладе отдельных типов взаимодействий в стабильность структуры, это все же не позволяет в большинстве случаев даже оценить, с достаточной степенью надежности, стабильность олигомерного комплекса в каких-то определенных условиях.Неорганическая РРаза является удобной моделью для изучения указанных закономерностей, так как это сравнительно небольшой и хорошо исследованный белок, катализирующий довольно простую реакцию. Для РРазы разработано и к ней применимо множество достаточно точных методов позволяющих исследовать различные функциональные характеристики фермента и влияние на них различных факторов.Растворимые пирофосфатазы можно разделить на два негомологичных семейства. РРазы семейства I являются наиболее изученными. Они имеют сходную укладку полипептидной цепи и высококонсервативную структуру активного центра, образованную 14-16 АКО. Большинство эукариотических РРаз являются гомодимерами субъединиц с массой 30-35 кДа, тогда как ферменты из прокариот - гомогексамеры субъединиц с массой около 20 кДа. Каждая субъединица олигомера содержит полностью сформированный активный центр, и кинетическими исследованиями было установлено, что субъединицы функционируют независимо друг от друга, что оставляет открытым вопрос о функциональной роли четвертичной структуры этих ферментов. Катализ РРазами протекает через прямую атаку воды на электрофильный атом фосфора без образования ковалентного интермедиата. Связывание 3-4 ионов металла в активном центре абсолютно необходимо для катализа, причем ионы Mg^^ являются наилучшим активатором гидролиза пирофосфата.Сравнительно недавно было открыто новое семейство растворимых РРаз (семейство II). Исследование представителей этого семейства позволит понять как природа с помощью конвергентной эволюции разными способами подходит к решению одной и той же задачи и имеет ли один из этих способов преимущество перед другим.Это поможет в будущем создавать искуственные ферменты и направленно модифицировать функцию уже существующих. Кроме того, оказалось, что ряд организмов, использующих для гидролиза РР1 пирофосфатазы семейства II, являются патогенными для человека. Учитывая то, что РРаза является важным ферментом метаболизма и необходима для жизнедеятельности клетки, понимание функционирования РРаз нового семейства открывает возможность для создания антибактериальных препаратов, действие которых направлено на этот фермент.Настоящая работа посвящена получению и функциональной характеристике мономерных форм пирофосфатаз семейств I и II, исследованию стабильности четвертичной структуры ферментов, влияния различных факторов на эту стабильность, а также связи функциональных свойств ферментов с их олигомерным состоянием.ЧЕТВЕРТИЧНАЯ СТРУКТУРА РАСТВОРИМЫХ ФЕРМЕНТОВ (Обзор литературы) 1. Введение В настоящее время известно более 2000 различных ферментов [2], большинство (примерно 80%) которых являются олигомерными белками (рис. 1) [3-5]. Олигомерные белки можно разделить на гетеролигомеры (построены из разных субъединиц) и гомоолигомеры (построены из одинаковых субъединиц). От 5 до 21% всех олигомерных белков являются гетеролигомерами (рис. 1) [4, 5]. Можно выделить три основных типа гетероолигомеров. Первый тип, это мультиферментные комплексы, объединяющие ферменты катализирующие разные стадии сложной многостадийной реакции, в которой продукт одного фермента является субстратом для другого. Это повышает эффективность катализа, поскольку сокращает время перемещения промежуточных продуктов реакции от одного фермента к другому (напр. пируватдегидрогеназный комплекс). Второй тип составляют олигомеры, состоящие из каталитических субъединиц и вспомогательных (регуляторных или обеспечивающих связь с мембраной или другими клеточными компонентами/структурами) (напр. аспартаткарбамоилтрансфераза). Третий тип гетероолигомеров представляют ферменты, все субъединицы которых функциональны и гомологичны, но различаются по первичной структуре и кодируются разными генами или кодируются одним геном но различаются по длине ППЦ. (напр. обратная транскриптаза ВИЧ или лактатдегидрогеназа млекопитающих).Большую часть олигомерных ферментов (от 79 до 95 %) составляют гомоолигомеры (рис. 1), которые также можно разделить на две большие группы. К первой группе относятся ферменты, каждая субъединица которых содержит полностью сформированный активный центр (напр. неорганическая пирофосфатаза). Вторую группу составляют олигомеры, активные центры которых образованы аминокислотными остатками из соседних субъединиц (напр. К67 дигидрофолатредуктаза). Ферменты обоих фупп могут содержать между субъединицами аллостерические регуляторные центры (напр. бактериальная фосфофруктокиназа).Все олигомерные комплексы можно разделить на диссоциирующие и перманентные. К первой группе относятся ферменты, способные обратимо изменять олигомерное состояние при изменении их концентрации, концентрации лиганда, рН или Регулируемые ферменты Рисунок 1. Олигомерное состояние растворимых ферментов по результатам анализа различных выборок [3-5]. Регулируемые ферменты - ферменты, активность которых может регулироваться посредством изменения олигомерного состояния или связывания лиганда (в т.ч. и субстрата) [4]. ю температуры (в физиологическом диапазоне). Субъединицы диссоциирующих ферментов могут существовать в клетке в свободном состоянии. В отличие от этого, перманентные комплексы функционируют в клетке только в одном олигомерном состоянии и могут быть разрушены лишь в жестких, нефизиологических условиях.Среди олигомеров преобладают димерные белки (47-62%), затем идут тетрамеры (14-26%). Тримеры и гексамеры составляют примерно по 7-10%. Примерно 3% всех олигомерных белков являются октамерами, а остальные олигомерные состояния встречаются еще реже [4, 5].Во многих случаях функциональные преимущества олигомерного состояния очевидны. Образование олигомерного комплекса часто связано с увеличением эффективности катализа (мультиферментные комплексы), с появлением новых функций фермента (напр. РНКаза из семени быка; см. раздел 5), а также открывает новые структурные возможности, и может привести к возникновению в зоне контакта субъединиц центра связывания субстрата (активный центр) или эффектора (регуляторный центр).Кроме этого, четвертичная структура дает возможность более гибко регулировать активность фермента посредством регуляторных субъединиц или регуляторных центров между субъединицами (аллостерическая регуляция). А взаимодействие между активными центрами (кооперативность), при котором связывание лиганда (субстрата) одной субъединицей приводит к изменению сродства (активности) соседней субъединицы по отношению к этому же лиганду, позволяет ферменту более гибко реагировать на изменение внешних условий (напр. изменение рН, концентрации субстрата, кофактора или эффектора).Однако, только примерно у 40% исследованных олигомеров удалось установить функциональную роль четвертичной структуры (рис. 1) [3, 4]. В большинстве случаев эта роль не ясна. В первую очередь, это относится к гомоолигомерным ферментам, каждая субъединица которых содержит полностью сформированный активный центр, и для которых не обнаружено аллостерической регуляции, кооперативности действия субъединиц или каких либо особых функций, связанных с четвертичной структурой (назовем эти ферменты, для краткости, квазимономерными, поскольку их субъединицы функционируют независимо друг от друга, как отдельные молекулы мономерных белков).Как правило, это прочные комплексы, которые могут быть разрушены только в жестких условиях - нефизиологические значения рН, денатурирующие агенты, высокое давление, высокая ионная сила, замораживание и т.д..Традиционно, для определения роли четвертичной структуры в функционировании таких ферментов сравнивают свойства (активность и стабильность) олигомерной и мономерной форм фермента. Для получения изолированных субъединиц используют два основных подхода. В первом случае олигомерную структуру дестабилизируют действием внешних факторов (рН, денатурирующие агенты, высокое давление, высокая ионная сила, изменение температуры, и т.д.). Для предотвращения нежелательной реассоциации субъединиц иногда используют иммобилизацию фермента на твердом носителе или химическую модификацию его поверхности. Во втором случае, дестабилизация четвертичной структуры достигается введением аминокислотных замен в области контакта субъединиц с помощью метода СНМ. За редкими исключениями, только метод сим позволяет контролировать изменения, вносимые в структуру фермента.Как правило (но не всегда) диссоциация таких олигомеров на субъединицы сопровождается падением (или исчезновением) активности. Кроме того, сравнение термодинамической стабильности и/или стабильности по отношению к тепловой денатурации практически всегда показывает, что свободные субъединицы лабильнее олигомера. Из этого делается вывод о том, что четвертичная структура необходима для поддержания стабильности фермента.В соответствии с классическими представлениями, здесь подразумеваются две возможности. Первая - диссоциация олигомера уменьшает термодинамическую стабильность субъединицы, что соответствует уменьшению концентрации нативной (свернутой) формы фермента. Вторая - субъединица фермента может существовать в двух конформациях - активной и неактивной (или менее активной); образование олигомера стабилизирует активную конформацию, тогда как диссоциация способствует переходу в неактивную конформацию. В обоих случаях предполагается, что одной полипептидной цепи недостаточно для поддержания компетентной структуры активного центра данного фермента.Тем не менее, анализ накопленных в последние годы данных позволяет утверждать, что четвертичная структура не является абсолютно необходимой ни для стабильности ни для функции квазимономерных ферментов. Обоснованию этого утверждения и посвящен настоящий обзор. Дело осложняется тем, что такое общее утверждение нельзя доказать строго. Природа многообразна в своих проявлениях, и на всякое правило найдутся исключения. Однако, существуют общие тенденции, общие причины, и для того чтобы увидеть их, необходимо сопоставлять доводы 'за' и 'против'.

