Ферроцены как металлоорганические субстраты пероксидазы тема автореферата и диссертации по химии, 02.00.15 ВАК РФ

Список сокращений

Введение

Литературный обзор

1 Общие физико-химические свойства пероксидазы из корней хрена

1.1 Изоферментный состав пероксидазы

1.2 Аминокислотный состав

1.3 Углеводный состав

1.4 Сравнение каталитической активности различных изоферментов

2 Физико-химические свойства окисленных форм пероксидазы -соединения I и соединения II

2.1 Строение соединения I

2.2 Образование соединения I

2.3 Реакции соединения I

2.4 Строение соединения II и его реакционная способность

2.5 Окислительно-восстановительные потенциалы соединений I и II

3 Феррофермент

4 Кинетика пероксидазного цикла

4.1 Пероксидазный цикл одноэлектронного окисления

4.2 Пероксидазный цикл двухэлектронного окисления

5 Функциональная важность отдельных компонентов пероксидазы для катализа

5.1 Роль ионов Са2+в пероксидазном катализе

5.2 Ш

5.3 Туг-185 и А^

5.4 Ш8

5.5 А^

6 Инактивация пероксидазы пероксидом водорода

7 Нетрадиционные субстраты пероксидазы 40 7.1 Неорганические и металлоорганические вещества - потенциальные субстраты пероксидазы для создания биосенсоров

7.2 Субстраты в реакции усиленной хемилюминисценции

Результаты и их обсуждение

Исследование реакции окисления ферроценов пероксидом водорода, катализируемой пероксидазой

8.1 Определение стехиометрии реакции окисления ферроценов пероксидом водорода, катализируемой пероксидазой

8.2 Инактивация пероксидазы под действием Н2О2 в реакции окисления ферроцена и его производных

Стационарная кинетика катализируемого пероксидазой окисления ферроцена и его производных под действием Н2О

9.1 Определение кинетического порядка реакции окисления ферроценов, катализируемой пероксидазой

9.2 Влияние поверхностно активных веществ на кинетику окисления ферроценов

9.3 Эффект поверхностного заряда мицелл на кинетику ферментативного окисления ферроценов

9.4 Обсуждение механизма пероксидазного окисления ферроценов

9.5 Определение константы скорости самообмена для пары ПХ / ПХ

Реакционная способность сединений I и II пероксидазы по отношению ферроценам

10.1 Изучение взаимопревращений различных форм пероксидазы под действием ферроценов

10.2 Кинетика окисления ферроценкарбоновой кислоты и диметиламинометилферроцена соединениями I и II

10.3 Кинетика катализируемого пероксидазой окисления ферроценкарбоновой кислоты и диметиламинометилферроцена в стационарных условиях

10.4 Сравнениие реакционной способности ферроценов с другими субстратами пероксидазы

10.5 Влияние термодинамических и стерических факторов на скорость пероксидазного катализа окисления ферроценов 84 Энантиоселективное окисление ферроценов, катализируемое пероксидазой 87 Пероксидаза из корней хрена с модифицированым гемином в активном центре

12.1 Синтез конъюгата ферроцен-гемин

12.2 Реконструирование апо-ПХ с модифицированным гемин хлоридом

12.3 Электрохимические свойства Бс-ПХ и Бсг-ПХ

12.4 Каталитическая активность реконструированной пероксидазы

12.5 Структурное моделироввание строения Рс-ПХ

12.6 Анализ возросшей реакционной способности модифицированного фермента по отношению к искусственным субстратам

Экспериментальная часть

Материалы

13.1 Реагенты

13.2 Приготовление растворов 109 Методы

14.1 Кинетические и спектрофотометрические измерения

14.2 Определение стехиометрии реакции окисления ферроценов пероксидом водорода, катализируемой пероксидазой

14.3 Исследование связывания ферроценов с мицеллами ПАВ

14.4 Изучение реакционной способности соединения I и соединения II по отношению к ферроценам

14.4.1 Приготовление растворов субстратов и соединений I и II

14.4.2 Проведение кинетичесикх измерений методом остановленной струи

14.4.3 Кинетические измерения в условиях стационарной кинетики

14.5 Энантиоселективный катализ пероксидазой окисления планарно хиральных ферроценов

