Взаимодействие репликативного белка А, флэп-эндонуклеазы-1 и ДНК-полимеразы β с фотореакционноспособными интермедиатами репликации и репарации ДНК тема автореферата и диссертации по химии, 02.00.10 ВАК РФ

ОГЛАВЛЕНИЕ.

ПРИНЯТЫЕ СОКРАЩЕНИЯ.

ВВЕДЕНИЕ.

ГЛАВА 1. РЕПЛИКАТИВНЫЙ КОМПЛЕКС ЭУКАРИОТ И ЕГО ИССЛЕДОВАНИЕ С ПОМОЩЬЮ АФФИННОЙ МОДИФИКАЦИИ (ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР).

1.1. ДНК-ПОЛИМЕРАЗЫ РЕПЛИКАТИВНОЙ ВИЛКИ.

1.1.1. ДНК-ПОЛИМЕРАЗА а-ПРАЙМАЗА.

1.1.1.1. Структура и функции.

1.1.1.2. Аффинная модификация ДНК-полимеразы а-праймазы.

1.1.1.3. Аффинная модификация праймазного домена ДНК-полимеразы ■а-праймазы.

1.1.2. ДНК-ПОЛИМЕРАЗА S.

1.1.2.1. Структура и функции.

1.1.2.2. Аффинная модификация ДНК-полимеразы 8.

1.2. РЕПЛИКАТИВНЫЙ БЕЛОК A (RPA).

1.2.1. Структура и функции.

1.2.2. Аффинная модификация RPA.

1.3. ДРУГИЕ ДНК-ПОЛИМЕРАЗЫ И ФАКТОРЫ.

1.3.1. ДНК-ПОЛИМЕРАЗА /3.

1.3.1.1. Структура и функции.

1.3.1.2. Аффинная модификация ДНК-полимеразы /3.

1.3.2. ЯДЕРНЫЙ АНТИГЕН ПРОЛИФЕРИРУЮЩИХ КЛЕТОК (PCNA).

1.3.2.1. Структура и функции.

1.3.2.2. Аффинная модификация PCNA.

1.3.3. РЕПЛИКАТИВНЫЙ БЕЛОК С (RFC).

1.3.3.1. Структура и функции.

1.3.3.2. Аффинная модификация RFC.

1.4. АФФИННАЯ МОДИФИКАЦИЯ РЕПЛИКАТИВНЫХ БЕЛКОВ В МНОГОКОМПОНЕНТНЫХ СИСТЕМАХ.

1.4.1. Аффинная модификация белков ядерного экстракта Physqrum polycephalum.

1.4.2. Аффинная модификация белков клеточного экстракта фибробластов мыши.

Исследование структурно-функциональной организации комплексов репликации и репарации ДНК эукариот является важной фундаментальной задачей современной молекулярной биологии. Наряду с углубленным изучением строения и свойств отдельных ДНК-полимераз, осуществляющих эти процессы, большое внимание уделяется другим ферментам и белковым факторам. Системы репликации и репарации ДНК в настоящее время рассматриваются как взаимосогласованные функциональные ансамбли. Многие ДНК-полимеразы и белковые факторы участвуют как в репликации, так и в репарации ДНК, и эти процессы взаимно регулируются. Структура и функции белков, входящих в состав этих комплексов, изучаются с помощью различных подходов, включая рентгеноструктурный анализ (PC А) [1, 2]. Метод PC А на сегодняшний день дает полную информацию о строении и функции отдельных биополимеров и их комплексов с лигандами. Однако этот метод мало пригоден для изучения белков, клонирование и выделение которых в количествах, достаточных для рентгеноструктурного анализа, является затруднительным и вообще неприменим для исследования многокомпонентных систем, какими являются клеточные и ядерные экстракты. Кроме того, РСА определенных структур практически никогда не отражает всего разнообразия динамических взаимодействий, существующих в ферментативных системах.

Аффинная модификация является одним из альтернативных методов изучения структурно-функциональной организации надмолекулярных систем, таких, как репликативный комплекс, рибосомы и другие системы, а также белки клеточного экстракта (см. например [3-5]). Метод основан на введении реакционноспособных групп в молекулы субстратов, не влияющих драматическим образом на узнавание и связывание их ферментом. Этот подход предполагает образование специфического комплекса реагента (реакционноспособного аналога субстрата или лиганда) с мишенью (белком и/или нуклеиновой кислотой) с последующим ковалентным присоединением связывающего центра мишени к реагенту. На основании полученных данных делается вывод о расположении и организации сайтов связывания субстратов и эффекторов на молекуле-мишени.

Основное преимущество фотоаффинных реагентов по сравнению с другими типами аффинных реагентов (алкилирующих, ацилирующих, арилирующих и т. д.) связано с тем, что фотореагенты до облучения УФ-светом инертны и их присоединение к мишени можно индуцировать после формирования правильного комплекса биополимер ■ реагент. Кроме того, в случае фотореагенов, содержащих арилазидогруппы, существует возможность вариации длины линкера и типа арилазидогруппы, что способствует повышению эффективности и селективности модификации биополимера. К настоящему времени существует широкий набор аналогов dNTP, несущих фотореакционноспособную арилазидогруппу, присоединенную через линкер к азотистому основанию. Эти аналоги являются эффективными субстратами ДНК-полимераз [6-8], и это свойство может быть использовано для ферментативного синтеза фотореакционноспособных ДНК-субстратов, либо интермедиатов процессов метаболизма ДНК (в частности репликации и репарации).

Целью данной работы являлось изучение взаимодействия репликативного белка А (RPA), флэп-эндонуклеазы-1 (FEN-1) и ДНК-полимеразы Р (Pol (3) с ДНК-структурами, моделирующими интермедиаты процессов репликации и репарации, несущими фотореакционноспособную группу в определенных положениях. Предполагалось изучить: 1) взаимодействие RPA, FEN-1 и Pol (3 с фотореакционноспособными ДНК-дуплексами, содержащими одноцепочечные бреши различной длины, ники или флэпы; 2) взаимное влияние этих белков на эффективность и характер взаимодействия с этими ДНК; 3) взаимодействие белков комплекса репарации в клеточном экстракте фибробластов мыши с фотореакционноспособным ДНК-зондом, сформированным под действием клеточных ферментов репарации ДНК.

выводы

1. Впервые изучено взаимодействие репликативного белка A (RPA) и ДНК-полимеразы Р (Pol Р) с ДНК-структурами, содержащими фотореакционноспособные группы на 3'- и З'-концах брешей различной длины, имитирующих интермедиаты репликации и репарации ДНК: а) показано, что RPA связывается в брешах полярно: с 5'-концом бреши преимущественно взаимодействует субъединица р70 независимо от длины однонитчатого участка; ориентация субъединицы р32 вблизи 3'-конца бреши определяется длиной однонитчатого участка; б) продемонстрировано, что при увеличении концентрации RPA по отношению к концентрации ДНК-субстрата, соотношение интенсивности мечения его субъединиц не зависит от длины бреши. Установлено, что эффективность сшивок, образуемых субъединицей р70 с 3'- и 5'-концами брешей в 2-2.5 раза выше, чем субъединицы р32; в) на основании полученных данных предложена модель взаимодействия репликативного белка А с 3'- и 5'-концами брешей различной длины, предполагающая полярное связывание и наличие конформационных переходов, определяемых длиной однонитчатого участка бреши.

2. Впервые предложен ферментативный способ получения ДНК-дуплексов, содержащих фотореакционноспособную группу в определенном положении полинуклеотидной цепи. На примере модификации Pol р и RPA показано, что такие дуплексы могут быть использованы для изучения связывания ДНК-узнающих белков с определенными участками ДНК-субстрата.

