Взаимодействие ДНК-полимераз с dNTP и их фотореакционноспособными аналогами тема автореферата и диссертации по химии, 02.00.10 ВАК РФ

ПРИНЯТЫЕ СОКРАЩЕНИЯ.

ВВЕДЕНИЕ.

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1. Типы реагентов

1.1.1. Реагенты с реакдионноспособной группой в трифосфатной части молекулы

1.1.2. Реагенты с реакдионноспособной группой в рибозном кольце

1.1.3. Реагенты с реакционноспособной группой в азотистом основании

1.1.4. Природные субстраты как аффинные реагенты

1.2. Аффинная модификация ОТ ВИЧ

1.3. Аффинная модификация фрагмента Кленова

1.4. Аффинная модификация других ДНК- и РНК-полимераз

1.5. Использование аффинных реагентов для измерения кинетических параметров ДНК-полимеразной реакции

1.6. Изучение строения многокомпонентных комплексов методом аффинной модификации

1.7. Фотосенсибилтированная модификация ДНК-полимераз

2. ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ.

2.1. Материалы

2.2. Методы исследования

2.2.1. Экспрессия и очистка Tte ДНК-пол и р-пол человека

2.2.2. Экспрессия и очистка обратной транскриптазы ВИЧ и ее му гантных форм

2.2.3. Введение [32Р]-метки в 5 -конец олигонуклеотида

2.2.4. Подготовка ДНК-дуплекса к реакции синтеза ДНК, катализируемой ДНК-полимеразами.

2.2.5. Условия реакции синтеза ДНК 43 2.2.5.1. Реакция синтеза ДНК, катализируемая Р-пол

2.2.5.1.1. Изучение субстратных свойств аналогов dNTP

2.2.5.1.2. Нуклеотидилтрансферазная реакция (перенос на "тупой" конец)

2.2.5.1,3. Определение кинетических параметров для dCTP и его производных

2.2.5.2. Реакция синтеза ДНК, катализируемая Tte ДНК-пол

2.2.5.3. Реакция синтеза ДНК, катализируемая ОТ ВИЧ и ее мутантными формами

2.2.5.3.1. Изучение субстратных свойств dTTP и его аналогов

2.2.5.3.2. Определение кинетических параметров реакции синтеза ДНК

2.2.5.3.3. Подбор оптимальных концентраций ионов магния и марганца

2.2.6. Фотолиз аналогов dNTP

2.2.7. Фотоаффинная модификация ДНК-полимераз реакционноспособными аналогами dNTP

2.2.7.1. Фотоаффинная модификация Tte ДНК-пол

2.2.7.2. Фотоаффинная модификация Р-пол

2.2.7.2.1. Модификация Р-пол аналогами dUTP

2.2.7.2.2. Модификация р-пол и ДНК-матрицы аналогами dCTP

2.2.7.3. Фотоаффинная модификация ОТ ВИЧ и ее мутантных форм

2.2.7.3.1. Прямая модификация

2.2.7.3.2. Фотосенсибилизированная модификация

2.2.7.3.3. Определение эффективности фотомодификации ОТ ВИЧ с помощью FAB-4-dUTP в присутствии разных сенсибилизаторов

2.2.7.3.4. Модификация ОТ ВИЧ долгоживущими продуктами фотолиза FAB-4-dUTP

2.2.8. Модификация-ДНК-матрицы фотореакционноспособными праймерами, синтезированными in situ с помощью Tte ДНК-полимеразы

3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ.

3.1. Структуры и фотохимические характеристики аналогов dNTP

3.2. Взаимодействие ОТ ВИЧ и ее мутантных форм с dNTP

3.2.1. Подбор оптимальных концентраций двухвалентных ионов металлов

3.2.2. Субстратные свойства аналогов dUTP

3.2.3. Влияние замены аминокислоты на связывание dNTP

3.2.4. Влияние заместителя в азотистом основании на связывание нуклеотидов

3.2.5. Фотоаффинная модификация ОТ ВИЧ и ее мутантных форм

3.2.5.1. Прямая фотомодификация

3.2.5.2. Модификация ОТ ВИЧ и ее мутантных форм с помощью FAB-4-ddUTP

3.2.5.3. Фотосенсибилизированная модификация

3.2.5.4. Эффективность фотомодификации в присутствии различных сенсибилизаторов

3.2.5.5. Модификация ОТ ВИЧ долгоживущими продуктами фотолиза аналогов dUTP

3.3. Взаимодействие ДНК-полимеразы Р с dNTP

3.3.1. Субстратные свойства производных dNTP в реакции синтеза ДНК, катализируемой р-пол

3.3.1.1 Субстратные свойства NAB-4-dUTP 69 3.3.1.2. Субстратные свойства аналогов dCTP с различными фотореакционноспособными группами

3.3.1.3. Кинетические параметры реакции синтеза ДНК с использованием производных dCTP

3.3.2. Аффинная модификация Р-пол фотореакционноспособными производными dNTP

3.3.2.1. Влияние матричного основания и двухвалентного катиона металла на аффинную модификацию Р-пол

3.3.2.2.Модификация р-пол фотореакционноспособными производивши dCTP

3.4. Взаимодействие Tte ДНК-полимеразы с dNTP

3.4.1. Субстратные свойства аналогов dCTP с различными фотоактивируемыми группами в реакции синтеза ДНК, катализируемой Tte ДНК-полимеразой

3.4.2. Модификация Tte ДНК-полимеразы фотореакционно-способными аналогами dCTP

3.5. Модификация ДНК-матрицы фотоактивными праймерами, синтезированными in situ с помощью Tte ДНК-полимеразы.