выводы

1. Исследовано влияние мутаций остатков центральной области зоны контакта субъединиц пирофосфатазы дрожжей (семейство I) на стабильность четвертичной структуры и каталитические свойства фермента. Обнаружено, что наибольшее уменьшение стабильности четвертичной структуры вызывает замена остатка Тгр52.

2. Установлена димерная структура трех представителей РРаз семейства II (из Bacillus subtilis, Streptococcus mutans и Streptococcus gordonii) и измерена ее стабильность в различных условиях. Найдены условия получения мономерных форм этих ферментов без использования сайт-направленного мутагенеза.

3. Показано, что диссоциация димеров РРазы дрожжей и РРаз семейства II на мономеры существенно понижает ферментативную активность и ослабляет связывание металлов-активаторов в активном центре. Инактивация РРазы дрожжей в результате диссоциации обусловлена увеличением в 5-9 раз значения Кт при практически неизменном значении &cat. Напротив, диссоциация РРаз семейства II сопровождается увеличением Кт (в 10-20 раз) и уменьшением &cat (в 20-40 раз).

4. Связывание в активном центре металлов-активаторов, продукта реакции Pj и аналога субстрата PNP РРазой дрожжей и металлов-активаторов РРазами семейства II увеличивает стабильность четвертичной структуры ферментов. Наибольший эффект в случае РРазы дрожжей дает одновременное связывание Mg и PNP («5 ккал/моль). В случае РРаз семейства II связывание Мп стабилизирует димеры более чем на 7 ккал/моль. Полученные результаты свидетельствуют, что активный центр и зона контакта субъединиц энергетически сопряжены в структуре РРаз обоих семейств как регуляторный и активный центры аллостерических ферментов.

5. Уменьшение стабильности четвертичной структуры РРазы дрожжей повышением pH раствора или введением мутаций в зону контакта субъединиц приводит к увеличению конформационной подвижности димера, в основе которой, по-видимому, лежит изменение положения С-концевого сегмента полипептидной цепи (остатки 282

169

286), и как следствие, к увеличению стерической доступности 8Н-группы единственного остатка цистеина.

6. Установлены пути активации РРаз семейства II ионами Мп2+. Связываясь в центре высокого сродства, Мп2+ стабилизирует более активный димер против диссоциации и активирует его за счет увеличения кСдх в 10-20 раз, что лишь частично компенсируется увеличением Кт. Заполнение центра высокого сродства ионами Мп является необходимым и достаточным условием для проявления максимальной активности пирофосфатаз семейства II и, кроме того, наделяет их способностью гидролизовать СаРР[ - сильный ингибитор пирофосфатаз семейства I.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Несмотря на отсутствие гомологии и разную пространственную укладку ППЦ, можно выделить общие черты в структуре и функционировании У-РРазы и РРаз семейства И. Все эти белки являются гомодимерами с молекулярными массами субъединиц 32-34 кДа. Размеры межсубъединичных интерфейсов малы для гомодимерных белков с такой массой и похожи для У-РРазы и РРаз семейства II. В физиологических условиях (нейтральное значение рН, РРазы семейства II - в присутствии Мп ) ферменты являются очень прочными димерами, практически не диссоциирующими на мономеры (А^ < 0,001 цМ).