3. Исследовано взаимодействие репликативного белка А, флэп-эндонуклеазы-1 (FEN-1) и ДНК-полимеразы Р с ДНК-структурами, содержащими фотореакционноспособные группы на З'-концах одноцепочечных разрывов (ников) или на свисающих участках ДНК (флэпов): а) обнаружено, что характер и интенсивность мечения субъединиц RPA зависит как от вида ДНК-интермедиата, так и от наличия на 5'-конце праймера, формирующего ник или флэп, фосфатной группы либо остатка тетрагидрофурана; б) показано усиление мечения ДНК-полимеразы Р в присутствии RPA либо FEN-1, что указывает на взаимное влияние этих белков в процессе их взаимодействия с данными структурами.

4. На примере аффинной модификации FEN-1 с использованием аналогов интермедиатов репарации, содержащих фотоактивные группы на 3'- или 5'-концах олигонуклеотидов, формирующих ник- или флэп-структуры, продемонстрировано, что наиболее перспективными субстратами для изучения этого фермента являются ДНК-структуры, содержащие фотореакционноспособные группы на 3'- или 5'-конце ника.

5. С использованием фотоактивного интермедиата репарации ДНК, полученного in situ под действием ферментов клеточного экстракта фибробластов мыши, продемонстрирована возможность использования данного подхода для выявления белков, участвующих в репарации ДНК. Среди продуктов модификации идентифицированы два белка участника этого процесса, а именно, флэп-эндонуклеза-1 и ДНК-полимераза р.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Таким образом, изучение репликативного белка А, флэп-эндонуклеазы-1 и ДНК-полимеразы р методом аффинной модификации с использованием фотореакционноспособных ДНК-структур, моделирующих интермедиаты репликации и репарации, позволило получить принципиально новые данные, касающиеся взаимодействия RPA и Pol р с одноцепочечными брешами разной длины. Предлагаемая модель этого взаимодействия базируется на данных о белок-нуклеиновых контактах RPA с 3'- и 5'-концами брешей, а также с одноцепочечным участком матрицы. Очевидно, что полученные результаты отражают лишь часть функциональных связей между субъединицами RPA и исследованными ДНК-структурами. В связи с этим интересной является перспектива сочетания метода аффинной модификации с методом футпринтинга, что позволило бы выявить число нуклеотидов ДНК-праймера, а также участка ДНК-матрицы, комплементарно связанной с этим праймером, контактирующих с RPA. Эти результаты имели бы принципиальное значение для объяснения функционирования ферментов, осуществляющих контроль и управление метаболическими превращениями на уровне репликации ДНК, и в особенности для ДНК-полимеразы а • праймазы. Заманчивой также является перспектива использования ДНК-структур, содержащих фотореакционноспособную группу в заранее заданном положении внутри полинуклеотидной цепи, что дало бы возможность изучать взаимодействие ДНК-связывающих белков с определенным участком ДНК-субстрата. В заключительной части работы наглядно продемонстрировано, что фотореакционноспособные группы в составе ДНК-структур, моделирующих интермедиаты репликации и репарации ДНК, могут быть использованы для исследования надмолекулярных структур в клеточных экстрактах, поскольку среди белков клеточного экстракта, сшивающихся с этими структурами присутствуют флэп-эндонуклеаза-1 и ДНК-полимераза р. Однако низкий уровень сшивок с фотореакционноспособными структурами не обеспечивает уровня, необходимого для прямой идентификации модифицированных белков, например, методом масс-спектрометрии.

1. Bochkarev A., Pfuetzner R.A., Edwards A.M., Frappier L. Structure of the single-stranded-DNA-binding domain of replication protein A bound to DNA // Nature. 1997. V. 385. P. 176181.

2. Davies J.F., Almassy R.J., Hostomska Z., Ferre R.A., Hostomsky Z. 2.3 A crystal structure of the catalytic domain of DNA polymerase beta. // Cell. 1994. V. 76. P. 1123-1133.

3. Kurganov B.I., Nagradova N.K., Lavrik O.I. Chemical modification of enzymes. Nova Science Publishers, inc. New York, 1996. p. 219.

4. Грайфер Д.М., Карпова Г.Г. Структурно-функциональная топография рибосом человека по данным сшивок с аналогами мРНК производными олигорибонуклеотидов // Молекуляр. биология. 2001. Т. 35. С. 584-596.

5. Захаренко А.Л. // Диссертация на соискание степени кандидата химических наук.

6. Колпащиков Д.М., Пестряков П.Е., Власов В.А., Ходырева С.Н., Лаврик О.И. Исследование взаимодействая репликативного белка А человека с ДНК с применением новых фотореакционноспособных аналогов dTTP // Биоорган, химия. 1998. Т. 65. Р.160-163.

7. Jonsson Z.O., Hubscher U. Proliferating cell nuclear antigen: more than a clamp for DNA polymerases // BioEssays. 1997. V. 19. P. 967-975.

8. Tsurimoto Т., Fairman M.P., Stillman B. Simian virus 40 DNA replication in vitro: identification of multiple stages of initiation// Mol. Cell. Biol. 1989. V. 9. P. 3839-3849.

9. Borowiec J.A., Dean F.B., Bullock P.A., Hurwitz J. Binding and unwinding—how T antigen engages the SV40 origin of DNA replication // Cell. 1990. V. 60. P. 181-184.

10. Dean F.B., Hurwitz J. Simian virus 40 large T antigen untwists DNA at the origin of DNA replication// J. Biol. Chem. 1991. V. 266. P. 5062-5071.

11. Burgers P.M.J. Eukaryotic DNA polymerases alpha and delta: conserved properties and interactions, from yeast to mammalian cells // Prog. Nucleic Acid Res. Mol Biol. 1989. V. 37. P. 235-279.

12. Murakami Y., Eki Т., Hurwitz J. Studies on the initiation of simian virus 40 replication in vitro: RNA primer synthesis and its elongation // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1992. Y. 89. P. 952-956.

13. Tsurimoto Т., Melendy Т., Stillman B. Sequential initiation of lagging and leading strand synthesis by two different polymerase complexes at the SV40 DNA replication origin // Nature. 1990. V. 346. P. 534-539.

14. Eki Т., Matsumoto Т., Murakami Y., Hurwitz J. The replication of DNA containing the simian virus 40 origin by the monopolymerase and dipolymerase systems // J. Biol. Chem. 1992. V. 267. P. 7284-7294.

15. Waga S., Stillman B. Anatomy of a DNA replication fork revealed by reconstitution of SV40 DNA replication in vitro II Nature. 1994. V. 267. P. 207-212.

16. Yoder B.L., Burgers P.M.J. Saccharomyces cerevisiae replication factor С. I. Purification and characterization of its ATPase activity // J. Biol. Chem. 1991. V. 266. P. 22689-22697.

17. Lee S.-H., Pan Z.-Q., Kwong A.D., Burgers P.M.J., Hurwitz J. Synthesis of DNA by DNA polymerase epsilon in vitro II J. Biol. Chem. 1991. V. 266. P. 22707-22717.

18. Zlotkin Т., Kaufmann G., Jiang Y., Lee M.Y.W.T., Uitto L., Syvaoja J., Dornreiter I., Fanning E., Nethanel T. DNA polymerase epsilon may be dispensable for SV40- but not cellular-DNA replication// EMBO J. 1996. Y. 15. P. 2298-2305.

19. Ishimi Y., Claude A., Bullock P., Hurwitz J. Complete enzymatic synthesis of DNA containing the SV40 origin of replication // J. Biol. Chem. 1988. V. 263. P. 19723-19733.

20. Jonsson Z.O., Podust V.N., Podust L.M., Hubscher U. Tyrosine 114 is essential for the trimeric structure and the functional activities of human proliferating cell nuclear antigen // EMBO J. 1995. V. 14. P. 5745-5751.