ВЫВОДЫ.

ВЫВОДЫ

1. Для изучения влияния заместителя в азотистом основании dNTP на их взаимодействие с ДНК-полимеразами, а также для развития метода фотоаффинной модификации в применении к белкам системы репликации ДНК исследовано влияние заместителя в азотистом основании dNTP на субстратные свойства аналогов dNTP в реакциях синтеза ДНК, катализируемых различными ДНК-полимеразами. Введение заместителя в пятое положении цитидина приводит к значительному уровню ошибочного встраивания такого аналога dCTP в ДНК.

Показано, что изменение заместителя в экзо-М-положении, приводящее к сдвигу таутомерного равновесия гетероциклического основания от амино- к иминоформе, вызывала изменение субстратных свойств от характерных для dCTP к соответствующим dTTP. Наличие заместителя в азотистом основании не влияет существенным образом на величины Vmax (за исключением FABOdCTP), но приводит к увеличению значений Кт.

2. С использованием аналогов dNTP синтезированы in situ праймеры, несущие единственный фотореакционноспособный остаток dNMP на З'-конце. Проведена с помощью таких праймеров фотоаффинная модификация ДНК-полимеразы (3, ДНК-полимеразы Thermus thermophilus, а также обратной транскриптазы ВИЧ. Показано, что эффективность и набор продуктов модификации определяются природой фотореакционноспособной группы. С помощью аффинной модификации показана возможность переноса на тупой конец аналогов dUTP, кататизируемого ДНК-полимеразой Р, причем при замене ионов магния ионами марганца эффективность нуклеотидилтрансферазной реакции значительно увеличивалась, что указывает на увеличение сродства ДНК-полимеразы р к нуклеотидам в присутствии дуплекса с тупыми концами.

3. Показана возможность модификации ДНК-матрицы фотоактивными праймерами, синтезированными in situ ДНК-полимеразами р и Tte при использовании производных dCTP. Эффективность модификации как ДНК, так и белков зависит от типа фотоактивной группы, причем наиболее эффективным реагентом для белков оказался FABOdCTP, в то время как наиболее эффективным реагентом для матрицы является FABdCTP. В случае праймера с остатком FABdCTP на З'-конце, синтезированного Tte ДНК-пол, была доказана специфичность модификации матрицы.

4. Исследовано влияние замены тирозина 115 ОТ ВИЧ на триптофан и аланин на взаимодействие с dTTP и его аналогами. Определены кинетические параметры реакции синтеза ДНК, катализируемой ОТ ВИЧ и ее мутантными формами. Показано, что замена Туг-1-15 не влияет на значения Vmax; при этом величины Кт в присутствии ионов магния возрастают в ряду ОТ дикого типа>У115W»Y115А как для dTTP, так и для его аналогов. В присутствии ионов марганца разница между ферментами в сродстве к dNTP нивелировалась.

5. Проведена прямая и фотосенсибилизированная модификация ОТ ВИЧ и ее мутантных форм с использованием бинарной системы фотореагент-сенсибилизатор. Было показано, что использование фотосенсибилизатора уменьшает количество продуктов модификации по сравнению с прямым мечением с четырех до двух. Предположительно, это продукты селективной модификации каталитической субъединицы ОТ ВИЧ (рбб).

Проведена оценка влияния нуклеотидной части молекулы сенсибилизатора на эффективность сенсибилизированной модификации. Показано, что в случае ОТ ВИЧ пиренмасляная кислота является достаточно хорошим сенсибилизатором, как и Pyr-dUTP, в то время как в случае ДНК-полимераз Tte и (3 для сенсибилизирующего эффекта необходимо наличие нуклеотидной части молекулы [23, 24].

1. Kunkel, Т.А., Bebenek К. DNA Replication Fidelity II Annu. Rev. Biochem. 2000. V.69. P. 497-529.

2. Watson J. D., Crick F. H. C. Molecular structure of nucleic acids. A structure fordeoxyribonucleic acid 11 Nature. 1953. V. 171. P. 737-738.

3. Watson J. D., Crick F. H. C. Genetic implications of the structure of deoxyribonucleicacidIINature. 1953. V. 171. P. 964-967.

4. Raszka M., Kaplan N. O. Association by hydrogen bonding of mononucleotides inaqueous solution II Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1972. V. 62. P. 2025-2029.