Четвертичная структура ферментов может быть дестабилизированна действием различных факторов. Удаление Мп из центра высокого сродства дестабилизируют димерные формы РРаз семейства II более чем на 6,8 ккал/моль. Увеличение рН с 7,2 до 9,3 дестабилизирует димер У-РРазы более чем на 5 ккал/моль. Замена \V279S уменьшает стабильность димера РРазы дрожжей более чем на 5,7 ккал/моль, а четвертичная структура "\¥528/С838 варианта дестабилизирована по сравнению с белком дикого штамма более чем на 10 ккал/моль.

Во всех случаях лиганды активного центра увеличивают прочность олигомерной структуры, однако их влияние проявляется значительно сильнее в случае РРаз семейства II, как и обратный эффект разрушения четвертичной структуры на функциональные свойства ферментов, что связано с особенностями функционирования и взаимного расположения ЗКС и активного центра этих РРаз.

В условиях, близких к физиологическим, значение для РРаз семейства II примерно на порядок, а значение Кт почти на два порядка больше соответствующих значений для У-РРазы. Отношение ксЛ/Кт можно считать хорошей оценкой для константы скорости связывания субстрата к\ (в общем случае кса1/Кт всегда < к\, причем равенство выполняется если ксЛ » константы скорости диссоциации фермент-субстратного комплекса А.]). При концентрации ионов в реакционной среде 20 мМ, это отношение для димерной У\¥Т-РРазы составляет 234 ]иМ"'с"', а для активированной Мп2+ 8§-РРазы - всего

38 цМ-'с'1. То есть, необходимость значительного изменения конформации молекулы белка для связывания субстрата в активном центре, и, вероятно, для высвобождения продуктов реакции, создает энергетический барьер, замедляющий каталитический процесс РРаз семейства II, что, в какой-то степени, компенсируется существенно более быстрым расщеплением ими фосфоангидридной связи.

Пирофосфат является побочным продуктом целого ряда биологически важных процессов, и его гидролиз смещает равновесие этих реакций в направлении синтеза [168]. Маловероятно, чтобы в клетке накапливались значительные концентрации свободного PP¡, а это означает, что при физиологических концентрациях субстрата активности РРаз двух семейств могут оказаться примерно одинаковыми, причем, понижение концентрации PP¡ будет инактивировать РРазы семейства II в большей степени. Так, при концентрации субстрата всего 1 рМ фермент из дрожжей будет в 3,5

2+ раза более активен, чем активированная ионами Мп Sg-РРаза.

Таким образом, возникшие в результате конвергентной эволюции РРазы I и II семейств двумя различными путями добиваются примерно одинаковой эффективности гидролиза пирофосфата в физиологических условиях, а большее значение Кт, вероятно, позволяет лучше регулировать функцию РРаз семейства II in vivo.

Как уже говорилось, одной из главных целей молекулярной биологии является установление взаимосвязи между структурой ферментов и их функцией. К сожалению, современный уровень знаний не позволяет не только количественно, но в бльшинстве случаев даже качественно предсказать связь функциональных свойств фермента с его олигомерным состоянием. Установленная в данной работе зависимость отнюдь не является общим правилом. Известны примеры когда разрушение олигомерной структуры приводит к увеличению активности фермента, а степень взаимного влияния ЗКС и активного центра существенно различается для разных белков (см. обзор литературы). Полученные в данной работе результаты могут быть использованы для построения и/или проверки теоретических моделей описывающих взаимное влияние ЗКС и активного центра олигомерных ферментов, а также стабильность олигомерных комплексов против диссоциации.

Недавно было показано, что основанный на структуре макромолекул алгоритм COREX - может с достаточной точностью моделировать данные изотопного обмена H'/D для многих белков. Модификация этого алгоритма (COREBIND) позволяет точно предсказывать распространение сигнала связывания лиганда по структуре белка в отдаленные ее части. Как оказалось, связывание затрагивает не всю структуру макромолекулы, а только некоторые четко определяемые локальные области, которые, тем не менее, могут быть удалены друг от друга на достаточное расстояние и не иметь между собой явной системы взаимодействий [148, 149]. Учитывая сходство в существовании сопряжения ЗКС/активный центр для неорганических РРаз с сопряжением между регуляторным и активным центрами аллостерических ферментов, можно ожидать, что этот алгоритм сможет также успешно моделировать влияние диссоциации олигомерного комплекса на функциональные свойства фермента, как и обратный эффект связывания лигандов на стабильность четвертичной структуры.

Полученные результаты могут также найти важное практическое применение. Некоторые микроорганизмы, использующие для гидролиза пирофосфата РРазы семейства II, являются патогенными для человека (напр. S. mutans, S. gordonii, Streptoccocus pneumoniae, V. cholerae, Staphylococcus aureus). Поскольку, РРаза важна для жизнедеятельности клетки [161, 169, 170], этот фермент может являться хорошей мишенью для антибактериальных лекарственных препаратов. Учитывая сходство в структуре активных центров РРаз двух семейств [161, 162], можно ожидать, что ингибиторы действие которых направлено на активный центр РРаз семейства II, будут неизбежно, в качестве побочного эффекта, действовать и на РРазы млекопитающих, принадлежащие к семейству I. Выход здесь может быть найден в использовании ингибиторов, действие которых направлено на четвертичную структуру ферментов (см. обзор литературы). Мы установили, что разрушение олигомерной структуры РРаз семейства II приводит к сильной инактивации ферментов. Отличительной особенностью ЗКС РРаз семейства II является то, что в области интерфейса структурно и, по всей вероятности, энергетически доминирует один сегмент ППЦ. Это означает, что полипептид, соответствующий этому сегменту, может имитировать интерфейс соседней субъединицы, и, связываясь в ЗКС, будет препятствовать образованию димерной структуры. В то же время, этот пептид будет обладать высокой специфичностью по отношению к РРазам семейства II, поскольку ЗКС ферментов I и II семейств совершенно различаются.

1., Liebl, W. (2001) CRC Crit. Rev. Biochem. Mol. Biol. 36(1), 39-106. Thermophilic adaptation of proteins.

2. Кольман, Я., Рем, К.Г. (2000) Наглядная биохимия, (под ред. Решетова, П.Д., Сорокиной, Т.Н.) М: «Мир».