21. Wu X., Li J., Li X., Hsieh C.-L., Burgers P.M.J., Lieber M.R. Processing of branched DNA intermediates by a complex of human FEN-1 and PCNA //Nucleic Acids. Res. 1996. V. 24. P. 2036-2043.

22. Chen U., Chen S., Saha P., Dutta A. p21Cipl/Wafl disrupts the recruitment of human Fenl by proliferating-cell nuclear antigen into the DNA replication complex // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1996. V. 93. P. 11597-11602.

23. Levin D.S., Bai W., Yao N., O'Donnell M., Tomkinson A.E. An interaction between DNA ligase I and proliferating cell nuclear antigen: implications for Okazaki fragment synthesis and joining // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1997. V. 94. P. 12863-12868.

24. Mossi R., Ferrari E., Hubscher U. DNA ligase I selectively affects DNA synthesis by DNA polymerases delta and epsilon suggesting differential functions in DNA replication and repair // J. Biol. Chem. 1998. V. 273. P. 14322-14330.

25. Bochkareva E., Frappier L., Edwards A.M., Bochkarev A. The RPA32 subunit of human replication protein A contains a single-stranded DNA-binding domain // J. Biol. Chem. 1998. V. 273. P. 3932-3936.

26. Bochkarev A., Bochkareva E., Frappier L., Edwards A.M. The crystal structure of the complex of replication protein A subunits RPA32 and RPA 14 reveals a mechanism for single-stranded DNA binding // EMBO J. 1999. Y. 18. P. 4498-4504.

27. Pelletier H., Sawaya M.J., Kumar A., Wilson S.H., Kraut J. Structures of ternary complexes of rat DNA polymerase beta, a DNA template-primer, and ddCTP // Science. 1994. V. 264. P. 1891-1903.

28. Sawaya M.M., Prasad R., Wilson S.H., Kraut J., Pelletier H. H. Crystal structures of human DNA polymerase beta complexed with gapped and nicked DNA: evidence for an induced fit mechanism // Biochemistry. 1997. Y. 36. P. 11205-11215.

29. Sawaya M.R., Pelletier H., Kumar A., Wilson S.H., Kraut J. Crystal structure of rat DNA polymerase beta: evidence for a common polymerase mechanism // Science. 1994. V. 264. P. 1930-1935.

30. Cotterill S., Chui G., Lehman I.R. DNA polymerase-primase from embryos of Drosophila melanogaster. DNA primase subunits // J. Biol. Chem. 1987. V. 262. P. 16105-16108.

31. Collins K.L., Russo A.A.R., Tseng B.Y., Kelly T.J. The role of the 70 kDa subunit of human DNA polymerase alpha in DNA replication // EMBO J. 1993. V. 12. P. 4555-4566.

32. Kaguni L.S., Rossignol J.-M., Conaway G.R., Banks G.R., Lehman I.R. Association of DNA primase with the beta/gamma subunits of DNA polymerase alpha from Drosophila melanogaster embryos // J. Biol. Chem. 1983. V. 258. P. 9037-9039.

33. Tseng B.Y., Ahlem C.N. A DNA primase from mouse cells. Purification and partial characterization//J. Biol. Chem. 1983. V. 258. P. 9845-9849.

34. Lehman I.R., Kaguni L.S. DNA polymerase alpha // J. Biol. Chem. 1989. V. 264. P. 42654267.

35. Copeland W.C., Wang T.S.F. Enzymatic characterization of the individual mammalian primase subunits reveals a biphasic mechanism for initiation of DNA replication // J. Biol. Chem. 1993. V. 268. 26179-26189.

36. Nasheuer H.-P., Grosse F. DNA polymerase alpha-primase from calf thymus. Determination of the polypeptide responsible for primase activity//J. Biol. Chem. 1988. V. 263. P. 8981-8988.

37. Santocanale C., Foiani M., Luchini G., Plevani P. The isolated 48,000-dalton subunit of yeast DNA primase is sufficient for RNA primer synthesis // J. Biol. Chem. 1993. V. 268. P. 13431348.

38. Schneider A., Smith R.W.P., Kautz A.R., Weisshart K., Grosse F., Nasheuer H.-P. Primase activity of human DNA polymerase alpha-primase. Divalent cations stabilize the enzyme activity of the p48 subunit//J. Biol. Chem. 1998. V. 273. P. 21608-21615.

39. Wang T.S. Eukaryotic DNA polymerases //Annu. Rev. Biochem. 1991. V. 60. P. 513-552.

40. Thompson H.C., Sheaff R.J., Kuchta R.D. Interactions of calf thymus DNA polymerase alpha with primer/templates //Nucleic Acids Res. 1995. V. 23. P. 4109-4115.

41. Park H., Francesconi S., Wang T.S.F. Cell cycle expression of two replicative DNA polymerases alpha and delta from Schizosaccharomyces pombe // Mol. Biol. Cell. 1993. V. 4. P. 145-157.

42. Park H., Davis R., Wang T.S.F. Studies of Schizosaccharomyces pombe DNA polymerase alpha at different stages of the cell cycle //Nucleic Acids Res. 1995. V. 23. P. 4337-4344.

43. Zeng X.-R., Hao H., Jiang Y., Lee M.Y.W.T. Regulation of human DNA polymerase delta during the cell cycle // J. Biol. Chem. 1994. V. 269. P. 24027-24033.

44. Foiani M., Lucchini G., Plevani P. The DNA polymerase alpha-primase complex couples DNA replication, cell-cycle progression and DNA-damage response // Trends Biochem. Sci. 1997. V. 22. P. 424-427.

45. Voitenleitner C., Fanning E., Nasheuer H.-P. Phosphorylation of DNA polymerase alpha-primase by cyclin A-dependent kinases regulates initiation of DNA replication in vitro II Oncogene. 1997. Y. 14. P. 1611-1615.

46. Лаврик О.И., Невинский Г.А. Белок-нуклеиновые взаимодействия в реакциях, катализируемых ДНК-полимеразами эукариот и прокариот // Биохимия. 1989. Т. 54. С. 757-764.

47. Невинский Г.А., Подуст В.Н, Левина А.С., Халабуда О.В., Лаврик О.И. ДНК-полимераза а плаценты человека. Эффективность взаимодействия олиготимидилатов различной длины с участком связывания матрицы // Биоорган, химия. 1986. Т. 12. С. 357368.

48. Невинский ГА., Левина АС., Подуст В.Н, Лаврик ОИ. ДНК-полимераза эукариот и прокариот. II. Роль межнуклеотидных фосфатных групп матрицы в ее связывании с ферментом // Биоорган. Химия. 1987. Т. 13. С. 58-68.

49. Abboud М.М., Sim W.J., Loeb L.A., Mildvan A.S. Apparent suicidal inactivation of DNApolymerase by adenosine 2',3'-riboepoxide 5'-triphosphate. II J. Biol. Chem. 1978. Y. 253 P. 3415-3421.

50. Podust V.N., Korobeimcheva Т.О., Nevinsky G.A., Levina A.S., Lavrik O.I. Inactivation of DNA polymerase by adenosine 2',3'-riboepoxide 5'-triphosphate allows estimation of the primers affinity. // Mol. Biol. Rep. 1990. V.14. P. 247-249.

51. Подуст B.H., Коробейничева Т.О., Невинский Г.А., Рихтер В.А., Абрамова Т.Н., Лаврик О.И. // Матрица-праймерзависимая инактивация ДНК-полимеразы а из плаценты человека -2',3'-эпоксиаденозин -5'-трифосфатом // Биоорган, химия. 1990. Т. 16. С. 226235.

52. Diffley J.F.X. Affinity labeling the DNA polymerase alpha complex. Identification of subunits containing the DNA polymerase active site and an important regulatory nucleotide-binding site//J. Biol. Chem. 1988. V. 263. P. 19126-19131.