5. Mildvan A. S. Mechanism of enzyme action II Annu. Rev. Biochem. 1974. V. 43. P. 357399.

6. Grollman AP, Moriya M. Mutagenesis by 8-oxoguanine: an enemy within И Trends

7. Genet 1993. V. 9 P.246-249.

8. Fowler RG, Schaaper RM. The role of the mutT gene -of Escherichia coli in maintainingreplication fidelity IIFEMS Microbiol. Rev. 1997. V. 21. P. 43-54.

9. Goodman M. F. Hydrogen bonding revisited: geometric selection as a principaldeterminant of DNA replication fidelity II Proc. Natl. Sci. USA. 1997. V. 94. P. 1049310495.

10. Doronin S. V., Dobrikov M. I., Lavrik О. I. Photolabeling of DNA polymerase a DNAprimase complex based on catalytic competence of a dNTP reactive analog IIFEBS Lett. 1992. V. 313. P. 31-33.

11. Doronin S. V., Dobrikov M. I., Buckle M., Roux P., Buc H., Lavrik О. I. Affinity modification of human immunodeficiency virus reverse transcriptase and DNA template by photoreactive dCTP analogs II FEBS Lett. 1994. V. 354. P. 200-202.

12. Moore II В. М., Doughty М. В. Deoxyadenosine-based DNApolymerasephotoprobes: design, synthesis, and characterization as inhibitors of the Escherichia coli DNA polymerase I Klenow fragment //Biochemistry. 1996. V. 35. P. 11634-11641.

13. Rush J., Konigsberg W. H. Photoaffmity labeling of the Klenow fragment with 8-azido-dATP И J. Biol. Chem. 1990. V. 265. P. 4821-4827.

14. Sheng N., Dennis D Active site labeling of HIV-J reverse transcriptase II Biochemistry. 1993. V. 32. P. 4938-4932.

15. Yamaguchi Т., Saneyoshi M. A photolabile 2',3'-dideoxyuridylate analog bearing an aryl(trifluoromethyl)diazirine moiety: photoaffmity labeling of HIV-1 reverse transcriptase //Nucleic Acids Res. 1996. V. 24. P. 3364-3369.

16. Добриков M. И., Доронин С. В., Сафронов И. В., Шишкин!. В., Лаврик О.И. Аффинная модификация ДНК фага М13 фотоактивным аналогом, встроенным в цепь праймера HIV-1 обратной транскриптазой // Химия в интересах устойчивого развития. 1994. Т. 2. С. 60-64.

17. Речкунова, Н.И., Колпащиков, Д.М., Лебедева, Н.А., Петрусева, И.О., Дегтярев, С.Х. и Лаврик, О.И. Высокоселективная модификация ДНК-полимеразы из Thermus thermophilus В35 бинарной системой фотореагентов II Биохимия. 2000. Т. 65. С. 291-297.

18. Бунева В. H., Кудряшова Н. В., Курбатов В. А., Ромащенко А. Г. Аффинное алкилирование РНК-зависимой ДНК-полимеразы I E.coli производным у-амида ТТРII Биохимия. 1978. Т. 43. С. 2261-2263.

19. Бунева В.Н., Кудряшова Н.В., Небрат Л.Т., Ромащенко А.Г., Чимитова Т.А., Юшкова Л.Ф. Дискриминация ДНК-полимераз Escherichia coli алкширующим у-амидом dTTP II Докл. АН СССР. 1982. Т. 268. С. 243-246.

20. Доронин С. В., Невинский Г. А., Хомов В. В., Лаврик О. И. Аффинная модификция ДНК-полимеразы I из E.coli и ее фрагмента Кленова имидазолидами нуклеотидов // Молекуляр. биология. 1991. Т. 25. С. 358-367.

21. Кудряшова Н. В., Шаманина М. Ю., Годовикова Т. С., Ананько Е. А., Ахмадиева Ф. Ф., Ромащенко А. Г. Особенности взаимодействия ДНК-полимеразы I Escherichia coli и ее большого фрагмента с у-п-азидоанилидом dTTP II Биохимия. 1993. Т. 58. С. 224-233.

22. Невинский Г. А., Доронин С. В., Лаврик О. И. ДНК-полимераза I E.coli: зависимая от праймер-матричного комплекса инактивация ферментаимидазолидами дезоксииуклеозид-5'-трифосфатами // Биополимеры и клетка. 1985. Т. ЕС. 247-252.

23. Dzantiev L., Romano L.J. A conformational change in E. coli DNA polymerase I (Klenow fragment) is induced in the presence of a dNTP complementary to the template base in the active site // Biochemistry. 2000. V. 39. P. 356-361.

24. Abboud M. M., Sim W. J., Loeb L. A., Mildvan A. S. Apparent Suicidal Inactivation of DNA Polymerase by Adenosine 2',3'-Riboepoxide 5'-Triphosphate II J. Biol. Chem. 1978. V. 253. P. 3415-3421.

25. Подуст B.H., Коробейничева Т., Невинский Г.А., Рихтер В.А., Абрамова Т.А. Матрица-праймер зависимая инактивация ДНК-полимеразы а из плаценты человека 2,3 эпоксиаденозин-5'-трифосфатом II Биоорган .мия. 1990. Т. 16. С. 226-235.