3. Traut, T.W. (1994) CRC Crit. Rev. Biochem. Mol. Biol. 29(2), 125-163. Dissociation of enzyme oligomers: a mechanism for allosteric regulation.

4. Traut, T.W. (1988) CRC Crit. Rev. Biochem. 23(2), 121-169. Enzymes of nucleotide metabolism: the significance of subunit size and polymer size for biological function and regulatory properties.

5. Goodsell, D.S., Olson, A.J. (2000) Annu. Rev. Biophys. Biomol. Struct. 29, 105-153. Structural symmetry and protein function.

6. Jaenicke, R. (1998) Biochemistry (Moscow) 63, 312-321. What ultrastable globular proteins teach us about protein stability.

7. Larsen, T.A., Olson, A.J., Goodsell, D.S. (1998) Structure 6(4), 421-427. Morphology of protein-protein interfaces.

8. Ganesh, C., Eswar, N., Srivastava, S., Ramakrishnan, C., Varadarajan, R. (1999) FEBS Lett. 454(1-2), 31-36. Prediction of the maximal stability temperature of monomeric globular proteins solely from amino acid sequence.

9. Washabaugh, M.W., Collins, K.D. (1986) J. Biol. Chem. 261(27), 12477-12485. The systematic characterization by aqueous column chromatography of solutes which affect protein stability.

10. Janin, J., Miller, S., Chothia, C. (1988) J. Mol. Biol. 204(1), 155-164. Surface, subunit interfaces and interior of oligomeric proteins.

11. Jones, S., Thornton, J.M. (1996) Proc. Natl. Acad. Sci. USA 93, 13-20. Principles of protein-protein interactions.

12. Janin, J., Chothia, C. (1990) J. Biol. Chem. 265(27), 16027-16030. The structure of protein-protein recognition sites.

13. Vanhove, M., Guillaume, G., Ledent, P., Richards, J.H., Pain, R.H., Frere, J.M. (1997) Biochem. J. 32 l(Pt 2), 413-417. Kinetic and thermodynamic consequences of the removal of the Cys-77-Cys-123 disulphide bond for the folding of ТЕМ-1 beta-lactamase.

14. Weiss, M.A., Hua, Q.X., Jia, W., Chu, Y.C., Wang, R.Y., Katsoyannis, P.G. (2000) Biochemistry 39(50), 15429-15440. Hierarchical protein "un-design": insulin's intrachain disulfide bridge tethers a recognition alpha-helix.

15. Pons, J., Planas, A., Querol, E. (1995) Protein Eng. 8(9), 939-945. Contribution of a disulfide bridge to the stability of 1,3-1,4-beta-D-glucan 4-glucanohydrolase from Bacillus licheniformis.

16. Kuroki, R., Inaka, K., Taniyama, Y., Kidokoro, S., Matsushima, M., Kikuchi, M., Yutani, K. (1992) Biochemistry 31(35), 8323-8328. Enthalpic destabilization of a mutant human lysozyme lacking a disulfide bridge between cysteine-77 and cysteine-95.

17. Boyle, D.M., McKinnie, R.E., Joy, W.D., Yioland, B.N., McLaughlin, J.K., Landis, B.H. (1999) Biotechnol. Appl. Biochem. 30(Pt2), 163-170. Evaluation of refolding conditions for a recombinant human interleukin-3 variant (daniplestim).

18. Pons, J., Querol, E., Planas, A. (1997) J. Biol. Chem. 272(20), 13006-13012. Mutational analysis of the major loop of Bacillus 1,3-1,4-beta-D-glucan 4-glucanohydrolases. Effects on protein stability and substrate binding.

19. Muralidhara, B.K., Hirose, M. (2000) Protein Sci. 9(8), 1567-1575. Structural and functional consequences of removal of the interdomain disulfide bridge from the isolated C-lobe of ovotransferrin.

20. Ropp, P.A., Traut, T.W. (1991) J. Biol. Chem. 266(12), 7682-7687. Purine nucleoside phosphorylase. Allosteric regulation of a dissociating enzyme.

21. Boernke, W.E., Stevens, F.J., Peraino, C. (1981) Biochemistry 20(1),115-121. Effects of self-association of ornithine aminotransferase on its physicochemical characteristics.

22. Banci, L., Bertini, I., Cramaro, F., Del Conte, R., Viezzoli, M.S. (2002) Eur. J. Biochem. 269(7), 1905-1915. The solution structure of reduced dimeric copper zinc superoxide dismutase.

23. Banci, L., Benedetto, M., Bertini, I., Del Conte, R., Piccioli, M., Viezzoli, M.S. (1998) Biochemistry, 37, 11780-11791. Solution structure of reduced monomeric Q133M2 copper, zinc superoxide dismutase (SOD). Why is SOD a dimeric enzyme?

24. Borchert, T.V., Abagyan, R., Jaenicke, R.,Wierenga, R.K. (1994) Proc. Natl. Acad. Sci. USA 91, 1515-1518. Design, creation, and characterization of a stable, monomeric triosephosphate isomerrase.

25. Beernink, P.T., Tolan, D.R. (1996) Proc. Natl. Acad. Sci. USA 93, 5374-53 79. Disruption of the aldolase A tetramer into catalytically active monomers.

26. Schorken, U., Jia, J., Sahm, H., Sprenger, G.A., Schneider, G. (1998) FEBS Lett. 441(2), 247-250. Disruption of Escherichia coli transaldolase into catalytically active monomers: evidence against half-of-the-sites mechanism.

27. Ehrig, T., Muhoberac, B. B., Brems, D., Bosron, W. F. (1993) J. Biol. Chem. 268,11721-11726. Monomers of human blbl alcohol dehydrogenase exhibit activity that differs from the dimer.

28. Narayana, N., Matthews, D.A., Howell, E.E., Nguyen-huu, X. (1995) Nat. Struct. Biol. 2(11), 1018-1025. A plasmid-encoded dihydrofolate reductase from trimethoprim-resistant bacteria has a novel D2-symmetric active site.

29. Deng, H., Callender, R„ Howell, E. (2001) J. Biol. Chem. 276(52), 48956-48960. Vibrational structure of dihydrofolate bound to R67 dihydrofolate reductase.