53. Doronin S.V., Dobrikov M.I., Lavrik O.I. Photoaffinity labeling of DNA polymerase alpha DNA primase complex based on the catalytic competence of a dNTP reactive analog // FEBS Lett. 1992. V. 313. P. 31-33.

54. Fioani M., binder A.J., Hartmann G.R., Lucchini G., Plevani P. Affinity labeling of the active center and ribonucleoside triphosphate binding site of yeast DNA primase // J. Biol. Chem. 1989. V. 264. P. 2189-2194.

55. Holmes A.M., Cheriathundam E., Bollum F.J., Chang L.M. Immunological analysis of the polypeptide structure of calf thymus DNA polymerase-primase complex // J. Biol. Chem. 1986. Y. 261. P. 11924-11930.

56. Zakharova O.D., Podust V.N., Mustaev A.A., Anarbaev R.O., Lavrik O.I. Highly selective affinity labeling of DNA polymerase alpha-primase from human placenta by reactive analogs of ATP //Biochimie. 1995. V. 77. P. 699-702.

57. Arezi В., Kirk B.W., Copeland W.C., Kuchta R.D. Interactions of DNA with human DNA primase monitored with photoactivatable cross-linking agents: implications for the role of the p58 subunit//Biochemistry. 1999. V. 38. P. 12899-12907.

58. Sheaff R., Kuchta R.D. Mechanism of calf thymus DNA primase: slow initiation, rapid polymerization, and intelligent termination// Biochemistry. 1993. V. 32. P. 3027-3037.

59. Shcherbakova P.V., Pavlov Y.I. 3'—>5' exonucleases of DNA polymerases epsilon and delta correct base analog induced DNA replication errors on opposite DNA strands in Saccharomyces cerevisiae //Genetics. 1996. V. 142. P. 717-726.

60. Sabatino R.D., Myers T.W., Bambara R.A. Substrate specificity of the exonuclease associated with calf DNA polymerase // Cancer Res. 1990. V. 50. P. 5340-5344.

61. Hashimoto К., Nakashima N., Ohara Т., Maki S., Sugino A. The second subunit of DNA polymerase III (delta) is encoded by the HYS2 gene in Saccharomyces cerevisiae // Nucleic Acids Res. 1998. V. 26. P. 477-485.

62. Eissenberg J.C., Ayyagari R., Gomes X.V., Burgers P.M.J. Mutations in yeast proliferating cell nuclear antigen define distinct sites for interaction with DNA polymerase delta and DNA polymerase epsilon//Mol. Cell. Biol. 1997. V. 17. P. 6367-6378.

63. Hindges R., Hubscher U. Cloning, chromosomal localization, and interspecies interaction of mouse DNA polymerase delta small subunit (PolD2) // Genomics. 1997. V. 44. P. 45-51.

64. Kim S., Dallmann H.G., McHenry C.S., Marians K.J. Coupling of a replicative polymerase and helicase: a tau-DnaB interaction mediates rapid replication fork movement // Cell. 1996. Y. 84. P. 643-650.

65. Hindges R., Hubscher U. DNA polymerase delta, an essential enzyme for DNA transactions // J. Biol. Chem. 1997. V. 378. P. 345-362.

66. Baker T.A., Bell S.P. Polymerases and the replisome: machines within machines // Cell. 1998. V. 92. P. 295-305.

67. Burgers M. Saccharomyces cerevisiae replication factor С. II. Formation and activity of complexes with the proliferating cell nuclear antigen and with DNA polymerases delta and epsilon// J. Biol. Chem. 1991. V. 266. P. 22698-22706.

68. Podust V.N., Georgaki A., Strack В., Hubscher U. Calf thymus RF-C as an essential component for DNA polymerase delta and epsilon holoenzymes function // Nucleic Acids Res. 1992. V. 20. P. 4159-4165.

69. Sexton D.J., Berdis A.J., Benkovic S.J. Assembly and disassembly of DNA polymerase holoenzyme // Curr. Opin. Chem. Biol. 1997. V. 1. P. 316-322.

70. Lee S.-H. The 3'-5' exonuclease of human DNA polymerase delta (pol delta) is regulated by pol delta accessory factors and deoxyribonucleoside triphosphates // Nucleic Acids Res. 1993. Y. 21. P. 1935-1939.

71. Shivji M.K.K., Kenny M.K., Wood R.D. Proliferating cell nuclear antigen is required for DNA excision repair // Cell. 1992. V. 69. P. 367-374.

72. Aboussekhra A., Biggerstaff M., Shivji M.K.K., Vilpo J.A., Moncollin V., Podust V.N., Protic M., Hubscher U., Egly J.M., Wood R.D. Mammalian DNA nucleotide excision repair reconstituted with purified protein components // Cell. 1995. Y. 80. P. 859-868.

73. Budd M.E., Campbell J.L. DNA polymerases required for repair of UV-induced damage in Saccharomyces cerevisiae // Mol. Cell. Biol. 1995. V. 15. P. 2173-2179.

74. Shivji M.K.K., Podust V.N., Hubscher U., Wood R.D. Nucleotide excision repair DNA synthesis by DNA polymerase epsilon in the presence of PCNA, RFC, and RPA // Biochemisrty. 1995. V. 34. P. 5011-5017.

75. Zeng X.R., Jiang Y., Zhang S.J., Hao H., Lee M.Y.W.T. DNA polymerase delta is involved in the cellular response to UV damage in human cells // J. Biol. Chem. 1994. V. 269. P. 1374813751.

76. Kuriyan J., O'Donnel M. Sliding clamps of DNA polymerases. // J. Mol. Biol. 1993. V. 234. P. 915-925.

77. Fukuda K., Morioka H., Imajou S., Ikeda S., Ohtsuka E., Tsurimoto T. Structure-function relationship of the eukaryotic DNA replication factor, proliferating cell nuclear antigen // J. Biol. Chem. 1995. V. 270. P. 22527-22534.

78. Jonsson Z.O., Hindges R., Hubscher U. Regulation of DNA replication and repair proteins through interaction with the front side of proliferating cell nuclear antigen // EMBO J. 1998. V. 17. P. 2412-2425.

79. Mozzherin D.J., Tan C.K., Downey K.M., Fisher P.A. Architecture of the active DNA polymerase delta proliferating cell nuclear antigen template-primer complex // J. Biol. Chem. 1999. V. 274. P. 19862-19867.

80. Reems J.A., Wood S., McHenry C.S. Escherichia coli DNA polymerase III holoenzyme subunits alpha, beta, and gamma directly contact the primer-template // J. Biol. Chem. 1995. Y. 270. P.5606-5613.

81. Wold M.S., Weinberg D.H.,. Virshup D. M, Li J.J., and Kelly T.J. Identification of cellular proteins required for simian virus 40 DNA replication // J. Biol. Chem. 1989. V. 264. P. 28012809.

82. Kenny MK., Schlegel U., Furneaux H., Hurwitz J. The role of human single-stranded DNA binding protein and its individual subunits virus 40 DNA replication // J. Biol. Chem. 1990. V. 265. P. 7693-7700.

83. Philipova D., Mullen J.R., Maniar H.S., Lu J., Gu C., Brill S.J. A hierarchy of SSB protomers in replication protein A // Genes Dev. 1996. V. 10. P. 2222-2233.

84. Walther A.P., Gomes X.V., Lao Y., Lee C.G., Wold M.S. Replication protein A interactions with DNA: 1. Functions of the DNA-binding and zinc-finger domains of the 70-kDa subunit // Biochemistry. 1999. V. 38. P. 3963-3973.

85. Brill S.J., Bastin-Shanower S. Identification and characterization of the fourth single-stranded-DNA binding domain of replication protein A // Mol. Cell. Biol. 1998. V. 18. P. 72257234.