14.6 Создание реконструированной пероксидазы

14.6.1 Приготовление коньюгатов

14.6.2 Встраивание модифицированного гемина в апо-пероксидазу

14.6.3 Экстрагирование модифицированного гемина из реконструированной пероксидазы

14.6.4 Изучение кинетики реакций окисления катализируемых модифицированным ферментом

14.6.5 Моделирование структуры Рс-ПХ

Выводы

Выводы

1. Ферроцены являются реакционноспособными субстратами пероксидазы, причем продукты их окисления - катионы феррициния - не инактивируют фермент. Реакция катализируемого пероксидазой окисления ферроценов протекает в стехиометрическом соотношении [КРс]:[Н2Ог] = 2:1 и имеет строгий первый порядок по ПХ и ИРс.

2. Стационарная кинетика катализируемого пероксидазой окисления н-алкилфероценов (алкил = Н, Ме, Е^ Ви и С5Нц) под действием Н2О2 в катионы феррициния исследована в мицеллах тритона Х-100, ЦТАБ и ДСН (рН 6.0, 25 °С). Константы скорости 2-го порядка к уменьшаются с ростом длины Ы, что сопровождается увеличением их формального редокс потенциала Е°'. Увеличение концентрации ПАВ снижает константы скорости к из-за непродуктивного связывания ИРс. Согласно псевдофазной модели мицеллярного катализа Березина окисление протекает исключительно в водной фазе и истинные константы скорости кв равны 1.9x105, 2.7x104 и 5.9x103 М1 с1 для НЕс, Е1Рс и н-ВиРс, соответственно.

3. Впервые измерены константы скорости реакций соединений ПХ-1 и ПХ-Н с водорастворимыми ферроценами ИР с (II = СООН и СНгКМег), которые для ПХ-1 равны 1.00x106 и 0.27x106 М"1 с1, а для ПХ-И - 1.1х104 и 0.25x104 М1 с1 соответственно. Константы скорости, полученные в стационарных условиях, говорят о том, что в этом случае скорость процесса лимитирует перенос электрона с субстрата на ПХ-Н.

4. Под действием Н2О2 Я- и Л-энантиомеры 2-метилферроценкарбоновой кислоты превращаются в катионы феррициния в присутствии ПХ и ХЛП. При катализе ПХ реакция имеет первый порядок по и Л-энантиомерам (у=/с[ПХ][ЯРс]), а в случае ХЛП реализуется кинетика Михаэлиса-Ментен. Наблюдаемая только в случае ПХ энантиоселективность зависит от рН, причем эффект максимален при рН 7. Константы скорости окисления Я- и ^-энантиомеров соответственно равны 4.6x104 и 2.5x104 М"1 с-1.

5. Катализируемое пероксидазой окисление ферроценов является термодинамически и стерически контролируемым процессом. Перенос электрона с молекулы ферроцена на окисленную форму пероксидазы протекает по внешнесферному механизму. Расстояния, на которые переносится электрон, определяются прежде всего геометрией субстрата и увеличиваются с ростом числа заместителей в производных ферроцена.

6. Модификация гемин хлорида под действием аминометилферроцена карбодиимимидным методом дает два продукта с моно- и бис-амидированными остатками пропионовой кислоты. Моноамидированный конъюгат встроен в апо-пероксидазу с образованием каталитически и электрохимически активного реконструированного фермента с измененной субстратной специфичностью. Активность модифицированного фермента по отношению к водорастворимым ферроценам даже выше при низких концентрациях последних по сравнению с нативным ферментом. При этом в случае модифицированного фермента наблюдается насыщение при высоких концентрациях ферроценов. Методом структурного моделирования предложено строение центра связывания модифицированного фермента с ферроценовыми субстратами.

Заключение

Таким образом, результаты изучения кинетики окисления ферроценов показали, что эти вещества оказались весьма реакционноспособными субстратами пероксидазы, причем продукты их окисления - катионы феррициния - не инактивируют фермент. На основании изучения влияния термодинамических

Экспериментальная часть

13 Материалы

13.1 Реагенты.