30. Ishii, A., Suzuki, M., Sahara, T., Takada, Y., Sasaki, S., Fukunaga, N. (1993) J. Bacteriol. 175(21), 6873-6880. Genes encoding two isocitrate dehydrogenase isozymes of a psychrophilic bacterium, Vibrio sp. strain ABE-1.

31. Vasquez, B., Reeves, H.C. (1979) Biochim. Biophys. Acta. 578(1), 31-40. NADP-specific isocitrate dehydrogenase of Escherichia coli. IV. Purification by chromatography on Affi-Gel Blue.

32. Chen, R., Yang, H. (2000) Arch. Biochem. Biophys. 383(2), 238-245. A highly specific monomeric isocitrate dehydrogenase from Corynebacterium glutamicum.

33. Leyland, M.L., Kelly, D.J. (1991) Eur. J. Biochem. 202(1), 85-93. Purification and characterization of a monomeric isocitrate dehydrogenase with dual coenzyme specificity from the photosynthetic bacterium Rhodomicrobium vannielii.

34. Fukunaga, N., Imagawa, S., Sahara, T., Ishii, A., Suzuki, M. (1992) J. Biochem. 112(6), 849-855. Purification and characterization of monomeric isocitrate dehydrogenase with NADP(+)-specificity from Vibrio parahaemolyticus Y-4.

35. Battistoni, A., Mazzetti, A.P., Rotilio, G. (1999) FEBS Lett. 443(3), 313-316. In vivo formation of Cu,Zn superoxide dismutase disulfide bond in Escherichia coli.

36. Gort, A.S., Ferber, D.M., Imlay, J.A. (1999) Mol. Microbiol. 32(1), 179-191. The regulation and role of the periplasmic copper, zinc superoxide dismutase of Escherichia coli.

37. Benov, L., Sage, H., Fridovich, I. (1997) Arch. Biochem. Biophys. 340(2), 305-310. The copper- and zinc-containing superoxide dismutase from Escherichia coli: molecular weight and stability.

38. Masullo, M., Raimo, G., Dello Russo, A., Bocchini, V., Bannister, J.V. (1996) Biotechnol. Appl. Biochem. 23( Pt 1), 47-54. Purification and characterization of NADH oxidase from the archaea Sulfolobus acidocaldarius and Sulfolobus solfataricus.

39. Machado, C., Andrew, D.J. (2000) J. Cell Biol. 151(3), 639-651. D-TITIN: a giant protein with dual roles in chromosomes and muscles.

40. Granzier, H.L., Wang, K. (1993) Electrophoresis 14(1-2), 56-64. Gel electrophoresis of giant proteins: solubilization and silver-staining of titin and nebulin from single muscle fiber segments.

41. Klink, T.A., Raines, R.T. (2000) J. Biol. Chem. 275(23), 17463-17467. Conformational stability is a determinant of ribonuclease A cytotoxicity.

42. McKnight, C.J., Doering, D.S., Matsudaira, P.T., Kim, P.S. (1996) J. Mol. Biol. 260(2} 126-134. A thermostable 35-residue subdomain within villin headpiece.

43. Spector, S., Kuhlman, B., Fairman, R., Wong, E., Boice, J.A., Raleigh, D.P. (1998) J. Mol. Biol. 276(2), 479-489. Cooperative folding of a protein mini domain: the peripheral subunit-binding domain of the pyruvate dehydrogenase multienzyme complex.

44. Lu, S., Deng, P., Liu, X., Luo, J., Han, R., Gu, X., Liang, S., Wang, X., Li, F., Lozanov, V., Patthy, A., Pongor, S. (1999) J. Biol. Chem. 274(29), 20473-20478. Solution structure of the major alpha-amylase inhibitor of the crop plant amaranth.

45. Martins, J.C., Enassar, M., Willem, R., Wieruzeski, J.M., Lippens, G., Wodak, S.J. (2001) Eur. J. Biochem. 268(8), 2379-2389. Solution structure of the main alpha-amylase inhibitor from amaranth seeds.

46. Hiller, R., Zhou, Z.H., Adams, M.W.W., Englander, S.W. (1997) Proc. Natl. Acad. Sei. USA 94, 11329-11332. Stability and dynamics in a hyperthermophilic protein with melting temperature close to 200°C.

47. Shoichet, B.K., Baase, W.A., Kuroki, R., Matthews, B.W. (1995) Proc. Natl. Acad. Sei. USA 92, 452-456. A relationship between protein stability and protein function.

48. Thunnissen, M.M., Agango, E.G., Taddei, N., Liguri, G., Cecchi, C., Pieri, A., Ramponi, G., Nordlund, P. (1995) FEBS Lett. 364(3), 243-244. Crystallisation and preliminary X-ray analysis of the 'common-type' acylphosphatase.

49. Berti, A., Stefani, M., Camici, G., Manao, G., Cappugi, G., Degl'Innocenti, D., Ramponi, G. (1986) Int. J. Pept. Protein. Res. 28(1), 15-21. Purification and characterization of rabbit muscle acylphosphatase in the thiol (-SH) form.

50. Taddei, N„ Capanni, C., Chiti, F., Stefani, M., Dobson, C.M., Ramponi, G. (2001) J. Biol. Chem. 276(40), 37149-37154. Folding and aggregation are selectively influenced by the conformational preferences of the a-helices of muscle acylphosphatase.

51. Johnson, C.M., Fersht, A.R. (1995) Biochemistry 34(20), 6795-6804. Protein stability as a function of denaturant concentration: the thermal stability of barnase in the presence of urea.

52. Clarke, J., Fersht, A.R. (1993) Biochemistry 32(16), 4322-4329. Engineered disulfide bonds as probes of the folding pathway of barnase: increasing the stability of proteins against the rate of denaturation.

53. Serrano, L., Day, A.G., Fersht, A.R. (1993) J. Mol. Biol. 233(2), 305-312. Step-wise mutation of barnase to binase. A procedure for engineering increased stability of proteins and an experimental analysis of the evolution of protein stability.

54. Ohmae, E., Sasaki, Y., Gekko, K. (2001) J. Biochem. (Tokyo) 130(3), 439-447. Effects of five-tryptophan mutations on structure, stability and function of Escherichia coli dihydrofolate reductase.

