Взаимодействие бактериальных эндотоксинов с хитозаном тема автореферата и диссертации по химии, 02.00.10 ВАК РФ

1. Введение.

2. Литературный обзор.

2.1 Физико-химические и биологические свойства ЛПС.

2.1.1. Строение ЛПС.

2.1.2. Физико-химические свойства ЛПС.

2.1.3. Биологическая активность эндотоксинов.

2.2 Взаимодействие ЛПС с соединениями катионной природы.

2.2.1. Взаимодействие с клеточными рецепторами и белком, связывающим

2.2.2. Взаимодействие с белком, увеличивающим бактерицидную проницаемость.

2.2.3 Взаимодействие с белками млекопитающих, снижающими токсические свойства ЛПС.

2.2.4 Взаимодействие с лизоцимом.

2.2.5. Взаимодействие с гемоглобином.

2.2.6. Взаимодействие с альбумином.

2.2.7. Взаимодействие с липопротеинами.

2.2.8. Взаимодействие с белками насекомых.

2.2.9. Взаимодействие с антибиотиками.

2.2.10. Некоторые аспекты детоксикации ЛПС.

2.3 Физико-химические и некоторые биологические свойства хитозана.

2.3.1. Молекулярная структура хитозана.

2.3.2. Физико-химические свойства хитозана.

2.3.3. Некоторые биологические свойства хитозана и области его применения.

3. Обсуждение результатов.

3.1 Общая характеристика компонентов комплекса.

3.1.1. Характеристика эндотоксинов.

3.1.2. Характеристика хитозанов.

3.2 Особенности процесса взаимодействия эндотоксинов с поликатионами.

3.2.1. Изучение взаимодействия ЛПС с хитозаном методом гель-фильтрации. Доказательства существования комплекса.

3.2.2. Влияние температуры и времени инкубации на процесс формирования комплексов эндотоксин-хитозан. Оптимальные условия комплексообразования.

3.3. Влияние структуры эндотоксина и молекулярной массы хитозана на процесс формирования комплекса.

3.3.1 Влияние структуры эндотоксина.

3.3.2. Влияние молекулярной массы хитозана на процесс образования комплексов.

3.4. Природа сил, участвующих в процессе формирования комплекса.

3.4.1. Влияние ионной силы на процесс формирования и стабильность образовавшихся комплексов.

3.4.2. Влияние мочевины на процесс формирования комплекса.

3.5. Определение количественных характеристик взаимодействия ЛПС с хитозаном.

3.6. Математической моделирование взаимодействия ЛПС с хитозаном.

3.7. Модификация биологической активности ЛПС, в результате образования его комплекса с хитозаном.

3.7.1. Острая токсичность.

3.8.2. Иммунобиологические свойства.

4. Экспериментальная часть.

5. Выводы

Эндотоксины - липополисахариды (ЛПС) и липополисахарид-белковые комплексы (ЛПБК) - являются основными компонентами наружной мембраны грамотрицательных бактерий и играют важную роль во взаимоотношениях макро- и микроорганизма. Хотя изучение эндотоксинов было начато в 30-х годах нашего столетия, последние десятилетия характеризуются новым всплеском интереса к ним, о чем свидетельствуют проходящие каждые два года, начиная с 1988, съезды эндотоксикологов. Этот интерес не случаен, поскольку эндотоксины являются важным фактором патогенности грамотрицательных бактерий.

В основе многих биологических свойств эндотоксинов лежит их способность взаимодействовать с различными макромолекулами макроорганизма. Так при попадании в организм ЛПС взаимодействует с растворимыми белками сыворотки, сывороточными липопротеинами и различными полипептидами. Кроме того, в работах последних лет получены убедительные доказательства того, что взаимодействие эндотоксинов с клетками макроорганизма осуществляется через белковые рецепторы ЛПС, расположенные на поверхности этих клеток. С другой стороны, эндотоксины, при попадании в организм в составе бактериальной клетки, становятся мишенью для антибактериальных веществ поликатионной природы, включающих как бактерицидные белки организма хозяина, так и антибиотики, применяемые для лечения инфекции.