86. Kim C., Snyder R.O., Wold M.S. Binding properties of replication protein A from human and yeast cells // Mol. Cell. Biol. 1992. V. 12. P. 3050-3059.

87. Henricksen L.A., Umbricht C.B., Wold M.S. Recombinant replication protein A: expression, complex formation, and functional characterization // J. Biol. Chem. 1994. V. 269. P. 11 Hill 132.

88. Stigger E., Dean F.B., Hurwitz J., Lee S.-H. Reconstitution of functional human single-stranded DNA-binding protein from individual subunits expressed by recombinant baculviruses // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1994. V. 269. P. 579-583.

89. Mass G., Nethanel Т., Kaufmann G. The middle subunit of replication protein A contacts growing RNA-DNA primers in replicating simian virus 40 chromosomes // Mol. Cell. Biol. 1998. V. 18. P. 6399-6407.

90. Sibenaller Z.A., Sorensen B.R., Wold M.S. The 32- and 14-kilodalton subunits of replication protein A are responsible for species-specific interactions with single-stranded DNA // Biochemistry. 1998. V. 37. P. 12496-12506.

91. Bochkarev A., Bochkareva E., Frappier L., Edwards A.M. The crystal structure of the complex of replication protein A subunits RPA32 and RPA14 reveals a mechanism for single-stranded DNA binding //EMBO J. 1999. V. 18. P. 4498-4504.

92. Blackwell L.J., Borowiec J.A. Human replication protein A binds single-stranded DNA in two distinct complexes. //Mol. Cell. Biol. 1994.V. 14. P. 3993-4001.

93. Blackwell L.J., Borowiec J.A., Mastrangelo I.A. Single-stranded-DNA binding alters human replication protein A structure and facilitates interaction with DNA-dependent protein kinase // Mol. Cell. Biol. 1996. V. 16. P. 4798-4807.

94. Gomes X.V., Wold M.S. Structural analysis of human replication protein A. Mapping functional domains of the 70-kDa subunit // J. Biol. Chem. 1995. V. 270. P. 4534-4543.

95. Gomes X.V., Wold M.S. Functional domains of the 70-kilodalton subunit of human replication protein A//Biochemistry. 1996. V. 35. P. 10558-10568.

96. Bullock P.A. The initiation of simian virus 40 DNA replication in vitro II Crit. Rev. Biochem. Mol. Biol. 1997. V. 32. P. 503-568.

97. Gannon J.V., Lane D.P. p53 and DNA polymerase a compete for binding to SV40 T antigen //Nature 1987. V. 329. P. 456-458.

98. Dornreiter I., Hoss A., Arthur A.K., Fanning E. SV40 T antigen binds directly to the large subunit of purified DNA polymerase a // EMBO J. 1990. Y. 9. P. 3329-3336.

99. Collins K.L., Kelly T.J. Effects of T antigen and replication protein A on the initiation of DNA synthesis by DNA polymerase alpha-primase // Mol. Cell. Biol. 1991. V. 11. P. 21082115.

100. Dornreiter L., Erdile L.F., Gilbert I.U., von Winkler D., Kelly T.J., Fanning E. Interaction of DNA polymerase a-primase with cellular replication protein A and SV40 T antigen // EMBO J. 1992. V. 11. P. 769-776.

101. Dornreiter I., Copeland W.C., Wang T.S. Initiation of simian virus 40 DNA replication requires the interaction of a specific domain of human DNA polymerase alpha with large T antigen//Mol. Cell. Biol. 1993. V. 13. P. 809-820.

102. Murakami Y., Hurwitz J. Functional interactions between SV40 T antigen and other replication proteins the replication fork // J. Biol. Chem. 1993. V. 268. P. 11008-11017.

103. Matsumoto Т., Eki Т., Hurwitz J. Studies on the initiation and elongation reactions in the simian virus 40 DNA replication system // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1990. V. 87. P. 97129716.

104. Braun K.A., Lao Y., He Z., Ingles С .J., Wold M.S. Role of protein-protein interactions in the function of replication protein A (RPA): RPA modulates the activity of DNA polymerase a by multiple mechanisms // Biochemistry. 1997. V. 36. P. 8443-8454.

105. Zhu F.X., Biswas E.E., Biswas S.B. Purification and characterization of the DNA polymerase alpha associated exonuclease: the RTH1 gene product // Biochemistry 1997. V. 36. P. 5947-5954.

106. Biswas E.E., Zhu F.X, Biswas S.B. Stimulation of RTH1 nuclease of the yeast Saccharomyces cerevisiae by replication protein A // Biochemistry 1997. V. 36. P. 5955-5962.

107. Loor G., Zhang S.-J., Zhang P., Toomey N.L., Lee M.Y. Identification of DNA replication and cell cycle proteins that interact with PCNA //Nucleic Acids Res. 1997. V. 25. P. 5041-5046.

108. Wold M.S. Unpublished observations.

109. Coverley D., Kenny M.K., Munn M., Rupp W.D., Lane D.P., Wood R.D. Requirement for the replication protein SSB in human DNA excision repair //Nature 1991. Y. 349. P. 538-541.

110. Mu D., Park C.H., Matsunaga Т., Hsu D.S., Reardon J.T., Sancar A. Reconstitution of human DNA repair excision nuclease in a highly defined system // J. Biol. Chem. 1995. V. 270. P. 2415-2418.

111. Guzder S.N., Habraken Y., Sung P., Prakash L., Prakash S. Reconstitution of yeast nucleotide excision repair with purified Rad proteins, replication protein A, and transcription factor TFUH // J. Biol. Chem. 1995. V. 270. P. 12973-12976.

112. Mu D., Hsu D.S., Sancar A. Reaction mechanism of human DNA repair excision nuclease // J. Biol. Chem. 1996. V. 271. P. 8285-8294.

113. Li L., Lu X., Peterson C.A., Legerski R.J. An interaction between the DNA repair factor XPA and replication protein A appears essential for nucleotide excision repair II Mol. Cell. Biol. 1995. V. 15. P. 5396-5402.

114. He Z., Henricksen L.A., Wold M.S., Ingles J.C. RPA involvement in the damage-recognition and incision steps of nucleotide excision repair //Nature. 1995. V. 374. P. 566-569.

115. Matsunaga Т., Park C.-H., Bessho Т., Mu D., Sancar A. Replication protein A confers structure-specific endonuclease activities to the XPF-ERCC 1 and XPG subunits of human DNA repair excision nuclease. J. Biol. Chem. 1996. V. 271. P. 11047-11050.

116. Evans E., Moggs J.G., Hwang J.R., Egly J.M., Wood R.D. Mechanism of open complex and dual incision formation by human nucleotide excision repair factors // EMBO J. 1997. V. 16. P. 6559-6573.

117. Evans E., Fellows J., Coffer A., Wood R.D. Open complex formation around a lesion during nucleotide excision repair provides a structure for cleavage by human XPG protein // EMBO J. 1997. V. 16. P. 625-638.

118. DeMott M.S., Zigman S., Bambara R.A. Replication protein A stimulates long patch DNA base excision repair // J. Biol. Chem. 1998. V.273. P. 27492-27498.

119. Kolpashchikov D.M., Weisshart K., Nasheuer H.-P., Khodyreva S.N., Fanning E., Favre A., Lavrik O.I. Interaction of the p70 subunit of RPA with a DNA template directs p32 to the 3'-end of nascent DNA//FEBS Lett. 1999. V. 450. P. 131-134.

120. Schweizer U., Hey Т., Lipps G., Krauss G. Photocrosslinking locates a binding site for the large subunit of human replication protein A to the damaged strand of cisplatin-modified DNA // Nucleic Acids Res. 1999. V. 27. P. 3183-3189.