55. Goodsell, D.S., Olson, AJ. (1993) Trends Biochem. Sci. 18(3), 65-68. Soluble proteins: size, shape and function.

56. Nagradova, N.K. (2001) FEBS Lett. 487, 327-332. Interdomain interactions in oligomeric enzymes: creation of asymmetry in homo-oligomers and role in metabolite channeling between active centers of hetero-oligomers.

57. Stetter, K.O. (1999) FEBS Lett. 452, 22-25. Extremophiles and their adaptation to hot environments.

58. Ichikawa, J.K., Clarke, S. (1998) Arch. Biochem. Biophys. 358(2), 222-231. A highly active protein repair enzyme from an extreme thermophile: the L-isoaspartyl methyltransferase from Thermotoga maritima.

59. Nagai, M., Ozawa, A., Katsuragi, T., Sakai, T. (2000) Biosci. Biotechnol. Biochem. 64(7), 1337-44. Purification and characterization of acid-stable protopectinase produced by Aspergillus awamori in solid-state fermentation.

60. Chakravarty, S., Varadarajan, R. (2000) FEBS Lett. 470, 65-69. Elucidation of determinants of protein stability through genome sequence analysis.

61. Dams, T., Jaenicke, R. (1999) Biochemistry 38(28), 9169-9178. Stability and folding of dihydrofolate reductase from the hyperthermophilic bacterium Thermotoga maritima.

62. Wilquet, V., Gaspar, J.A., Van de Lande, M., Van de Casteele, M., Legrain, C., Meiering, E.M., Glansdorff, N. (1998) Eur. J. Biochem. 255(3), 628-637. Purification and characterization of recombinant Thermotoga maritima dihydrofolate reductase.

63. Hollien, J., Marqusee, S. (1999) Proc. Natl. Acad. Sci. USA 96(24), 13674-13678. Structural distribution of stability in a thermophilic enzyme.

64. Fernandez-Espla, M.D., Rul, F. (1999) Eur. J. Biochem. 263(2), 502-510. PepS from Streptococcus thermophilus. A new member of the aminopeptidase T family of thermophilic bacteria.

65. Abbott, C.A., Yu, D.M., Woollatt, E., Sutherland, G.R., McCaughan, G.W., Gorrell, M.D. (2000) Eur. J. Biochem. 267(20), 6140-6150. Cloning, expression and chromosomal localization of a novel human dipeptidyl peptidase (DPP) IV homolog, DPP8.

66. Imamura, S., Kitaura, S. (2000) J. Biochem. (Tokyo) 127(3), 419-425. Purification and characterization of a monoacylglycerol lipase from the moderately thermophilic Bacillus sp. H-257.

67. Dosanjh, N.S., Kaur, J. (2002) Protein Expr. Purif. 24(1), 71-75. Biochemical Analysis of a Native and Proteolytic Fragment of a High-Molecular-Weight Thermostable Lipase from a Mesophilic Bacillus sp.

68. Miller, S., Janin, J., Lesk, A.M., Chothia, C. (1987) J. Mol. Biol. 196(3), 641-656. Interior and surface of monomeric proteins.

69. Jones, S., Marin, A., Thornton, J.M. (2000) Protein Eng. 13(2), 77-82. Protein domain interfaces: characterization and comparison with oligomeric protein interfaces.

70. D'Alessio, G. (1999) Prog. Biophys. Mol. Biol. 72(3), 271-298. The evolutionary transition from monomeric to oligomeric proteins: tools, the environment, hypotheses.

71. Jones, S., Thornton, J.M. (1995) Prog. Biophys. Molec. Biol. 63, 31-65. Protein-protein interaction: a review of protein dimer structures.178

72. Conte, L.L., Chothia, C., Janin, J. (1999) J. Mol. Biol. 285(5), 2177-2198. The atomic structure of protein-protein recognition sites.

73. D'alessio, G. (1999) Eur. J. Biochem. 266(3), 699-708. Evolution of oligomeric proteins. The unusual case of a dimeric ribonuclease.

74. Crane, B.R., Rosenfeld, R.J., Arvai, A.S., Ghosh, D.K., Ghosh, S., Tainer, J.A., Stuehr, D.J., Getzoff, E.D. (1999) EMBO J. 18(22), 6271-6281. N-terminal domain swapping and metal ion binding in nitric oxide synthase dimerization.

75. Bennett, MJ., Schlunegger, M.P., Eisenberg, D. (1995) Protein Sci. 4, 2455-2468. 3D Domain swapping: A mechanism for oligomer assembly.

76. Ferraris, J.D., Williams, C.K., Jung, K.Y., Bedford, J.J., Burg, M.B., Garcia-Perez, A. (1996) J. Biol. Chem. 271(31), 18318-18321. ORE, a eukaryotic minimal essential osmotic response element. The aldose reductase gene in hyperosmotic stress.

77. Nomenclature Committee of the International Union of Biochemistry and Molecular Biology (NC-IUBMB) (http://www.chem.qmul.ac.uk/iubmb/)

78. Singh, V.K., Kumar, A. (1998) Biochem. Mol. Biol. Int. 45(3), 443-452. Production and purification of an extracellular cellulase from Bacillus brevis VS-1.

79. Cavedon, K., Leschine, S.B., Canale-Parola, E. (1990) J. Bacteriol. 172(8), 4222-4230. Cellulase system of a free-living, mesophilic Clostridium (strain C7).

80. Franke, I., Meiss, G., Pingoud, A. (1999) J. Biol. Chem. 274(2), 825-832. On the advantage of being a dimer, a case study using the dimeric Serratia nuclease and the monomeric nuclease from Anabaena sp. strain PCC 7120.

81. Park, C., Raines, R.T. (2000) Protein Sci. 9(10), 2026-2033. Dimer formation by a "monomeric" protein.

82. Ricard, J., Noat, G. (1986) J. Theor. Biol. 123(4), 431-451. Catalytic efficiency, kinetic co-operativity of oligomeric enzymes and evolution.

83. Xu, Y., Lunnen, K.D., Kong, H. (2001) Proc. Natl. Acad. Sci. USA 98(23), 1299012995. Engineering a nicking endonuclease N.AlwI by domain swapping.

84. Maroun, R.G., Gayet, S., Benleulmi, M.S., Porumb, H., Zargarian, L., Merad, H., Leh, H., Mouscadet, J.F., Troalen, F., Fermandjian, S. (2001) Biochemistry 40(46), 1384013848. Peptide inhibitors of HIV-1 integrase dissociate the enzyme oligomers.