Однако до сих пор биохимические и биофизические факторы, лежащие в основе такого рода взаимодействий, остаются невыясненными. Основные трудности, с которыми сталкиваются исследователи при решении этих вопросов, обусловлены самой природой эндотоксинов - их гетерогенностью и способностью образовывать в водных растворах полидисперсные высокомолекулярные агрегаты, надмолекулярная организация которых зависит от строения ЛПС, в частности от длины О-специфической цепи.

Взаимодействие эндотоксинов с поликатионами рассматривается в основном на примере комплексов ЛПС с лизоцимом и катионным антибиотиком -полимиксином. Наш подход предусматривает использование в качестве поликатиона природного полиэлектролита хитозана. Применение эндотоксинов различной структуры с одной стороны, и ряда образцов хитозанов с другой, может прояснить динамику взаимодействия эндотоксинов с растворимыми белками организма и понять основы биологического действия ЛПС. 5

Актуальность выбранной темы обусловлена еще и тем, что эндотоксины обладают широким спектром биологических свойств, среди которых интересны иммунобиологические. Однако их использование в медицинской практике невозможно в связи с ярко выраженными токсическими свойствами ЛПС. Проблема может быть решена путем детоксикации эндотоксинов. Наиболее перспективным в этом направлении представляется получение комплексов эндотоксинов с другими соединениями.

Результаты, полученные при исследовании комплексов ЛПС и ЛПБК с хитозаном и его производными, могут существенно дополнить данные по изучению взаимодействия эндотоксинов с катионными белками и расширить основу для выяснения молекулярных механизмов биологической активности эндотоксинов. Кроме того, возможная модификация биологической активности эндотоксинов, в частности снижение его токсичности в результате формирования комплекса с хитозаном, представляется перспективным в области применения поликатиона и его комплексов с эндотоксином в практической медицине и биотехнологии.

В работе были использованы слудующие сокращения : ЛПС - липополисахарид; ЛПБК - липополисахарид-белковый комплекс; КДО - 2-кето-3-дезокси-0-октулозоновая кислота; Х-ВМ - хитозан высокой молекулярной массы; Х-НМ -хитозан низкой молекулярной массы; ЭБ - эритроциты барана; ГЗТ-гиперчувствительность замедленного типа; АОК - антителообразующие клетки; БСЛ - белок, связывающий ЛПС; БУБП - белок увеличивающий бактерицидную проницаемость; ОМБ - основной белок миелина; БСА - бычий сывороточный альбумин; ФНО - фактор некроза опухоли. 6

2. ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР.

5. ВЫВОДЫ

1. Выявлено различие в гидродинамических характеристиках двух образцов хитозанов с молекулярной массой 130кДа (Х-ВМ) и ЗОкДа (Х-НМ). Показано, что X-НМ в водных растворах представляет гибкие линейные макромолекулы, конформация которых чувствительна к действию температуры. Х-ВМ образует более жесткие асимметричные структуры, которые не претерпевают заметных конформационных изменений при повышении температуры. Установлено, что Х-ВМ имеет более высокую константу связывания с анионным красителем тропеолином 000-II, чем Х-НМ, что обусловлено различной конформацией их макромолекул в растворе.

2. Установлено, что бактериальные эндотоксины образуют комплексы с хитозаном. Определены константы их связывания. Установлено, что взаимодействие эндотоксинов с хитозаном представляет собой сложный процесс, который является время и температурозависимым. Для образования стабильного комплекса между эндотоксином и поликатионом необходима предварительная дезагрегация ЛПС.

3. Показано, что механизм взаимодействия эндотоксинов с хитозаном зависит как от макромолекулярной организации ЛПС, так и от степени полимеризации поликатиона.

4. Изучено влияние ионной силы на стабильность образующихся комплексов и выявлено, что наряду с электростатическим взаимодействием в образовании комплексов принимают участие водородные связи.

5. Показано, что образование комплекса эндотоксина с хитозаном приводит к модификации иммунобиологических свойств ЛПС.

6. Установлено, что токсичность различных ЛПС существенно снижается при образовании комплексов с хитозанами.

1. Proctor В.A. Handbook of endotoxin. V. 1. Chemistry of endotoxin. Editor: Rietschel E.Th. Elsevier. Amsterdam New-York - Oxford. 1985. P. 20-98. Morrison D.C., and Ryan J.L. Endotoxin and disease mechanisms. // Ann. Rev. Med. 1987. V. 38. P. 417-432.