121. Wang J., Sattar A.K., Wang C.C., Karam J.D., Konigsberg W.H., Steitz T.A. Crystal structure of a pol alpha family replication DNA polymerase from bacteriophage RB69 // Cell. 1997. V. 89. P. 1087-1099.

122. Holm L. Sander C. DNA polymerase beta belongs to an ancient nucleotidyltransferase superfamily // Trends Biochem. Sci. 1995. V. 20. P.345-347.

123. Piersen C.E., Prasad R., Wilson S.H., Lloyd RS. Evidence for an imino intermediate in the DNA polymerase beta deoxyribose phosphate excision reaction // J. Biol. Chem. 1996. V. 271. P. 17811-17815.

124. Srivastava D.K., Evans R.K., Kumar A., Beard W.A., Wilson S.H. dNTP binding site in rat DNA polymerase beta revealed by controlled proteolysis and azido photoprobe cross-linking II Biochemistry. 1996. V. 35. P. 3728-3734

125. Wilson D.M., Thompson L.H. Life without DNA repair // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1997. V. 94. P. 12754-12757.

126. Sobol R.W., Horton J.K., Kuhn R., Gu H., Singhal R.K., Prasad R., Rajewsky K., Wilson S.H. Requirement of mammalian DNA polymerase-beta in base-excision repair // Nature. 1996. V. 379. P. 183-186.

127. Chagovetz A.M., Sweasy J.B., Preston B.D. Increased activity and fidelity of DNA polymerase beta on single-nucleotide gapped DNA // J. Biol. Chem. 1997. V. 272. P. 2750127504.

128. Prasad R., Beard W.A., Wilson S.H. Studies of gapped DNA substrate binding by mammalian DNA polymerase beta. Dependence on 5'-phosphate group // J. Biol. Chem. 1994. V. 269. P. 18096-18101.

129. Singhal R.K., Prasad R., Wilson S.H. DNA polymerase beta conducts the gap-filling step in uracil-initiated base excision repair in a bovine testis nuclear extract // J. Biol. Chem. 1995. Y. 270. P. 949-957.

130. Narayan S., He F., Wilson S.H. Activation of the human DNA polymerase beta promoter by a DNA-alkylating agent through induced phosphorylation of cAMP response element-binding protein-1 // Biol. Chem. 1996. V. 271. P. 18508-18513.

131. Klungland A., Lindahl T. Second pathway for completion of human DNA base excision-repair: reconstitution with purified proteins and requirement for DNase IV (FEN1) // EMBO J. 1997. V. 16. P. 3341-3348.

132. Beard W.A., Wilson S.H. Structural insights into DNA polymerase beta fidelity: hold tight if you want it right // Chem. Biol. 1998. V. 5. R7-R13.

133. Hoffmann J.S., Pillaire M.J., Maga G., Podust V., Hubscher U., Villani G. DNA polymerase beta bypasses in vitro a single d(GpG)-cisplatin adduct placed on codon 13 of the HRAS gene // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1995. V. 92. P. 5356-5360.

134. Nowak R., Woszczynski M., Sieelecki J.A. Changes in the DNA polymerase beta gene expression during development of lung, brain, and testis suggest an involvement of the enzyme in DNA recombination//Exp. Cell Res. 1990. V. 191. P. 51-56.

135. Sweasy J.B., Chen M., Loeb L.A. DNA polymerase beta can substitute for DNA polymerase I in the initiation of plasmid DNA replication // J. Bacteriol. 1995. V. 177. P.2923-2925.

136. Kumar A., Widen S.G., Williams K.R., Kedar P., Karpel R.L., Wilson S.H. Studies of the domain structure of mammalian DNA polymerase beta. Identification of a discrete template binding domain //J. Biol. Chem. 1990. V. 265. P. 2124-2131.

137. Prasad R., Kumar A., Widen S.G., Casas-Finet J.R., Wilson S.H. Identification of residues in the single-stranded DNA-binding site of the 8-kDa domain of rat DNA polymerase beta by UV cross-linking // J. Biol. Chem. 1993. V. 268. P. 22746-22755.

138. Lavrik O.I., Zakharenko A.L., Prasad R., Vlasov V.A., Bogachev V.S., Favre A. dNTP, covalently bound to DNA polymerases through a base, active in nucleotidyl transfer reactions

139. Mol. Biol. (Mosk). 1998. V. 32. P. 621-628.

140. Clark J.M. Novel non-templated nucleotide addition reactions catalyzed by procaryotic and eucaryotic DNA polymerases // Nucleic Acids Res. 1988. V. 16. P.9677-9686.

141. Stukenberg P.Т., Studwell-Vaughan P.S., O'Donnell M. Mechanism of the sliding beta-clamp of DNA polymerase III holoenzyme // J. Biol. Chem. 1991. V. 266. P. 11328-11334.

142. Yao N., Turner J., Kelman Z. Clamp loading, unloading and intrinsic stability of the PCNA, beta and gp45 sliding clamps of human, E. coli and T4 replicases // Genes Cells. 1996. V. LP. 101-113.

143. Kong X.-P., Onrust R., O'Donnel M., Kuriyan J. Three-dimensional structure of the beta subunit of E. coli DNA polymerase III holoenzyme: a sliding DNA clamp // Cell. 1992. V. 69. P. 425-437.

144. Zhang P., Sun Y., Hsu H., Zhang L., Zhang Y., Lee M.Y.W.T. The interdomain connector loop of human PCNA is involved in a direct interaction with human polymerase delta// J. Biol. Chem. 1998. V. 273. P. 713-719.

145. Oku Т., Ikeda S., Sasaki H., Fukuda K., Morioka H., Ohtsuka E., Yoshikawa H., Tsurimoto T. Functional sites of human PCNA which interact with p21 (Cipl/Wafl), DNA polymerase delta and replication factor С // Genes Cells. 1998. Y. 3. P. 357-369.

146. Naktinis V., Turner J., O'Donnell M. A molecular switch in a replication machine defined by an internal competition for protein rings // Cell. 1996. V. 84. P. 137-145.

147. Arroyo M.P., Downey K.M., So A.G., Wang T.S.-F. Schizosaccharomyces pombe proliferating cell nuclear antigen mutations affect DNA polymerase delta processivity // J. Biol. Chem. 1996. V. 271. P. 15971-15980.

148. MacNeil S.A., Moreno S., Reynoldes N., Nurse P., Fpantes P.A. The fission yeast Cdcl protein, a homologue of the small subunit of DNA polymerase delta, binds to Pol3 and Cdc27 // EMBO J. 1996. V. 15. P. 4613-4628.

149. Brown W., Campbell J.L. Interaction of proliferating cell nuclear antigen with yeast DNA polymerase delta// J. Biol. Chem. 1993. V. 268. P. 21706-21710.

150. Zhou J.-Q., He H., Tan C.-K., Downey K.M., So A.G. The small subunit is required for functional interaction of DNA polymerase delta with the proliferating cell nuclear antigen // Nucleic Acids Res. 1997. V. 25.P. 1094-1099.

151. Podust V., Mikhailov V., Georgaki A., Hubscher U. DNA polymerase delta and epsilon holoenzymes from calf thymus // Chromosoma. 1992. V. 102. P. 133-141.

152. Celis J.E., Madsen P. Increased nuclear cyclin/PCNA antigen staining of non S-phase transformed human amnion cells engaged in nucleotide excision DNA repair // FEBS Lett. 1986. Y. 209. P. 277-283.

153. Toschi L., Bravo R. Changes in cyclin/proliferating cell nuclear antigen distribution during DNA repair synthesis // J. Cell. Biol. 1988. V. 107. P. 1623-1628.

154. Nichols A.F., Sancar A. Purification of PCNA as a nucleotide excision repair protein // Nucleic Acids Res. 1992. V. 20. P. 2441-2446.