В работе использовались пероксидаза из корней хрена (R/Z = 3.0) (Диа-М), ферроцен и н-бутилферроцен (Aldrich), этилферроцен (Strem Chemicals), ферроценкарбоновая кислота (Fluka). н-Пентилферроцен был приготовлен согласно методике [174]. Все остальные производные ферроцена, используемые в данной работе, были любезно предоставлены к.х.н. Решетовой М. Д. Соответствующие феррициниевыые соли RFc+PFe" где R - H, Me, Et, н-Bu и н-CsHi i были приготовлены согласно методу, описанному в литературе [175]. Коэффициенты экстинкции для данных солей и соответственно равны 260 (617 нм), 296 (623 нм), 310(622 нм), 242 (619 нм) и 128 М1 см-1 (623 нм). Коэффициенты экстинкции для остальных замещенных ферроценов определяли титрованием пероксидом водорода.

Поверхностно-активные вещества ЦТАБ, ДСН и тритон Х-100 были получены из Merck, Serva и Sigma, соответственно.

Трис(гидроксиметил)аминометан (Трис), K4[Fe(CN)6], Н202, К2НР04, КН2Р04, KCl, K2S04, HCl, высокой степени очистки (Реахим).

13.2 Приготовление растворов

Растворы Н2О2 готовили разведением запасного 30% раствора дистиллированной водой. Концентрацию Н2О2 в растворе определяли при помощи катализируемого пероксидазой окисления иодида [155] и контролировали спектрофотометрически на длине волны 230 нм (72.8 М-1 см1).

Растворы пероксидазы готовили по навеске. Концентрацию контролировали спектрофотометрически на длине волны 403 нм. (s = 1.02х105 М"1 см"1) [19].

14 Методы

14.1 Кинетические и спектрофотометрические измерения

Все спектрофотометричекие измерения и измерения скоростей реакций в условиях стационарной кинетики проводились на двухлучевом спектрофотометре БЫтасЬи ЦУ-160А, оборудованном шестипозиционной термостатируемой приставкой СР8-240А. За протеканием реакций окисления ферроценов следили по увеличеню оптической плотности на длине волны соответствующей максимуму поглощения продуктов окисления - ионов феррициния. При изучении стационарной кинетики окисления наблюдения за изменением оптической плотности продолжали до тех пор, пока не прореагировало приблизительно 60% всего субстрата. Во всех экспериментах линейная зависимость оптической плотности от времени наблюдалась до 55% превращения исходного субстрата. Тангенс угла наклона этой зависимости представляет собой стационарную скорость реакции.

14.2 Определение стехиометрии реакции окисления ферроценов пероксидом водорода, катализируемой пероксидазой.

Растворы ферроценов в водной среде были приготовлены следующим образом. Навеска ферроцена (0.0232 г, 0.12 ммоль) была добавлена к 50 мл мицеллярного раствора тритона Х-100 (0.04 М) в 0.1 М фосфатном буфере (рН 6.0). После двух часов перемешивания ферроцен полностью растворялся, и его концентрация равнялась 0.0025 М. Раствор этилферроцена был приготовлен таким же образом. Но в этом случае требовалось только 20 мин перемешивания, чтобы достичь [Е1Бс] = 0.008 М.

Реакция проводилась в кварцевой кювете с длиной оптического пути 1 см. Реакционная смесь состояла из 1.7 мл раствора ферроцена (0.0025 М), 276 мкл раствора тритона Х-100 (0.04 М), и 14 мкл раствора Н2О2 (0.011 М). Ферментативная реакция инициировалась добавлением 10 мкл раствора пероксидазы (2.05x10 5 М). После того как весь добавленный пероксид водорода вступал в реакцию, в кювету с реакционной смесью добавляли новую порцию Н2О2 (14 мкл). В случае этилферроцена смесь содержала 1.25 мл Е1Бс (0.008 М), 697 мкл тритона Х-100 (0.04 М), и 42 мкл Н202 (0.011 М).

14.3 Исследование связывания ферроценов с мицеллами ПАВ

Спектрофотометрические эксперименты по изучению процессов связывания ферроцена и н-бутилферроцена с мицеллами ЦТАБ проводились следующим образом. 0.0139 г (0.057 ммоль) н-бутилферроцена растворяли в 60 мл раствора ЦТАБ (0.014 М) при рН 6.0 (фосфатный буфер). Оптическая плотность 0.14 мМ раствора н-бутилферроцена измерялась на длине волны 220 нм в диапазоне концентраций ЦТАБ 2.1-60 мМ. Для изменения концентрации ПАВ использовали запасной раствор [ЦТАБ] = 0.1 М. Эксперименты по изучению связывания ферроцена с мицеллами ЦТАБ проводились аналогичным образом