2. Raetz C.R.H. Biochemistry of endotoxin. // Ann. Rev. Biochem. 1990. V. 59. P. 129-170.

3. Friedman H., Klein Т., Specter S., Newton C. and Nowotny A. Immunoadjunticity of endotoxins and nontoxic derivatives for normal and leukaemic immunocytes. // Adv. Exp. Med. Biol. 1990. V. 256 (endotoxin). P. 525-535.

4. Томшич С.В., Горшкова Р.П., Оводов Ю.С. Структурное исследование кора

5. ЛПС Yersinia pseudotuberculosis. //ХПС. 1985. N 6. С. 751-755.

6. Tomshich S.V., Gorshkova R.P., Elkin Y.N., and Ovodov Yu.S.1.popolysaccharide from Yersinia pseudotuberculosis type IB. A structural study of

7. O-specific chains. // Eur. J. Biochem. 1976. V. 65. N 1. P. 193-199.

8. Книрель А.Ю. Липополисахариды грамотрицательных бактерий. // Прогрессхимии углеводов. Под. ред. Торгова И.В. М.: Наука. 1985. С. 54-76.

9. Shands J.W. The physical structure of bacterial lipopolysaccharides. In: Weinbaum

10. G., Kadis S., Ajl S.J. (eds.). Microbial toxins. Academic press. New-York. 1971. V.4. P. 127-144.

11. Olins A.L., Warner R.C. Physicochemical studies on a lipopolysaccharide from the cell wall. //J. Biol. Chem. 1967. V. 242. N 21. P. 4994-5001.

12. Rogers D. Release of LPPC from Escherichia coli by warm treatment. // Biochem. Biophys. Acta. 1971. V. 230. N 1. P. 72-81.

13. Ермак И.М., Соловьева Т.Ф., Судник Ю.С., Оводов Ю.С. Седиментационные свойства липополисахарид-белкового комплекса из Yersinia pseudotuberculosis. //Биофизика. 1984. Т. 29. Вып. 6. С. 945-948.

14. Aurell C.A., and Wistrom A.O. Critical aggregation concentrations of gramnegative bacterial lipopolysaccharides (LPS). // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1998. Y. 253. N l.P. 119-123.

15. Shands J.M., Graham J.A., and Nath K. The morphologic structure of isolated bacterial lipopolysaccharide. // J. Mol. Biol. 1967. V. 25. N 1. P. 15-21.

16. Snyder S., Kim. D., Mcintosh T.J. Lipolysaccharide bilayer structure: Effect of chemotype, core mutation, divalent cations, and temperature. // Biochem. 1999. V. 38. N. 33. P. 10758-10767.

17. Brandenburg K., Mayer H., Koch M.H.J., Weckesser J., Rietschel E.T., and Seydel U. Influence of the supramolecular structure of free lipid A on its biological activity. // Eur J. Biochem. 1993. V. 218. N 2. P. 555-563.

18. Israelachvili J.N., Marcelja S., and Horn R.G. Physical principles of membrane organisation. //Quart. Rev. Biophys. 1980. V. 13. N 2. P. 121-200.

19. Соловьева Т.Ф., Оводов Ю.С. Физические свойства липополисахаридов грамотрицательных бактерий. // Биологические мембраны. 1992. Т. 9. Вып. 3. С. 245-258.

20. Hannecart-Pokorni Е., Dekegel D., Depuydt F., and Dirkx J. Study of the structureof Shigella flexneri O-antigen. II. Physico-chemical aspect. // Biochim. Biophys. Acta. 1970. V. 201. N 2. P. 155-156.

21. KLastowsky M., Sabisch A., Gutberlet Т., and Bradaczek H. Molecular modelling of bacterial deep rough mutant lipopolysaccharide of Escherichia coli. // Eur. J. Biochem. 1991. У. 197. N 3. P. 707-716.

22. Соловьева Т.Ф., Оводов Ю.С. Биологические свойства эндотоксинов грамотрицательных бактерий. // Успехи современной биологии. 1980. Т. 90. Вып. 1. N 4. С. 62-79.

23. Bone R.C. The pathogenesis of sepsis. // Ann. Intern. Med. 1991. V. 115. N 6. P. 457-469.

24. Manna S.K., Aggarwal B.B. Lipopolysaccharide inhibits TNF-induced apoptosis: Role of nuclear factor-kappa В activation and reactive oxygen intermediates. // J. Immunol. 1999. V. 162. N. 3. P. 1510-1518.