155. Matsumoto Y., Kim K., Bogenhagen D.F. Proliferating cell nuclear antigen-dependent abasic site repair in Xenopus laevis oocytes: an alternative pathway of base excision DNA repair //Mol. Cell. Biol. 1994. V. 14. P. 6187-6197.

156. Umar A., Buermeyer A.B., Simon J.A., Thomas D.C., Clark A.B., Liskay R.M., Kunkel T.A. Requirement for PCNA in DNA mismatch repair at a step preceding DNA resynthesis // Cell. 1996. V. 87. P. 65-73.

157. Ayyagari R., Impellizzeri K.J., Yoder B.L., Gary S.L., Burgers P.M.J. A mutational analysis of the yeast proliferating cell nuclear antigen indicates distinct roles in DNA replication and DNA repair// Mol. Cell. Biol. 1995. V. 15. P. 4420-4429.

158. Kelman Z. PCNA: structure, functions and interactions // Oncogene. 1997. V. 14. P. 629640.

159. Lieber M.R. The FEN-1 family of structure-specific nucleases in eukaryotic DNA replication, recombination and repair // BioEssays. 1997. V. 19. P. 233-240.

160. Tinker R.L., Kassavetis G.A., Geiduschek E.P. Detecting the ability of viral, bacterial and eukaryotic replication proteins to track along DNA // EMBO J. 1994. V. 13. P. 5330-5337.

161. Tsurimoto Т., Stillman B. Multiple replication factors augment DNA synthesis by the two eukaryotic DNA polymerases, alpha and delta // EMBO J. 1989 V. 8. P. 3883-3889.

162. Lee S.H., Kwong A.D., Pan Z.Q., Hurwitz J. Studies on the activator 1 protein complex, an accessory factor for proliferating cell nuclear antigen-dependent DNA polymerase delta // J. Biol. Chem. 1991 V. 266. P. 594-602.

163. Chen M., Pan Z.Q. Hurwitz J. Studies of the cloned 37-kDa subunit of activator 1 (replication factor C) of HeLa cells // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1992. V. 89. P. 5211-5215.

164. Chen M., Pan Z.Q., Hurwitz J. Sequence and expression in Escherichia coli of the 40-kDa subunit of activator 1 (replication factor C) of HeLa cells // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1992. V. 89. P. 2516-2520.

165. Burbelo P.D., Utani A., Pan Z.Q. Yamada Y. Cloning of the large subunit of activator 1 (replication factor C) reveals homology with bacterial DNA ligases // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1993. V. 90. P. 11543-11547.

166. Bunz F., Kobayashi R., Stillman B. cDNAs encoding the large subunit of human replication factor С // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1993. V. 90. P. 11014-11018.

167. Podust Y.N., Hubscher U. Lagging strand DNA synthesis by calf thymus DNA polymerases alpha, beta, delta and epsilon in the presence of auxiliary proteins // Nucleic Acids Res. 1993. V. 27. P. 841-846.

168. Podust L.M., Podust V.N., Floth C., Hubscher U. Assembly of DNA polymerase delta and epsilon holoenzymes depends on the geometry of the DNA template // Nucleic Acids Res. 1994. V. 22. P. 2970-2975.

169. Uhlmann F., Cai J., Flores-Rozas H., Dean F.B., Finkelstein J., O'Donnell M. Hurwitz J. In vitro reconstitution of human replication factor С from its five subunits // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1996. V. 93. P. 6521-6526.

170. Podust V.N., Fanning E. Assembly of functional replication factor С expressed using recombinant baculoviruses //J. Biol. Chem. 1997. V. 272. P. 6303-6310.

171. Li X., Burgers P.M. Molecular cloning and expression of the Saccharomyces cerevisiae RFC3 gene, an essential component of replication factor С // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1994. V. 91. P. 868-872.

172. Kolpashchikov D.M., Hughes P., Favre A., Baldacci G., Lavrik O.I. Localization of the large subunit of replication factor С near the 5' end of DNA primers. // J. Mol. Recognit. 2001. V. 14. P. 239-244.

173. Mossi R., Keller R.C., Ferrari E., Hubscher U. DNA polymerase switching: II. Replication factor С abrogates primer synthesis by DNA polymerase a at critical length. // J. Mol. Biol.2000. V. 295. P. 803-814.

174. Lavrik O.I., Prasad R., Sobol R.W., Horton J.K., Ackerman E.J., Wilson S.H. Photoaffinity labeling of mouse fibroblast enzymes by a base excision repair intermediate // J. Biol. Chem.2001. V. 276. P. 25541-25548.

175. Колпащиков Д.М., Пестряков П.Е., Власов В.А., Ходырева С.Н., Лаврик О.И. Исследование взаимодействия репликативного белка А человека с ДНК с применением новых фотореакционноспособных аналогов ТТР //Биохимия. 2000. Т. 65. С. 194-198.

176. Levina A.S., Berezovskii M.V., Yenjaminova A.G., Dobrikov M.I., Repkova M.N., Zaritova V.F. Photomodification of RNA and DNA fragments by oligonucleotide reagents bearing arylazide groups // Biochimie. 1993. V. 75. P. 25-27.

177. Beard W.A., Wilson S.H. Purification and domain-mapping of mammalian DNA polymerase beta // Methods Enzymol. 1995. V. 262. P. 98-107.

178. Prasad R., Dianov G.L., Bohr V.A., Wilson S.H. FEN1 stimulation of DNA polymerase beta mediates an excision step in mammalian long patch base excision repair // J. Biol. Chem. 2000. V. 275. P. 4460-4466.

179. Strauss P.R., Beard W.A., Patterson T.A., Wilson S.H. Substrate binding by human apurinic/apyrimidinic endonuclease indicates a Briggs-Haldane mechanism // J. Biol. Chem. 1997. V. 272. P. 1302-1307.

180. Laemmli U.K. Cleavage of Structural Proteins During the Assembly of the Head of Bacteriophage T4 // Nature. 1970. V. 277. P. 680-685.

181. Sambrook J., Fritsch E.F., Maniatis Т., // Molecular cloning: A laboratory Manual (2nd ed.). Cold Spring Harbor Laboratory Press, Cold spring Harbor, N.Y. 1989.

182. Sobol R.W., Prasad R., Evenski A., Baker A., Yang X.P., Horton J.K., Wilson S.H. The lyase activity of the DNA repair protein beta-polymerase protects from DNA-damage-induced cytotoxicity // J. Biol. Chem. 2001. V. 276. P. 25541-25548.

183. Doetsch P. W. What's old is new: an alternative DNA excision repair pathway // Trends Biochem. Sci. 1995. V. 20. P. 384-386.

184. Kim K., Biade S. Matsumoto Y. Involvement of flap endonuclease 1 in base excision DNA repair//J. Biol. Chem. 1998. V. 273. P. 8842-8848.

185. Kelly R.B., Atkinson M.R., Huberman J.A., Romberg A. // Nature. 1969. V. 224. P. 495.

186. Wang T.S., Korn D. Reactivity of KB cell deoxyribonucleic acid polymerases alpha and beta with nicked and gapped deoxyribonucleic acid //Biochemistry. 1980. V. 19. P. 1782-1790.

187. Baker Т., Kornberg A. DNA Replication (2nd ed). W. H. Freeman, N.Y. 1992.

188. Rambaugh J.A., Murante R.S., Shi S., Bambara R.A. Creation and removal of embedded ribonucleotides in chromosomal DNA during mammalian Okazaki fragment processing. // J. Biol. Chem. 1997. V. 272. P. 22591-22599.

189. Rambaugh J.A., Henricksen L.A., DeMott M.S., Bambara R.A. Cleavage of substrates with mismatched nucleotides by Flap endonuclease-1. Implications for mammalian Okazaki fragment processing. // J. Biol. Chem. 1999. V. 274. P. 14602-14608.