14.4 Изучение реакционной способности соединения I и соединения II по отношению к ферроценам

14.4.1 Приготовление растворов субстратов и соединений I и II

Растворы FcCOOH и FcCH2NMe2 были приготовлены по навеске и их концентрации проверялись спектрофотометрически. Коэфициенты экстинкции s (Хмакс нм) для FcCOOH и FcCH2NMe2 соответственно равны 238(439) и 150(428) М1 см1. Растворы ферроцианида калия были приготовлены по навеске не более чем за час до использования и защищались от света. Используемая для приготовления рабочих растворов вода была очищена на системе Milippore Mili-Q.

Продажный препарат пероксидазы российской фирмы Диа-М содержит примеси, которые являются причиной быстрого спонтанного разложения окисленных форм фермента - соединения I и соединения II. Поэтому перед проведением кинетических исследований фермент был дополнительно очищен при помощи диализа (150:1 избыток деионизированной воды) в течение 18 часов при 4 °С, причем вода менялась каждые 9 часов. Свежий раствор ПХ был смешан с одним эквивалентом Н2О2 и выдержан в течение ночи при 4 °С. Это позволило избавится от всех примесей, способных восстанавливать окисленную форму пероксидазы. Значения R/Z всех запасных растворов фермента равнялись 3.1.

Соединение I пероксидазы (ПХ-I) было получено добавлением одного эквивалента пероксида водорода к раствору нативного фермента [176]. По причине крайней неустойчивости соединения II при рН ниже 8.0, раствор ПХ-П был приготовлен в 2.5 мМ Трис/HCl буфере при рН 9.0. Во всех экспериментах, где измерялась реакционная способность соединения II, использовался метод мгновенного изменения рН [177]. Соединение II получали восстановлением соединения I стехиометрическим количеством K4[Fe(CN)6] [19]. Чтобы проследить за устойчивостью соединений I и II, были прописаны электронные спектры их растворов с интервалом 1 мин. Оказалось, что 1 цМ растворы каждого из соединений не подвергаются никаким изменениям по крайней мере в течение 4 мин. При более высоких концентрациях пероксидазы стабильность этих соединений уменьшается [177].

14.4.2 Проведение кинетичесикх измерений методом остановленной струи.

Все измерения быстрой кинетики проводились с использованием приборов Union Giken Rapid Reaction Analyzer модель RA-601 и Applied Photophysics Stopped-Flow Instrument. Кинетические измерения проводились при 25 °С, ионной силе 0.1 М и рН 6.0. Конечные концентрации ПХ, ПХ-I и ПХ-П равнялись 1.0 цМ. Для поддержания рН растворов использовали фосфатный буфер. Для поддержания постоянной ионной силы использовали K2S04. Чтобы гарантировать условия псевдо-первого порядка, концентрации FcCOOH и FcCH2NMe2 варьировались от 20 до 100 цМ. За восстановлением соединения I следили на длине волны 411 нм (изобестическая точка между ПХ и ПХ-П) с шириной щели 3.5 нм. В обычном эксперименте 5 мл свежеприготовленного раствора ПХ-I помещали в одно отделение прибора, а буферный раствор субстрата в другое. За ходом восстановления соединения II следили на длине волны 427 нм (изобестическая точка между ПХ и ПХ-I). Как уже отмечалось выше, при исследовании реакционной способности соединения II использовали метод мгновенного изменения рН. Суть этого метода состоит в следующем: 5 мл свежеприготовленного раствора ПХ-П в Трис/HCl буфере (2.5 мМ, рН 9.0) были помещены в одно отделение прибора, а в другое отделение был помещен раствор субстрата в 0.1 М фосфатном буфере (рН 6.0). Таким образом, за счет большой разницы буферной емкости растворов при мгновенном смешивании рН смеси равнялся 6.0.

Скорости спонтанного разложения соединений I и II были незначительны по сравнению со скоростями их восстановления под действием ферроценов.