25. Physicochemical properties of the lipopolysaccharide unit that activates B lymphocytes. //J. Biol. Chem. 1990. V. 265. N. 23. P. 14023-14029.

26. Beer H., Staehelin T., Douglas H., and Braude A.I. Relationship between particle size and biologic activity of Escherichia coli endotoxin. // J. Clin. Invest. 1965. V. 44. N 6. P. 592-602.

27. Galanos C., Rietschel E.T., Luderitz O., and Westphal O. Biologic activities of lipid A complexed with bovine serum albumin. // Eur. J. Biochem. 1972. V. 31. N 1. P. 230-233.

28. Morrison D.C., Yerroust P., and Weigle W.O. Anticomplementary activity of lipid A isolated from lipopolysaccharides. // Proc. Soc. Exp. Biol. Med. 1973. V. 143. N 4. P. 1025-1030.

29. Hejna J., and Cameron J.A. Effect on particle size of solubilization of wild-type and Re chemotype lipopolysaccharides solubilized with bovine serum albumin and triethylamine. // Infect. Immun. 1978. V. 19. N. 1. P. 187-193.

30. Kirkland T.N., Finley F., Leturcq D., Moriarty A., Lee J.-D., Ulevitch R.J., and Tobias P.S. Analysis of lipopolysaccharide binding by CD 14. // J. Biol. Chem. 1993. V. 268. N33. P. 24818-24823.

31. Tobias P.S., Soldau K., Gegner J.A., Mintz D„ and Ulevitch R.J. Lipopolysaccharide binding protein-mediated complexation of lipopolysaccharide with soluble CD 14. //J. Biol. Chem. 1995. V. 270. N 18. P. 10482-10488.

32. Morrison D.C., and Rudbach J.A. Endotoxin-cell-membrane interactions leading to transmembrane signalling. // Contemp. Top. Mol. Immunol. 1981. V. 8. P. 187218.

33. Vergani G., Portoles M.T., and Pagani R. Escherichia coli lipopolysaccharide effects on proliferating rat liver cells in culture: a morphological and functional study. //Tissue and Cell. 1999. V. 31. N 1. P. 1-7.

34. Dijkstra J., Mellors J.W., Ryan J.L. and Peterson J. Modulation of the biological activity of bacterial endotoxin by incorporation into liposomes. // J. Immunol. 1987. V. 138. N 5. P. 2663-2670.

35. Dijkstra J., Mellors J.W., and Ryan J.L. Altered in vivo activity of liposome-incorporated lipopolysacchride and lipid A. // Infect. Immun. 1989. V. 57. N 11. P. 3357-3363.

36. Carr C., and Morrison D.C. A two step mechanism for the interaction of Re-lipopolysaccharide with erythrocyte membranes. // Rev. Infect. Dis. 1984. V. 6. N 4. P. 497-500.

37. Seydel U., Brandenburg K., and Rietschel E.T. A case for an endotoxic conformation. // Prog. Clin. Biol. Res. 1994. V. 388. P. 17-30.

38. Schrom A.B., Brandenburg K., Blunck R., Fukase K., Kusumoto S., Rietschel E.T., and Seydel U. A biophysical approach towards an understanding of endotoxin-induced signal transduction. // J. Endotox. Res. 1999. V. 5. N 1-2. P. 4145.

39. Wiese A., Brandenburg K., Ulmer A.J., Seydel U., Muller-Loennies S. The dual role of lipopolysaccharide as effector and target molecule. // Biol. Chem. 1999. V. 380. N 7-8. P. 767-784.

40. Joiner K.A., Goldman R., Schmetz., Berger M., Hammer C.H., Frank M.M., and Leive L. A quantitative analysis of C3 binding to J-antigen capsule, polysaccharide and outer membrane protein of E. coli 0111B4. // J. Immunol. 1984. V. 132. N 1. P. 369-375.

41. Wright S.D., Detmers P.A., Aida Y., Adamowski R., Anderson D.C., Chad Z., Kabbash L.G., and Pabst M.J. CD 18-deficient cells respond to lipopolysaccharide in vitro. // J. Immunol. 1990. V. 144. N 7. P. 2566-2571.