85. Wessel, P.M., Biou, V., Douce, R., Dumas, R. (1998) Biochemistry 37(37), 1275312760. A loop deletion in the plant acetohydroxy acid isomeroreductase homodimer generates an active monomer with reduced stability and altered magnesium affinity.

86. Rellos, P., Sygusch, J., Cox, T.M. (2000) J. Biol. Chem. 275(2), 1145-1151. Expression, purification, and characterization of natural mutants of human aldolase B. Role of quaternary structure in catalysis.

87. Mesnildrey, S., Agou, F., Karlsson, A., Bonne, d.d., Veron, M. (1998) J. Biol. Chem. 273(8), 4436-4442. Coupling between catalysis and oligomeric structure in nucleoside diphosphate kinase.

88. Kurosawa, N., Fukuda, K., Itoh, Y.H., Horiuchi, T. (2000) Curr. Microbiol. 40(1), 5760. Partial purification and characterization of thermostable acid phosphatase from thermoacidophilic archaeon Sulfolobus acidocaldarius.

89. Kumagai, I., Watanabe, K., Oshima, T. (1982) J. Biol. Chem. 257(13), 7388-7395. A thermostable tRNA (guanosine-2')-methyltransferase from Thermus thermophilus HB27 and the effect of ribose methylation on the conformational stability of tRNA.

90. Park, H.J., Reiser, C.O., Kondruweit, S., Erdmann, H., Schmid, R.D., Sprinzl, M. (1992) Eur. J. Biochem. 205(3), 881-885. Purification and characterization of a NADH oxidase from the thermophile Thermus thermophilus HB8.

91. Masullo, M., Raimo, G., Dello Russo, A., Bocchini, V., Bannister, J.V. (1996) Biotechnol. Appl. Biochem. 23(Pt 1), 47-54. Purification and characterization of NADH oxidase from the archaea Sulfolobus acidocaldarius and Sulfolobus solfataricus.

92. Manco, G., Di Gennaro, S., De Rosa, M„ Rossi, M. (1994) Eur. J. Biochem. 221(3), 965-972. Purification and characterization of a thermostable carboxylesterase from the thermoacidophilic eubacterium Bacillus acidocaldarius.

93. Fernandez-Espla, M.D., Rul, F. (1999) Eur. J. Biochem. 263(2), 502-510. PepS from Streptococcus thermophilus. A new member of the aminopeptidase T family of thermophilic bacteria.

94. Dion, M„ Fourage, L., Hallet, J.N., Colas, B. (1999) Glycoconj. J. 16(1), 27-37. Cloning and expression of a beta-glycosidase gene from Thermus thermophilus. Sequence and biochemical characterization of the encoded enzyme.

95. Liebl, W., Feil, R., Gabelsberger, J., Kellermann, J., Schleifer, K.H. (1992) Eur. J. Biochem. 207(1), 81-88. Purification and characterization of a novel thermostable 4-alpha-glucanotransferase of Thermotoga maritima cloned in Escherichia coli.

96. Elie, C., Salhi, S., Rossignol, J.M., Forterre, P., De Recondo, A.M. (1988) Biochim. Biophys. Acta. 951(2-3), 261-267. A DNA polymerase from a thermoacidophilic archaebacterium: evolutionary and technological interests.

97. Borges, K.M., Bergerat, A., Bogert, A.M., DiRuggiero, J., Forterre, P., Robb, F.T. (1997) J. Bacteriol. 179(5), 1721-1726. Characterization of the reverse gyrase from the hyperthermophilic archaeon Pyrococcus furiosus.

98. Shintani, Т., Uchiumi, Т., Yonezawa, Т., Salminen, A., Baykov, A.A., Lahti, R., Hachimori, A. (1998) FEBS Lett. 439, 263-266. Cloning and expression of a unique inorganic pyrophosphatase from Bacillus subtilis: evidence for a new family of enzymes.

99. Cohen, S.A., Sterner, R., Keim, P.S., Heinrikson, R.L. (1978) . J. Biol. Chem., 253, 889897. Covalent structural analysis of yeast inorganic pyrophosphatase

100. Kunitz, M. (1952) J. Gen. Physiol., 35, 423-449. Crystalline inorganic pyrophosphatase isolated from baker's yeast.

101. Yolk, S.E., Baykov, A.A., Duzhenko, V.S., Avaeva, S.M. (1982) Eur. J. Biochem. 125, 215-220. Kinetic studies of the interection of two forms of inorganic pyrophosphatase of heart mitochondria with physiological ligands.

102. Baykov, A.A. & Avaeva, S.M. (1981) Anal. Biochem., 116, 1-4. A simple and sensitive apparatus for continuous monitoring of orthophosphate in the presence of acid-labile compounds.

103. Черняк, В.Я. Физико-химические методы молекулярной биологии. М., Издательство Московского Университета, 1978, стр. 65-95.

104. Dawson, R.M.C., Elliott, D.C., Elliott, W.H., and Jones, K.M. (1986) Data for Biochemical Research. Clarendon Press, Oxford.

105. Плаксина, E.A., Сергиенко, O.B., Склянкина, В.А., Аваева С.М. (1981) Биоорган, химия, 7(3), 357-364. Получение иммобилизованного димера и мономера неорганической пирофосфатазы и доказательство каталитической активности субъединицы.

106. Heikinheimo, P., Lehtonen, J., Baykov, A., Lahti, R., Cooperman, В., and Goldman, A. (1996) Structure 4, 1491-1508. The structural basis for pyrophosphatase catalysis.

107. Harutyunyan, E.H., Kuranova, I.P., Vainshtein, B.K., НцЬпе, W.E., Lamzin, V.S., Dauter, Z., Teplyakov, A.V., Wilson, K.S. (1996) Eur. J. Biochem. 239, 220-228. X-ray structure of yeast inorganic pyrophosphatase complexed with manganese and phosphate.

108. Sivula, Т., Salminen, A., Parfenyev, A.N., Pohjanjoki, P., Goldman, A., Cooperman, B.S., Baykov, A.A., Lahti, R. (1999) Evolutionary aspects of inorganic pyrophosphatase. FEBS Lett. 454, 75-80.