14.4.3 Кинетические измерения в условиях стационарной кинетики

При исследовании кинетики окисления БсСООН и БсСНУММег в стационарных условиях, реакция инициировалась добавлением 10 мкл раствора пероксидазы (2.05x10 5 М) к реакционной смеси, содержащей 1.0 мл раствора БсСООН или БсСНгКМег (2x10"3 М), 40 мкл раствора Н202 (0.012 М) и 950 мкл 0.1 М фосфатного буфера в кварцевой кювете с длиной оптического пути 1 см. Кинетические измерения в стационарных условиях проводились в диапазоне концентраций субстратов (0.3-1.8)х10"3 М.

14.5 Энантиоселективное окисления планарно-хиральных ферроценов

Растворы Я- и Л-2-метилферроценкарбоновой кислоты (0.001М) были приготовлены путем растворения навески 0.0099 г (4x10"5 моль) в 40 мл 0.013 М фосфатного буфера (рН 7.0). Электронные спектры 2-метилферроценкарбоновой кислоты имеют максимум поглощения на длине волны 442 нм (е= 182 М-1 см1). Спектральные характеристики продуктов одноэлектронного окисления были определенны, путем титрования К-3 пероксидом водорода в присутствии ПХ (Ямакс = 647.5 нм и 8=431 М"1 см-1). Все кинетические исследования проводились при [ПХ]=1х10"7 М и [Н202]=2хЮ-4М. Реакция инициировалась добавлением 26 мкл раствора ПХ (7.7x10 6 М) в спектрофотометрическую кювету, содержащую 1.94 мл раствора субстрата и 38 мкл раствора Н2О2 (0.01 М). За изменением оптической плотности следили на длине волны 647.5 нм. Обработку данных проводили как описано ранее. рН зависимость активности ПХ по отношению к (Я, 5)-2-метилферроценкарбоновой кислоте изучалась при фиксированной концентрации пероксида водорода (2хЮ"4М). Коэффициент экстинкции продуктов окисления не зависел от рН раствора в исследуемом рН диапазоне.

14.6 Создание реконструированной пероксидазы 14.6.1 Приготовление конъюгатов

В качестве модифицирующего агента карбоксильной группы пропионовокмслого остатка гемина использовался аминометилферроцен. Аминометилферроцен был приготовлен из ферроценкарбоновой кислоты согласно известному методу [168]. Растворы аминометилферроцена (64.6 мг, 0.3 ммоль в 20 мл диметилформамида) и гемин хло рида (197 мг, 0.3 ммоль в 20 мл диметилформамида) смешали, и к реакционной смеси добавили при перемешивании 1-(диметиламинопропил)-3-этилкарбодиимид гидрохлорид (87.6 мг, 0.46 ммоль) и N-гидроксисукцинимид (52 мг, 0.45 ммоль). Реакционную смесь перемешивали при комнатной температуре в течение 10 часов. За протеканием реакции следили по исчезновению исходного амина при помощи нингидринной пробы после тонкослойной хроматографии реакционной смеси. После завершения реакции смесь отфильтровали. К фильтрату добавили водный раствор соляной кислоты (110 мл, рН 1-2), после чего выпал коричневый осадок, который отфильтровали и промыли большим количеством дистиллированной воды до нейтральной реакции. Осадок высушили над Р2О5. Сухой осадок растворили в минимальном количестве хлороформа и продукты реакции разделили при помощи колоночной хроматографии (12x4.5 см) на силикагеле (Merck, 0.063-0.2 мм). Продукты смывались с колонки смесью СНСЬ-МеОН в соотношении 10:1 и 4:1. Первым с колонки сошел продукт модификации гемина, у которого модифицированны обе карбоксильные группы -соединение 5, за ним следовал монозамещенный продукт - соединение 4. После упаривания растворителя под вакуумом получили 45 мг соединеия 5 и 19 мг соединения 4.