190. Doronin S.V., Dobrikov M.I., Buckle M., Roux P., Buc H., Lavrik O.I. Affinity modification of human immunodeficiency virus reverse transcriptase and DNA template by photoreactive dCTP analogs // FEBS Letters. 1994. V. 354. P. 200-202;

191. Schuster G.B., Platz M.S. Photochemistry of phenyl azides // Advances in photochem. 1992. V. 17. P. 69-143.

192. Mass G., Nethanel Т., Lavrik OI., Wold MS., Kaufmann G. Replication protein A modulates its interface with the primed DNA template during RNA-DNA primer elongation in replicating SV40 chromosomes // Nucleic Acids Res. 2001. V. 29. P. 3892-3899.

193. Wold M.S. Replication protein A: a heterotrimeric, single-stranded DNA-binding protein required for eukaryotic DNA metabolism //Annu. Rev. Biochem. 1997. V. 66. P. 61-92.

194. Iftode C., Daniely Y., Borowiec J.A. Replication protein A (RPA): the eukaryotic SSB // Crit. Rev. Biochem. Mol. Biol. 1999. V. 34. P.141-180.

195. Kolpashchikov D.M., Khodyreva S.N., Khlimankov D.Yu., Wold M.S., Favre A., Lavrik O.I. Polarity of human replication protein A binding to DNA // Nucleic Acids. Res. 2001. V. 29. P.373-379.

196. Колпащиков Д.М., Ходырева C.H., Лаврик О.И. Репликативный фактор А связывает одноцепочечную ДНК полярно // Докл. Акад. Наук. 2000. Т. 372. С. 824-826.

197. Nethanel Т., Reisfeld S., Dinter-Gottlieb G., Kaufmann G. An Okazaki piece of simian virus 40 may be synthesized by ligation of shorter precursor chains // J. Virol. 1988. V.62. P. 2867-2873.

198. Nethanel Т., Zlotkin Т., Kaufmann G. Assembly of simian virus 40 Okazaki pieces from DNA primers is reversibly arrested by ATP depletion // J. Virol. 1992. V.66. P. 6634-6640.

199. Georgaki A., Strack В., Podust V., Hubscher U. DNA unwinding activity of replication protein A. // FEBS Lett. 1992. V. 308. P. 240-244.

200. Teuner K. Replication protein A induced the unwinding of long double-stranded DNA regions// J. Mol. Biol. 1996. V. 259. P. 104-112.

201. Iftode C. Unwinding of origin-specific structures by human replication protein A occurs in a two-step process //Nucleic Acids Res. 1998. V. 26. P. 5636-5643.

202. Iftode C., Borowiec J.A. 5' --> 3' molecular polarity of human replication protein A (hRPA) binding to pseudo-origin DNA substrates // Biochemistry. 2000. V. 39. P. 11970-11981.

203. Wood R.D. DNA repair in eukaryotes //Annu. Rev. Biochem. 1996. V. 65. P. 135-167.

204. De Laat W.L., Appeldorn E., Sugasawa K., Weterings E., Jaspers N.G.J., Hoeijmakers J.H.J. DNA-binding polarity of human replication protein A positions nucleases in nucleotide excision repair // Genes and Development. 1998. V. 12. P. 2598-2609.

205. Wilson S.H. Mammalian base excision repair and DNA polymerase beta // Mutat. Res.1998. V. 407. P. 203-215.

206. Srivastava D.K., Berg B.J., Prasad R., Molina J.T., Beard W.A., Tomkinson A.E., Wilson S.H. Mammalian abasic site base excision repair. Identification of the reaction sequence and rate-determining steps // J. Biol. Chem. 1998. V. 273. P. 21203-21209.

207. Dianov G.L., Prasad R., Wilson S.H., Bohr V.A. Role of DNA polymerase beta in the excision step of long patch mammalian base excision repair // J. Biol. Chem. 1999. V. 274. P. 13741-13743.

208. Lao Y., Gomes X.Y., Ren Y., Taylor J.-S., Wold M.S. Replication protein A interactions with DNA. III. Molecular basis of recognition of damaged DNA // Biochemistry. 2000. V. 39. P. 850-859.

209. Wang T.S.-F. // DNA Replication in Eukaryotic Cells / Ed. De Pamphilis. Cold Spring Harbor, N-Y;Cold Spring Harbor Laboratory Press. 1996. P. 461-493.

210. Pont K.G., Dawson R.J., Carrol D. Intermediates in extrachromosomal homologous recombination in Xenopus laevis oocytes: characterization by electron microscopy // EMBO J. 1993. V. 12. P. 23-34.

211. Wu X., Wilson Т.Е., Lieber M.R. A role for FEN-1 in nonhomologous DNA end joining: the order of strand annealing and nucleolytic processing events. Proc. Natl. Acad. Sci. USA.1999. V. 96. P. 1303-1308.

212. Harrington J.J., Lieber M.R. The characterization of a mammalian DNA structure-specific endonuclease // EMBO J. 1994. V. 13. P. 1235-1246.

213. Harrington J.J., Lieber M.R. DNA structural elements required for FEN-1 binding // J. Biol. Chem. 1995. V. 270. P. 4503-4508.

214. Frosina G., Fortini P., Rossi O., Carrozzino A., Raspaglio G., Cox L.S., Lane D.P., Abbondandolo A., Dogliotti E. Two pathways for base excision repair in mammalian cells // J. Biol. Chem. 1996. Y. 271. P. 9573-9578.

215. Biade S., Sobol R.W., Wilson S.H., Matsumoto Y. Impairment of proliferating cell nuclear antigen-dependent apurinic/apyrimidinic site repair on linear DNA // J. Biol. Chem. 1998. V. 273. P. 898-902.

216. Fortini P., Parlanti E., Sidorkina O.M., Laval J., Dogliotti E. The type of DNA glycosylase determines the base excision repair pathway in mammalian cells // J. Biol. Chem. 1999. V. 274. P. 15230-15236.

217. Maga G., Frouin I., Spadari S., Hubscher U. Replication protein A as a "fidelity clamp" for DNA polymerase alpha// J. Biol. Chem. 2001. V. 276. P. 18235-18242.

218. Matsumoto Y., Bogenhagen D.F. Repair of a synthetic abasic site in DNA in a Xenopus laevis oocyte extract // Mol. Cell. Biol. 1989. V. 9. P. 3750-3757.

219. MatsumotoY., Bogenhagen D.F. Repair of a synthetic abasic site involves concerted reactions of DNA synthesis followed by excision and ligation. // Mol. Cell. Biol. 1991. V. 11. P. 4441-4447.

220. Matsumoto Y., Kim K. Excision of deoxyribose phosphate residues by DNA polymerase beta during DNA repair // Science. 1995. V. 269. P. 699-702.

221. Sobol R.W., Prasad R., Evenski A., Baker A., Yang X.P., Horton J.K., Wilson S.H. The lyase activity of the DNA repair protein beta-polymerase protects from DNA-damage-induced cytotoxicity // Nature. 2000. V. 405. P. 807-810.1. БЛАГОДАРНОСТИ

222. Автор благодарен Невинскому Георгию Александровичу, Буневой Валентине Николаевне, Канышковой Татьяне Геннадьевне и Семенову Дмитрию Владимировичу за помощь в течение первых лет научной работы и формирование научного мышления автора.

223. Особая благодарность Карповой Галине Георгиевне за внимательное прочтение работы и ценные советы и замечания, которые помогли правильно и логично оформить научные результаты.

224. Автор глубоко благодарен научным руководителям Речкуновой Надежде Ивановне и Ольге Ивановне Лаврик, благодаря которым были сформулированы и реализованы идеи данной работы.