26. Catalano С. Е., Benkovic S. J. Inactivation of DNA polymerase I (Klenow fragment) by adenosine 2',3'-epoxide 5'-triphosphate: evidence for the formation of a tight-binding inhibitor // Biochemistry. 1989. V. 28. P. 4374-3621.

27. Biswas С. В., Kornberg A. Nucleoside Triphosphate Binding to DNA Polymerase III Holoenzyme of Escherichia coli. A Direct Photoaffinity Labeling Study // J. Biol. Chem. 1984. V. 259. P. 7990-7993.

28. Дегтярев С. X., Зайчиков E. Ф., Лаврик О. И., Митина Р. Л., Мустаев А. А., Рихтер В. А. Ковалентное мечение фрагмента Кленова ДНК-полимеразы I из Е.coli И Биоорган, химия. 1989. Т. 15. С. 1356-1361.

29. Huang Н., Chopra R., Verdine G. L., Harrison S. Structure of a covalently trapped catalytic complex of HIV-1 reverse transcriptase: implications for drug resistance II Science. 1998. V. 282. P. 1669-1675.

30. Kohlstaedt L.A., Wang J., Friedman J.M., Rice P.A., Steitz T.A. Crystal structure at 3.5 A resolution of HIV-1 reverse transcriptase complexed with an inhibitor 11 Science. 1992. V. 256. P. 1783-1790.

31. Cases-Gonzalez C.E., Gutierrez-Rivas M., Menendez-Arias L. Coupling ribose selection to fidelity of DNA synthesis. The role ofTyr-115 of human immunodeficiency virus type 1 reverse transcriptase //J. Biol. Chem. 2000. V. 275. P. 19759-19767.

32. Gutierrez-Rivas M., Ibanez A., Martinez M.A., Domingo E., Menendez-Arias L. Mutational analysis ofPhel60 within the "palm" sub domain of human immunodeficiency virus type 1 reverse transcriptase II J. Mol. Biol. 1999. V. 290. P. 615-625.

33. Harris D., Kaushik N., Pandey P. K., Yadav P. N., Pandey V. N. Functional analysis of amino acid residues constituting the dNTP binding pocket of HIV-1 reverse transcriptase II J. Biol. Chem. 1998. V. 273. P. 33624-33634.

34. Martin-Hernandez A. M., Domingo E., Menendez-Arias L. Human immunodeficiency virus type 1 reverse transcriptase: role ofTyrII5 in deoxynucleotide binding and misinsertion fidelity of DNA synthesis // EMBO J. 1996. V. 15. P. 4434-4442.

35. Cheng N., Merrill В. M., Painter G. R., Frick L. W., Furman P. A. Identification of the nucleotide binding site of HIV-1 reverse transcriptase using dTTP as a photoaffinity label 11 Biochemistry. 1993. V. 32. P. 7630-7634.

36. Hansen J., Schulze Т., Moelling K. Identification and characterization of HIV-specific RNase H by monoclonal antibody II EMBO J. 1988. V. 7. P. 239-243.

37. Bavand M. R., Wagner R., Richmond T. J. HIV-1 reverse transcriptase: polymerization properties of the p51 homodimer compared to the p66/p51 heterodimer И Biochemistry. 1993. V. 32. P. 10543-10552.

38. Modak M. J., Dumaswala U. J. Divalent cation-dependentpyridoxal 5'-phosphate inhibition of Rauscher leukemia virus DNA polymerase: characterization and mechanism of action II Biochim. Biophys. Acta. 1981. V. 654. P. 227-235.

39. Basu A., Ahluwalia К. K., Basu S., Modak M. J., Identification of the Primer Binding Domain in Human Immunodeficiency Virus Reverse Transcriptase II Biochemistry. 1992. V. 31. P. 616-623.

40. Mitchell L. L., Cooperman B. S. Active site studies of human immunodeficiency virus reverse transcriptase II Biochemistry. 1992. V. 31. P. 7707-7713.

41. Kati, W.M., Johnson, K.A., Jerva, L.F. Anderson, K.S. Mechanism andfidelity of HIV reverse transcriptase // J. Biol. Chem. 1992. V. 267. P. 25988-25997.

42. Rittinger K., Divita G., Goody R. S., Human immunodeficiency virus reverse transcriptase substrate-induced conformational changes and the mechanism of inhibition by nonnucleoside inhibitors II Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1995. V. 92. P. 8046-8049.

43. Spence R. A., Kati W. M., Anderson K. S., Johnson K. A. Mechanism of inhibition of HIV-1 reverse transcriptase by nonnucleoside inhibitors II Science. 1995. V. 267. P. 988-993.

44. Kornberg A., Baker T. A. DNA replication. N. Y.: W. H. Freeman and Co. 1992.

45. Klenow H., Henningsen I. Selective elimination of the exonuclease activity of the deoxyribonucleic acid polymerase from Escherichia coli В by limited proteolysis II Proc. Natl. Acad. Sci. USA.' 1970. V. 65. P. 168-175.