42. Tobias P.S., Soldau K., and Ulevitch R.J. Isolation of a lipopolysaccharide-binding acute phase reactant from rabbit serum. // J. Exp. Med. 1986. V. 164. N. 3. P. 777793.

43. Wurfel M.M., Kunitake S.T., Lichenstein H.S., Kane J.P. and Wright S.D. Lipopolysaccharide (LPS)-binding protein is carried on lipoproteins and acts as cofactor in the neutralisation of LPS. // J. Exp Med. 1994. Y. 180. N 3. P. 10251035.

44. Ohno N., and Morrison D.C. Lipopolysaccharide interaction with lysozyme. // J. Biol. Chem. 1989. Y. 264. N. 8. P. 4434-4441.

45. Ohno N., Morrison D.C. Effect of lipopolysaccharide chemotype structure on binding and inactivation of hen egg lysozyme. // Eur. J. Biochem. 1989. V. 186. N 3. P. 621-627.

46. Ohno N., Tanida N., and Yadomae T. Characterisation of complex formation between lipopolysaccharide and lysozyme. // Carbohydr. Res. 1991. V. 214. N. 1. P. 115-130.

47. Tanida N., Ohno N., Adachi Y., Matsuura M., Nakano M., Kisa M., Hasegawa A., and Yadomae T. Binding of lysozyme with synthetic monosaccharide lipid A analogue, GLA60. // Biol. Pharm. Bull. 1993. V. 16. N 3. P. 288-292.

48. David S.A., Bechtel B., Annaiah C., Mathan V.I., and Balaram P. Interaction of cationic amphiphilic drugs with lipid A: implications for development of endotoxin antagonists. // Biochim. Biophys. Acta. 1994. V. 1212. N 2. P. 167-175.

49. Wright S.D. CD 14 and innate recognition of bacteria. // J. Immunol. 1995. V. 155. N 1. P. 6-8.116

50. Ulevitch R.J., and Tobias P.S. Receptor-dependent mechanisms of cell stimulation by bacterial endotoxin. //Annu. Rev. Immunol. 1995. V. 13. P. 437-457.

51. Schumann R.R., Leong S.R., Flaggs G.W., Gray P.W., Wright S.D., Mathison J.C., Tobias P.S., and Ulevitch R.J. Structure and function of lipolysaccharide binding protein. // Science. 1990. V. 249. N 4975. P. 1429-1431.

52. Fray E.A., Miller D.S., Jahr T.G., Sundun A., Bazil V., Espevik T., Finlay B.B., and Wright S.D. Soluble CD 14 participates in the response of cells to lipopolysaccharide. //J. Exp. Med. 1992. V. 176. N 6. P. 1665-1671.

53. Mathison J.C., Tobias P.S., Wolfson E., and Ulevitch R.J. Plasma lipopolysaccharide (LPS)-binding protein. A key component in macrophage recognition of gram-negative LPS. //J. Immunol. 1992. Y. 149. N 1. P. 200-206.

54. Yu B., and Wright S.D. Catalytic properties of lipolysaccharide (LPS) binding protein. Transfer of LPS to soluble CD 14. J. Biol. Chem. 1996. V. 271. N 8. P. 4100-4105.

55. Hailman E., Lichenstein H.S., Würfel M.M., Miller D.S., Johnson D.A., Kelley M., Busse L.A., Zukowski M.M. and Wright S.D. Lipopolysaccharide (LPS)-binding protein accelerates the binding of LPS to CD14. // J. Exp Med. 1994. V. 179. N 1. P. 269-277.

56. Gegner J.A., Ulevitch R.J., and Tobias P.S. Lipopolysaccharide (LPS) signal transduction and clearance. // J. Biol. Chem. 1995. V. 270. N 10. P. 5320-5325.

57. Weingarten R., Sklar L.A., Mathison J.C., Omidi S., Simon S., Ulevitch R.J., and Tobias P.S. Interaction of lipopolysaccharide with neutrophils in blood via CD 14. // J. Leukocyte Biol. 1993. V. 53. N 5. P. 518-524.

58. Wright S.D., Tobias P.S., Ulevitch R.J., and Ramos R.A. Lipopolysaccharide (LPS) binding protein opsonizes LPS-bearing particles for recognition by a novel receptor on macrophages. Hi. Exp. Med. 1989. V. 170. N 4. P. 1231-1241.