109. Xu, D., Tsai, C.-J., Nussinov, R, (1997) Protein Eng. 10(9), 999-1012. Hydrogen bonds and salt bridges across protein-protein interfaces.

110. Guex, N., Peitsch, M.C. (1997) Electrophoresis 18, 2714-2723. SWISS-MODEL and the Swiss-PdbViewer: An environment for comparative protein modeling.

111. Overington, J., Donnelly, D., Johnson, M.S., Sali, A., Blundell, T.J. (1992) Prot. Sci. 1, 216-226. Environment-specific amino acid substitution tables: tertiary templates and prediction of protein folds.

112. Smirnova, I.N., Baykov, A.A., Avaeva, S.M. (1986) FEBS Lett. 206, 121-124. Studies on inorganic pyrophosphatase using imidodiphosphate as a substrate.

113. Smirnova, I.N., Kudryavtseva, N.A., Komissarenko, S.V., Tarusova, N.B., Baykov, A.A. (1988) Arch. Biochem. Biophys. 267(1), 280-284. Diphosphonates are potent inhibitors of mammalian inorganic pyrophosphatase.

114. Freire, E. (2000) Proc. Natl. Acad. Sci. USA 97(22), 11680-11682. Can allosteric regulation be predicted from structure?

115. Pan, H., Lee, J.C., Hilser, V.J. (2000) Proc. Natl. Acad. Sci. USA 97(22), 12020-12025. Binding sites in Escherichia coli dihydrofolate reductase communicate by modulating the conformational ensemble.

116. Nakamura, Т., Iwakura, M. (1999) J. Biol. Chem. 274(27), 19041-19047. Circular permutation analysis as a method for distinction of functional elements in the M20 loop of Escherichia coli dihydrofolate reductase.

117. Kasho, V.N., Bakuleva, N.P., Baikov, A.A., Avaeva, S.M. (1982) Biokhimiia 47(6), 993-998. Isolation and catalytic properties of the soluble monomeric form of inorganic pyrophosphatase from baker's yeast.

118. Bakuleva, N.P., Baykov, A.A., Kasho, V.N., Nazarova, T.I., Avaeva, S.M. (1983) Int. J. Biochem. 15(6), 849-854. The flip-flop mechanism of the phosphorylation of yeast inorganic pyrophosphatase.

119. Аваева, C.M., Байков, A.A., Кашо, B.H., Пантелеева, Н.С., Скворцевич, Е.Г. (1983) Биоорган, химия 9(7), 906-913. Изучение реакций обмена |80, катализируемых димерной и мономерной формами неорганической пирофосфатазы.

120. Сергиенко, О.В., Солопанова, Е.Ю., Склянкина, В.А., Аваева С.М. (1982) Вестник МГУ, сер. 2, химия, 23(1), 55-58. Нужна ли четвертичная структура неорганической пирофосфатазы пекарских дрожжей для формирования специфических некаталитических центров.

121. Tono, Н., Kornberg, А. (1967) J. Biol. Chem. 242,2375-2382. Biochemical studies of bacterial sporulation. 3. Inorganic pyrophosphatase of vegetative cells and spores of Bacillus subtilis.

122. Kuhn, N.J., Ward, S. (1998) Arch. Biochem. Biophys. 354, 47-56. Purification, properties and multipleforms of a manganese-activated inorganic pyrophosphatase from Bacillus subtilis.

123. Shimizu, T., Imai, M., Araki, S., Kishida, K., Terasawa, Y., Hachimori, A. (1997) Int. J. Biochem. Cell Biol. 29(2), 303-310. Some properties of inorganic pyrophosphatase from Bacillus subtilis.

124. Moe, O.A., and Butler, L.G. (1972) J. Biol. Chem. 247, 7315-7319. Yeast inorganic pyrophosphatase. 3. Kinetics of Ca2+ inhibition.

125. Ahn, S., Milner, A.J., Fitterer, K., Konopka, M., Ilias, M., Young, T.W., White, S.A. (2001) J. Mol. Biol. 313, 797-811. The "open" and "closed" structures of the type-C inorganic pyrophosphatase from Bacillus subtilis and Streptoccocus gordonii.

126. Merckel, M.C., Fabrichniy, I.P., Salminen, A., Kalkkinen, N., Baykov, A.A.,. Lahti, R., Goldman, A. (2001) Structure 9, 289-297. Crystall structure of Streptoccocus mutans pyrophosphatase: a new fold for an old mechanism.

127. Kuhn, N.J., Wadeson, A., Ward, S., Young, T.W. (2000) Arch. Biochem. Biophys. 379, 292-298. Methanococcus jannaschii ORF mj0608 codes for a class C inorganic pyrophosphatase protected by Co2+ or Mn2+ ions against fluoride inhibition.

128. Thompson, J.D., Gibson, T.J., Plewniak, F., Jeanmougin, F. and Higgins, D.G. (1997) Nucleic Acids Research, 24:4876-4882. The ClustalX windows interface: flexible strategies for multiple sequence alignment aided by quality analysis tools.

129. Shizawa, N., Uchiumi, T., Taguchi, J., Kiseleva, N.A., Baykov, A.A., Lahti, R., Hachimori, A. (2001) Eur. J. Biochem. 268, 5771-5775. Directed mutagenesis studies of the C-terminal fingerprint region of Bacillus subtilis pyrophosphatase.

130. Charney, J., Fisher, W.P., and Hegarty, C.P. (1951) J. Bacteriol. 62, 145-148

131. Martin, M.E., Byers, B.R., Olson, M.O. J., Salin, M.L., Arceneaux, J.E.L., Tolbert, C. (1986) J. Biol. Chem. 261, 9361-9367. A Streptococcus mutans superoxide dismutase that is active with either manganese or iron as a cofactor.

132. Kornberg, A. (1962) In: Horizons in Biochemistry (Eds. Kasha, M., Pullman, B.) Academic Press, New York, 251-264

133. Chen, J., Brevet, A., Fromant, M., Leveque, F., Schmitter, J.M., Blanquet, S., Plateau, P. (1990) J. Bacteriol. 172, 5686-5689. Pyrophosphatase is essential for growth of Escherichia coli.

134. Lundin, M., Baltscheffsky, H., Ronne, H. (1991) J. Biol. Chem. 266, 12168-12172. Yeast PPA2 gene encodes a mitochondrial inorganic pyrophosphatase that is essential for mitochondrial function.