46. Kiefer J. R., Mao C., Hansen C. J., Basehore S. L., Hogrefe H. H., Braman J. C., Beese L. S. Crystal structure of a thermostable Bacillus DNA polymerase I large fragment at 2.1 A resolution II Structure. 1997. V. 5. P. 95-108.

47. Kim Y., Eom S. H., '"„H J. Lee D.-S., Suh S. W., Steitz T. A. Crystal structure of

48. Thermus aquaticus DNA polymerase //Nature. 1995. V. 376. P. 612-616.

49. Joyce С. M., Steitz T. A. Function and structure relationships in DNA polymerases II Annu. Rev. Biochem. 1994. V. 63. P. 777-822.

50. Doublie S., Tabor S., Long A. M., Richardson C. D., Ellenberger T. Crystal structure of a bacteriophage T7 DNA replication complex at 2.2 A resolution 11 Nature. 1998. V. 391. P. 251-258.

51. Eom S. IE, Wang J., Steitz T. A. Structure of'Taqploymcrase with DNA at the polymerase active site И Nature. 1996. V. 382. P. 278-28 1.

52. Ollis D. L., Brick P., Hamlin R., Xuong N. G., Steitz T. A. Structure of large fragment of Escherichia coli DNA polymerase I complexed with dTMP H Nature. 1985. V. 313. P. 762-766.

53. Beese L. S., Steitz T. A. Structural basis for the 3'-5'- exonuclease activity of Escherichia coli DNA polymerase I: a two metal ion mechanism // EMBO J. 1991. V. 10. P. 25-33.

54. Beese L. S., Derbyshire V., Steitz T. A. Structure of DNA Polymerase I Klenow Fragment Bound to Duplex DNA // Science. 1993. V. 20. P. 352-355.

55. Beese L. S., Friedman J. M., Steitz T. A. Crystal structures of the Klenow fragment of DNA polymerase I complexed with deoxynucleoside triphosphate and pyrophosphate //Biochemistry. 1993. V. 32 P. 14095-14101.

56. Freemont P.S., Friedman J.M., Beese, L.S., Sanderson, M.R., Steitz T.A. Cocrystal structure of an editing complex of Klenow fragment with DNA II Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1988. V. 85. P. 8924-8928.

57. Basu A., Modak M. J. Identification and Amino Acid Sequence of the Deoxynucleoside Triphosphate Binding Site in Escherichia coli DNA Polymerase III Biochemistry. 1987. V. 26. P. 1704-1709.

58. Pandey V. N., Kaushik N., Modak M. J. Role of lysine 758 of Escherichia coli DNA polymerase I as assessed by site-directed mutagenesis II J. Biol. Chem. 1994. V. 269. P. 13259-13265.

59. Kaushik N. Rege N. Yadav P.N.S., Sarafianos S.G., Modak M. J., Pandey V. N. Biochemical analysis of catalytically crucial aspartate mutants of humanimmunodeficiency virus type J reverse transcriptse II Biochemistry. 1996. V. 35. P. 11536-11546.

60. Kaushik N., Pandey V. N., Modak M. J. Significance of the O-helix residues of Escherichia coli DNA polymerase I in DNA synthesis: dynamics of the dNTP binding pocket II Biochemistry. 1996. V. 35. P. 7256-7266.

61. Pandey V. N., Kaushik N., Modak M. J. Photoaffmity labeling of DNA template-primer binding site in Escherichia coli DNA polymerase I. Identification of involved amino acids 11 J. Biol. Chem. 1994. V. 269. P. 21828-21834.

62. Ferrin L. J., Mildvan A. D. Nuclear Overhauser effect studies of the conformations and binding site environments of deoxynucleoside triphosphate substrates bound to DNA polymerase land its large fragment // Biochemistry. 1985. V. 24. P. 6904-6913.

63. Ferrin L. J., Mildvan A. D. NMR studies of conformations and interactions of substrates and ribonucleotide templates bound to the large fragment of DNA polymerase III Biochemistry. 1986. V. 25. P. 5131-5145.

64. Catalano С. E.; Allen D. J., Benkovic S. J. Interaction of Escherichia coli DNA polymerase I with azidoDNA and fluorescent DNA probes: identification ofprotein-DNA contacts II Biochemistry. 1990. V. 29. P. 3612-3621.

65. Лаврик О. И., Невинский Г. А., Потапова И. А., Хомов В. В. Модификация Кленагшого фрагмента ДНК-полимеразы I из E.coli ацетшимидазолом по остаткам тирозина II Молекуляр. биология. 1988. Т. 22. С. 485-492.

66. Carrol S. S., Cowart М., Benkovic S. J. A mutant of DNA polymerase I (Klenow fragment) with reduced fidelity II Biochemistry. 1991. V. 30. P. 804-813.

67. Bell J. В., Eckert K. A., Kunkel T. A. Base Miscoding and Strand Misalignment Errors by Mutator Klenow Polymerases with Amino Acid Substitutios at Tyrosine 766 in the О Helix of the Fingers Subdomain И J. Biol. Chem. 1997. V. 272. P. 7345-7351.

68. Desai S. D., Pandey V. N., Modak M. J. Properties of tyrosine 766-->serine mutant of Escherichia coli DNA polymerase I: template-specific effects II Biochemistry. 1994. V. 33. P. 11868-11874.