59. Würfel M.M., Hailman E., and Wright S.D. Soluble CD14 acts as a shuttle in the neutralisation of lipopolysaccharide (LPS) by LPS-binding protein and reconstituted high density lipoprotein. // J. Exp Med. 1995. V. 181. N 6. P. 17431754.

60. Wright S.D., Ramos R.A., Tobias P.S., Ulevitch R.J., and Mathison J.C. CD 14, a receptor for complexes of lipopolysaccharide (LPS) and LPS-binding protein. // Science 1990. V. 249. N 4975. P. 1431-1433.

61. Wright S.D., and Jong M.T.C. Adhesion-promoting receptors on human macrophages recognise Escherichia coli by binding lipopolysaccharide. // J. Exp. Med. 1986. V. 164. N 6. P. 1876-1888.

62. Weiss J., and Olsson I. Cellular and subcellular localisation of the bactericidal/permeability-increasing protein of neutrophil. // Blood. 1987. V. 69. N 2. P. 652-659.

63. Munford R.S., and Hall S.L. Detoxification of bacterial lipopolysaccharides (endotoxins) by a human neutrophil enzyme. // Science. 1986. V. 234. N 4773. P. 203-205.

64. Takada K., Ohno N., and Yadamae T. Binding of lysozyme to lipopolysaccharide suppresses tumour necrosis factor production in vivo. II Infect. Immun. 1994. V. 62. N4. P. 1171-1175.

65. Brandenburg K., Seydel U. Physical aspects of structure and function of membranes made from lipopolysaccharides and free lipid A. // Biochim. Biophys. Acta. 1984. V. 775. N 2. P. 225-238.

66. Kaca W., Roth R.I., and Levin J. Hemoglobin: a newly recognised lipopolysaccharide (LPS) binding protein which enhances LPS biological activity. // J. Biol. Chem. 1994. V. 269. N 40. P. 25078-25084.

67. Roth R.I., Levin J., Chapman K.W., Schmeizel M., and Rickles F.R. Production of modified cross-linked cell-free hemoglobin for use: the role of quantitative determination of endotoxin contamination. // Transfusion. 1993. V. 33. N 11. P. 919-924.

68. Roth R.I. Hemoglobin enhances the binding of bacterial endotoxin to human119endothelial cells. // Thromb. Haemost. 1996. V. 76. N 2. P. 258-262.

69. Kaca W., Roth R.I., Yandergriff K.D., Chen G.C., Kuypers F.A., Winslow R.M., and Levin J. Effects of bacterial endotoxin on human cross-linked and native hemoglobins. // Biochem. 1995. Y. 34. N 35. P. 11176-11185.

70. Roth R.I., Wong J.S., Hamilton R.L. Ultrastructural changes in bacterial lipopolysaccharide induced by human hemoglobin. // J. Endotoxin Res. 1996. V. 3. N4. P. 361-366.

71. Akhrem A.A., Andreyuk G.M., Kisel M.A., and Kiselev P.A. Hemoglobin conversion to hemichrome under the influence of fatty acids. // Biochim. Biophys. Acta. 1989. V. 992. N 2. P. 191-194.

72. David S.A., Balaram P., Mathan V.I. Characterisation of the interaction of lipid A and lipolysaccharide with human serum albumin: implications for an endotoxin carrier function for albumin. // J. Endotox. Res. 1995. V. 2. N 2. P. 99-106.

73. Munford R.S., Hall C.L., and Dietschy J.M. Binding of Salmonella typhimurium lipopolysaccharides to rat high-density lipoproteins. // Infect. Immun. 1981. V. 34. N 3. P. 835-843.

74. Van Lenten В.J., Fogelman A.M., Haberland M.E., Edwards P.A. The role of lipoproteins and receptor-mediated endocytosis in the transport of bacterial lipopolysaccharide. // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1986. V. 83. N 3. C. 2704-2708.

75. Jomori Т., Kubo Т., and Natori S. Purification and characterisation of lipolysaccharide-binding protein from the hemolymph of American cockroach Periplaneta americana. // Eur. J. Biochem. 1990. V. 190. N 1. P. 201-206.

76. Zahringer U., Limdner B., and Rietschel E.T. Molecular structure of lipid A, endotoxic centre of bacterial lipolysaccharides. //Adv. Carbohydr. Chem. Biochem. 1994. V. 50. P. 211-276.