69. Basu A., Basu S., Modak M. J. Pyridoxal 5'-Phosphate Mediated Inactivation of Escherichia coli DNA Polymerase I: Identification of Lysine-635 as an Essential Residue for the Processive Mode of DNA Synthesis II Biochemistry. 1988. V. 27. P. 6710-6716.

70. Mohan P. М., Basu A., Basu S., Abraham К. E. Modak M. J. DNA binding domain of Escherichia coli DNA polymerase I: identification of arginine-841 as an essential residue II Biochemistry. 1988. V. 27. P. 226-233.

71. Polesky A. H., Steitz T. A., Grindley N. D. F., Joyce С. M. Identification of residues critical for the polymerase activity of the Klenow fragment of DNA polymerase I from Escherichia coli II J. Biol. Chem. 1990. V. 265. P. 14579-14591.

72. Polesky A. H., Dahlberg M. E., Benkovic S. J., Grindley N. D. F., Joyce С. M. Side chains involved in catalysis of the polymerase reaction of DNA polymerase I from Escherichia coli 11 J. Biol. Chem. 1992. V. 267. P. 5463-5467.

73. Lawyer F.C., Stoffel S., Saiki R.K., Myambo K., Drammond R., Gelfand D.H. Isolation, characterization, and expression in Escherichia coli of the DNA polymerase gene from Thermus aquaticus II J. Biol. Chem. 1989. V. 264. P. 6427-6437.

74. Ollis D. L.> Kline C., Steitz T. A. Domain ofE. coli DNA polymerase I showing sequence homology to T7 DNA polymerase II Nature. 1985. V. 313. P. 818-819.

75. Srivastava D. K., Evans P. K., Kumar A, Beard W. A., Wilson S " L dNTP binding site in rat DNA polymerase ft revealed by controledproteolysis and azido photoprobe cross-linking И Biochemistry. 1996. V. 35. P. 3728-3734.

76. Prasad R., Kumar A., Widen S. G., Casas-Finet J. R., Wilson S. H. Identification of residues in the single-stranded DNA-binding site of the 8-kDa domain of rat DNA polymerase beta by UVcross-linking II J. Biol. Chem. 1993. V. 268. P. 22746-22755.

77. Mozzherin D.J., Tan C.-K., Downey K.M., Fisher P.A. Architecture of the active DNA polymerase S&proliferating cell nuclear antigen ^template-primer complex II J. Biol. Chem. 1999. V. 274. P. 19862-19867.

78. Knoll D. A., Woody R. W., Woody A. Y. Mapping of the active site ofT7 RNA polymerase with 8-azidoATP II Biochim. Biophys. Acta. 1992. V. 1121. P. 252-260.

79. Schuster G.B., Platz M.S. Photochemistry of phenyl azides II Advances in photochem. 1992. V. 17. P. 69-143.

80. Knorre D.G., Lavrik O.I., Nevinsky G.A. Protein-nucleic acid interaction in reactions catalyzed with DNA polymerases II Biochimie. 1988. V. 70. P. 655-661.

81. Новинский Г.А., Левина А.С., Подуст В.Н. Лаврик О.И. ДНК-полимеразы эукариот и прокариот. II. Роль межнуклеотидных фосфатных групп матрицы в ее связывании с ферментом II Биоорган, химия. 1987. Т. 13. С. 58-68.

82. Лаврик О.И., Невинский Г.А. Белок-нуклеиновые взаимодействия в реакциях, катализируемые ДНК-полимеразами эукариот и прокариот // Боорган. химия. 1989. Т. 54. С. 757-764.

83. Doronin, S.V., Lavrik, O.I., Nevinsky, G.A., Podust, V.N. The efficiency of dNTP complex formation with human placenta DNA polymerase alpha as demonstrated by affinity modification // FEBS Lett. 1987. V. 216. P. 221-224.

84. Невинский Г. А., Доронин С. В., Подуст В. Н., Лаврик О. И. Эффективность комплексообразования нуклеотидов с ДНК-полимеразой а человека по данным модификации фермента ихреакционноспособными аналогами II Молекуляр. биология. 1987. Т. 21. С. 1070-1079.

85. Kolpashchikov D. M., Weisshart K., Nasheuer H. P., Khodyreva S. N., Fanning E., Favre A., Lavrik О. I. Interaction of the p70 submit of RPA with a DNA template directs p32 to the 3'-end of nascent DNA 11 FEBS Lett. 1999. V. 450. P. 131-134.

86. Kang I., Lin J., Wang J. H. Affinity labeling and measurement of DNA-induced conformation change in RNA polymerase IIII Biochemistry. 1994. V. 33. P. 26962702.

87. Zakharova O.D., Podust V.N., Mustaev A.A., Anarbaev R.O., Lavrik O.I. Highly selective affinity labeling of DNA polymerase alpha-primase from human placenta by reactive analogs of ATP И Biochimie. 1995. V. 77. P. 699-702.