77. Drabick J.A., Bhattacharjee A.K., Williams W., Siber G., and Cross A.S. Covalent polymyxin B-starch and polymyxin B-immunoglobulin G conjugates as novel anti-endotoxin reagents. // Clin. Res. 1992. V. 40. N 2. P. 287.

78. Nicas T.I., and Hancock R.E.W. Outer membrane protein HI of Pseudomonas aeruginosa: involvement in adaptive, and mutational resistance to ethylenediaminetetraacetate, polymyxin B and gentamicin. // J. Bacteriol. 1980. V. 143. N 2. P. 872-878.

79. Koike M., Iida K., and Matsuo. Electron microscopic studies on mode of action of polymyxin. // J. Bacteriol. 1969. V. 97. N 1. P. 448-452.

80. Seltmann G., Linder B., Hoist O. Resistance of Serratia marcescens to polymyxin B: a comparative investigation of two S-form lipolysaccharides obtained from a sensitive and a resistant variant of strain. // J. Endotox. Res. 1996. V. 3. N 6. P. 497504.

81. Jacobs D.M., and Morrison D.C. Inhibition of mitogenic response tolipopolysaccharide (LPS) in mouse spleen cells by polymyxin B. // J. Immunol. 1977. V. 118. N 1. P. 21-27.

82. Maghami G.G., and Roberts G. A. F. // Evaluation of the viscometric constants for chitosan. //Macromol. Chem. 1988. V. 189. N 1. P. 195-200.

83. Гамзазаде А.И., Шлимак В.М., Склар A.M., Штыкова Э.В., Павлова С.-С.А.,123

84. Рогожин С.В. Исследование гидродинамических свойств растворов хитозанов. //Acta polymerica. 1985. V. 36. N 8. P. 420-424.

85. Brant D.A., and Goebel K.D. A general treatment of the configuration statistics of polysaccharides. // Macrom. 1975. V. 8. N 4. P. 522-530.

86. Wang W., Bo S., Li S., and Qin W. Determination of the Mark-Houwink equation for chitosans with different degrees of deacetylation. // Int. J. Biol. Macromol. 1991. V. 13. N2. P. 281-285.

87. Matsumoto Т., and Zenkoh H. Molecular association and rheological properties in chitosan-weak acid solutions. //J. Soc. Rheol. 1989 V. 17. N 1. P. 43-47.

88. Amiji M.M. Pyrene fluorescence stady of chitosan self-association in aquouse-solution. // Carbohyd. Polym. 1995. V. 26. N 3. P. 211-213.

89. Нудьга Л.А., Петрова B.A., Бочек A.M., Каллистов О.В., Петрова С.Ф., Петропавловский Г.А. Макромолкулярные и надмолекулярные превращения в растворах хитозана и аллилхитозана. // ВМС. Т. 39 (Б). N 7. С. 1232-1236.

90. Chen R.H., Chang J.R., and Shyur J.S. Effects of ultrasonic conditions and storage in acidic solutions on changes in molecular weight and polydispersity of treated chitosan.//Carbohydr. Res. 1997. V. 299. N 2. P. 287-294.

91. Landes D.R., and Bough W.A. Effect of chitosan a coagulating agent for food processing waste - in the diets of rats on growth and liver and blood compositions. // Bull. Environ. Contam. Toxicity. 1976. V. 15. N 5. P. 555-559.

92. Sugano M., Watanabe S., Kishi A., Izume M., and Ohtakara A. Hypocholrsterolemic action of chitosans with different viscosity in rats. // Lipids. 1988. V. 23. N 3. P. 187-191.

93. Randall J.M., Randall V.G., McDonald G.M., Young R.N., and Masri M.S. Removal of trace quantities of nickel from solution. // J. Appl. Polym. Sci. 1979. V. 23. N 3. P. 727-732.

94. Muzzarelli R.A.A. Advances in the chemical modification of chitin and perspectives of applications. //Carbohydr. Polym. 1982. V. 2. N 3. P. 288-289.

95. Hirano S., Tobetto K. and Noishiki Y. SEM ultrastructure studies of N-acyl- and N-benzylidene and chitosan membranes. //J. Biomed. Mater. Res. 1981. V. 15. N 6. P. 903-911.