88. Diffley, J.F. Affinity labeling the DNA polymerase alpha complex. Identification of subunits containing the DNA polymerase active site and an important regulatory nucleotide-binding site III Biol. Chem. 1988. V. 263. P. 19126-19131.

89. Persinger J., Bartolomew B. Mapping the contacts of yeast TFIIIB and RNA polymerase III at various distances from the major groove of DNA by DNA photoaffinity labeling II J. Biol. Chem. 1996. V. 2,7-1, P. 33039-33046.

90. Achhammer G., Angerer В., Windisch C., Uhl A., Holler E. DNA polymerase alpha-primase complex ofPhysarum polycephalum I I Cell Biol. Int. Rep. 1992. V. 11. P. 1047-1053.

91. Foiani M., Lindner A. J., Hartmann G. R., Lucchini G., Plevani P. Affinity labeling of the active center and ribonucleoside triphosphate binding site of yeast DN/ primase II J. Biol. Chem. 1989. V. 264. P. 2189-2194.

92. Kolpashchikov D. M., Khodyreva S. N. Khlimankov, D.Y., Wold M.S., Favre A., Lavrik O.I. Polarity of numan replication protein A binding to DNA II Nucleic Acids Res. 2001. V. 29. P. 373-379.

93. Колпащиков Д.М., Ходырева C.H., Лаврик О.И. Ретикативный белок А связывает одноцепочечную ДНК полярно II Доклады академии наук. 2000. Т. 372. С. 824-826.

94. Колпащиков Д.М., Пестряков П.Е., Власов В.А., Ходырева С.Н., Лаврик О.И. Исследование взаимодействая ретикативного фактора А человека с ДНК с применением новых фотореакционноспособных аналогов dTTP II Биоорган, химия. 1999. Т. 65. С. 194-198.

95. Колпащиков Д.М., Пестряков П.Е., Власов В.А., Ходырева С.Н., Лаврик О.И. Исследование взаимодействия ретикативного фактора А человека с ДНК с применением новых фотореакционноспособных аналогов ТТРII Биохимия. 2000. Т. 65. С. 194-198.

96. Wold M.S. Replication protein A: a heterotrimeric, single-stranded DNA-binding protein required for eukaryotic DNA metabolism // Annu. Rev. Biochem. 1997. V. 66. P. 61-92.

97. Lee S.H., Pan Z.Q., Kwong A.D., Burgers P.M., Hurwitz J. Synthesis of DNA by DNA polymerase epsilon in vitro II J. Biol. Chem. 1991. V. 266. P.22707-22717.

98. Tsurimoto Т., Stillman B. Multiple replication factors augment DNA synthesis by the two eukaryotic DNA polymerases, alpha and delta //EMBO J. 1989. V. 8. P. 38833889.

99. Blackwell L.J., Borowiec J.A. Human replication protein A binds single-stranded DNA in two distinct complexes // Mol. Cell Biol. 1994. V. 14 P. 3993-4001.

100. BiackWell L.J., Borowiec J.A., Masrangelo I.A. Single-stranded-DNA binding alters human replication protein A structure and facilitates interaction with DNA-dependent protein kinase II Mol. Cell Biol. 1996. V. 16 P. 4798-4807.

101. Bullock P.A. The initiation of simian virus 40 DNA replication in vitro II Crit. Rev. Biochem. Mol. Biol. 1997. V. 32. P. 503-э68.

102. Zlotkin Т., Kaufmann G., Jiang Y., Lee M.Y.W.T., Uitto L., Syvaoja J., Dornreiter I., Fanning, E., Nethanel T. DNA polymerase epsilon may be dispensable for SV40- but not cellular- DNA replication 11 EMBO J. 1996. V. 15. P. 2298-2305.

103. Dobrikov M.I., Gaidamakov S. A., Gainutdinov Т. I., Koshkin A. A., Vlassov V. V. Sensitized photomodification of single-stranded DNA by a binary system of oligonucleotide conjugates II Antisense Nucl. Acid Drug Devel. 1997. V. 7. P. 309317.

104. Акишев А.Г., Речкунова Н.И., Лебедева Н.А., Лаврик О.И., Дегтярев С.Х. Термостабильная ДНК-полимераза из Thermus thermophilic В 35: клонирование, определение первичной структуры и эксперссия гена И Биохимия. 1999. Т. 64. С. 1536-1543.

105. Beard W.A., Wilson S.H. Purification and domain-mapping of mammalian DNA polymerase beta II Methods Enzymol. 1995. V. 262. P. 98-107.

106. Laemmli U.K. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4 //Nature. 1970. V. 227. P. 680-685.

107. Bradford M.M. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding II Anal. Biochem. 1976. V. 72. P. 248-254.

108. Scopes R.K. Protein Purification. New York Heidelberg Berlin: Springer-Verlag. 1982.

109. Reardon J.E. Miller W.H. Human immunodeficiency virus reverse transcriptase. Substrate and inhibitor kinetics with thymidine 5'-triphosphate and 3'-azido-3'-deoxythymidine 5'-triphosphate II J. Biol. Chem. 1990. V. 265. P. 20302-20307.