96. Chen A.M., Hou C.L., Bao J.L., Zhou T.Y., and Dong Z.C. Antibiotic loaded chitosan bar an in vitro, in vivo study of a possible treatment for osteomyelitis. // Clin. Orthopaed. Relat. Res. 1999. N 366. P. 239-247.

97. Большаков И.Н., Насибов С.М. Связывание бактериального липополисахарида хитозаном при энторосорбции в эксперименте. // Материалы 5-й конференции "Новые перспективы в использовании хитина и хитозана". М., 1999. С. 120-122.

98. Гельфанд Б.Р., Филимонов М.И., Юсуфов О.Г., Подачин П.В., Насибов С.М., Кулаев Д.В. Энтеросорбция при синдроме кишечной недостаточности. // Анестезиология и реаниматология. 1997. N 3. С.34-36.

99. Насибов С.М, Большаков И.Н. Иммунокорригирующий эффект хитозана при разлитом остром перитоните в эксперименте. // Материалы 5-й конференции "Новые перспективы в использовании хитина и хитозана". М., 1999. С. 175178.

100. Кантор Ч., Шиммел П.// Биофизическая химия. М.: Мир. 1984. Т. 2. С. 222-308. Elias H.J. Ultrazentrifugen methoden, Beckman Instruments. Munchen, FPG, 1961. P. 100-105.

101. Маршелл Э. Биофизическая химия. //М.: Мир. 1981. Т. 1. С. 80-96.

102. Stinson R.A., Holbrook J.J. Equlibrium binding of nicotinamide nucleotides to lactate dehydrogenases. // Biochem. J. 1973. V. 131. N 3. P. 719-725.

103. Solov'eva, T.F., Yermak, I.M., Bondarenko, O.D., Frolova, G.M., and Ovodov Yu.S. Studies on a lipopolysaccharide-protein complex from Yersinia pseudotuberculosis. 1. Isolation and characterisation. // Microbios. 1979. V. 25. N. 101-102. P. 133-144.

104. Соловьева Т.Ф., Ермак И.М. Липополисахарид-белковый комплекс из бактерий псевдотуберкулеза. Строение и свойства. В кн. Успехи в изучении природных соединений. Под ред. Стоника В.А. Владивосток. Дальнаука. 1999. С. 168-177.

105. Набережных Г.А., Хоменко В.А., Красикова И.Н., Ким Н.Ю., Соловьева Т.Ф. Кооперативное взаимодействие между белком-порином и липополисахаридом. // Биоорган, химия. 1996. Т. 22. Вып. 9. С. 671-677 .

106. Lasfargues A., and Chaby R. Endotoxin-induced tumour necrosis factor (TNF): selective triggering of TNF and interleukin-1 production by distinct glucosamine-derived lipids. // Cell. Immun. 1988. V. 115. N 1. P. 165-178.

107. Оводов ю.С. Химия иммунитета: Курс лекций. Сыктывкар: Сыктывкарский университет. 1997. С. 138-149.

108. Aderem А.А., Cohen D.S., Wright S.D., Bacterial lipopolysaccharides prime macrophages for enhanced release of arachidonic acid metabolites. // J. Exp. Med. 1986. V. 164. N l.P. 165-179.

109. Кузнецова T.A. Иммуногенные и иммуномодулирующие свойства липополисахарида псевдотуберкулезного микроба. Диссертация на соиск. ученой степени кандидата мед. наук. Владивосток. 1987.

110. Inman J., and Dintzins H. Analitical determination of NH2-groups. // Biochem. 1969. V. 8. N 10. P. 4074-4082.

111. Burtseva T.I., Glebco L.I., and Ovodov Yu.S. A method for separative quantative determination of 2-keto-3-deoxyoktolonate and 3, 6-dideoxyhexose in mixture. // Anal. Biochem. 1975. V. 65. N 1. P. 1-4 .

112. Ovodov Yu.S., Gorshkova R.P., and Tomshich S.I. Chemical and immunochemical studies on Pasterella pseudotuberculosis lipopolysaccharides-1. Isolation and general characterization.//Immunochem. 1971. V. 8. N 11. P. 1071-1079.

113. Galanos C., Luderitz O., and Westphal O. A new method for the extraction of R-lipopolysaccharides. // Eur. J. Biochem. 1969. V. 9. N 1. P. 245-249.