110. Maniatis Т., Fritsch E. F., Sambrook J. Molecular Cloning. N. Y.: Cold Spring Harbor, Laboratory Press. 1982. p. 125.

111. Sambrook J., Fritsch E.F., Maniatis T. Molecular Cloning: A Laboratory Manual. N. Y.: 2nd End. Cold Spring Harbor Laboratory Press, Cold Spring Harbor. 1989.

112. Диксон M., Уэбб Э. Ферменты I: Пер. с англ. М.: Мир. 1982. С. 92-94.

113. Ямщиков В.Ф. Методы молекулярной генетики и генной инженерии (под ред. Салганика Р.И.). М.: Наука. 1990. с. 112 114.

114. Maxam A.M. Gilbert W. A new method for sequencing DNA II Biotechnology. 1992. V. 24. P. 99-103.

115. Коробко В.Г., Грачев С.А. Определение нуклеотидной последовательности в ДНК модифицированным химическим методом И Биоорган, химия. 1977. Т. 3. С. 1420-1422.

116. Кочетков Н.К., Будовский Э.И., Свердлов Е.Д. Симукова Е.А., Турчинский М.Ф., Шибаев В.Н. Органическая химия нуклеиновых кислот. М.: Химия, 1970. С. 310-400.

117. Сафронов И.В. Конструирование фотоаффинньосреагентов для исследования комплексов матрично-зависимого синтеза нуклеиновых кислот. Производные (d)NTP, несущие перфторазидоарильные группы. Дне. к-та хим. наук. НИБХ СО РАН, 1999. С. 60-70.

118. Becknian, R.A., Mildvan, A.S., and Loeb, L.A. On the fidelity of DNA replication: manganese mutagenesis in vitro II Biochemistry. 1985. V. 27. P. 546-553.

119. El-Deiry, W.S., Donwey, K.M., and So, A.G. Molecular mechanisms of manganese mutagenesis 11 Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1984. V. 81. P. 7378-7382.

120. El-Deiry, W.S., So, A.G., and Donwey, K.M. Mechanisms of error discrimination by Escherichia coli DNA polymerase III Biochemistry. 1988. V. 24. P. 5810-5817.

121. Eger В. Т., Benkovic S. J. Minimal kinetic mechanism for misincorporation by DNA polymerase I (Klenow fragment) // Biochemistry. 1992. V. 31. P. 9227-9236.

122. Goodman M.F., Keener S., Guidotti S., Branscomb E.W. On the enzymatic basis for mutagenesis by manganese H J. Biol. Chem. 1983. V. 258. P. 3496-3475.

123. Pelletier H.,. Sawaya M. R., Wolfle W., Wilson S. H., Kraut J. A structural basis for metal ion mutagenicity and nucleotide selectivity in human DNA polymerase beta 11 Biochemistry. 1996. V. 35. P. 12762 12777.

124. Riccetti M., Buc H. E. coli DNA polymerase I as a reverse transcriptase И EMBO J. 1993. V. 12. P. 387-396.

125. Seal G., Sheaman C.W., Loeb L.A. On the fidelity of DNA replication. Studies with human placenta DNA polymerases 11 J. Biol. Chem. 1979. V. 254. P. 5229-5237.

126. Sirover M.A., Loeb L.A. On the fidelity of DNA replication. Effect of metal activators during synthesis with avian myeloblastosis virus DNA polymerase II J. Biol. Chem. 1977. V. 252. P. 3605-3610.

127. Tabor S., Richardson C.C. Effect of manganese ions on the incorporation of dideoxynucleotides by bacteriophage T7 DNA polymerase and Escherichia coli DNA polymerase III Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1989. V. 86. P. 4076-4080.

128. Brandis J.W. Hdwards S.G., Johnson К.A. Slow rote ofphosphodiester bond formation accounts for the strong bias that Taq DNA polymerase shows against 2',3'- -dideoxynucleotide terminators II Biochemistry. 1996. V. 35. P. 2189-2200.

129. Restle Т., Muller В., Goody R.S. Dimerization of human immunodeficiency virus type 1 reverse transcriptase. A target for chemotherapeutic intervention II J. Biol. Chem. 1990. V. 265. P. 8986-8988.

130. Yakubov L., Khaled Z., Zhang L.M., Truneh A., Vlassov V., and Stein C.A. Oligodeoxynucleotides interact with recombinant CD4 at multiple sites I I J. Biol. Chem. 1993. V. 268. P. 18818-18823.

131. Reichenberger S., Pfeiffer P. Cloning, purification and characterization of DNA polymerase beta from Xenopus laevis-studies on its potential role in DNA-end joining // Eur. J. Biochem. 1998. V. 251. P. 81-90.

132. Anand N. N., Brown D. M. and Salisbury S. A. The stability of oligodeoxyribonucleotide duplexes containing degenerate bases I I Nucleic Acids Res. 1987. V. 15. P. 8167-8176.

133. Clark J. M. Novel non-templated nucleotide addition reactions catalyzed by procaryotic andeucaryotic DNA polymerases //Nucleic Acids Res. 1988. V. 16. P. 9677-9686.