14.6.2 Встраивание модифицированного гемина в апо-пероксидазу

Апо-пероксидаза была приготовлена согласно [169] из изофермента С пероксидазы из корней хрена. 15.4 мг пероксидазы растворили в 3 мл 0.1 М КС1, раствор охладили до 0° С и довели рН до 1.9 при помощи 0.1 М НС1. Гемин был трижды экстрагирован из водного раствора при помощи равных объемов охлажденного до 0° С метилэтилкетона. Чтобы удалить остатки кетона и различные низкомолекулярные примеси, водный слой, содержащий апо-белок, был пропущен через колонку с сефадексом G25 superfine (21x1.7 см). Конъюгат 4 (0.45 мг, 5.4x10"4 ммоль) растворили в 400 мкл диметилсульфоксида. 100 мкл этого раствора добавили к 900 мкл фосфатного буфера (рН 7.0). Таким образом концентрация 4 и ДМСО в этом растворе были соответственно равны 1.35x10"4 и 1.4 М. Раствор вещества 4 (114 мкл, 150% избытка по отношению к апо-пероксидазе) был по каплям прибавлен к раствору апо-пероксидазы (5 мкл, 6.86 мг) при 0° С в течение 30 мин. Чтобы отделить фермент от избытка несвязавшегося гемина и ДМСО, полученный раствор пероксидазы пропустили через колонку с сефадексом G25 superfine. Количество реконструированного белка в растворе после гель-фильтрации определяли методом Лоури (9.76x10"4 г мл-1, 1.3x10-5 М).

14.6.3 Экстрагирование модифицированного гемина из реконструированной пероксидазы

1 мл раствора Fc-ПХ охладили до 0° С и довели его рН до 2 при помощи 0.1 М НС1. Соединение 4 экстрагировали в 300 мкл метилэтилкетона. 100 мкл этого раствора смешали с 1 мл ацетонитрила, содержащего в качестве электролита н-Bu4NPF6, и данный раствор был исследован методом циклической вольтамперометрии.

14.6.4 Изучение кинетики реакций окисления, катализируемых модифицированным ферментом

Кинетические исследования с использованием Fc-ПХ были проведены на примере водорастворимых производных феррцена - ферроценкарбоновой кислоты и диметиламинометилферроцена. Растворы субстратов приготовили в 0.013 М фосфатном буфере рН 7. Концентрации запасных растворов составляли [FcCOOH]= 2.3х10-3 и [FcCH2NMe2]=4.6xlO-3 М. Реакция инициировалась добавлением 15 мкл раствора ПХ или Fc-ПХ (1.34х10"5 М) к реакционной смеси, содержащей производные ферроцена (1 мл, 2.3х10~3 М), перекись водорода (30 мкл, 1.4x10"2 М) и фосфатный буфер (955 мкл, 0.013 М, рН 7) в кварцевой кювете с длиной оптического пути 1 см. За протеканием реакции следили по увеличению оптической плотности на длине волны, соответствующей максимуму поглощения продукта окисления.

14.6.5 Моделирование структуры Fc-ПХ

Молекулярная структура Fc-ПХ была построена с использованием программы Insight II (Biosym/Molecular Simulations) и оптимизирована при помощи программы Discover 3.0 на рабочей станции Silicon Graphics.

1. Brill A. S. Peroxidases and catalase; Elseiver: Amsterdam, 1966; Vol. 14.

2. Dunford H. В.; Stillman J. S., On the function and mechanism of action of peroxidases., Coordination Reviews, 1976,19, 187-251

3. Frew J. E., Jones P. Structure andfuntionalproperties of peroxidases and catalases; Academic Press: New York, 1984.

4. Greppin H., Penel C., Gaspar Th. Molecular and Physiological Aspects of Plant Peroxidases.; Universite de Geneve: Geneva, 1986.

5. Hoyle M. S., High resolution of peroxidase-indolacetic acid oxidase isoenzymes confomers from horseradish by isoelectric focusing, Plant Physiol, 1977, 60, 787-793

6. Leland M. Shanon., Ernest Kay., Jow Y. Lew., Peroxidase Isozymes from Horseradish Roots, J. Biol. Chem., 1966, 241, 2167-2172

7. Welinder K. G., Plant peroxidases. Their primary, secondary and tertiary structures, and relation to cytochrome С peroxidase, Eur. J. Biochem., 1985, 96, 483-502

8. Buffard D., Breda C., Huyestee R. В., Asemota O., Pierre M., Dang H. D., Esnault R., Molecular Cloning of Complementary DNAs Encoding Cationic Peroxidases from Cultivated Peanut Cells, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1990, 87, 8874-8878

9. Abeles F. В., Dunn L. J., Morgens P., Callahan A., Dinterman R. E., Schmid J., Induction of 33kD and 60 kD peroxidases during ethylene-induced senescence of cucumber cotyledons, Plant Physiol., 1988, 87, 609-615

10. Lagrimini L. M., Burkkart W., Moyer M., Rothstein S., Molecular cloning of complementary DNA encoding the lignine-forming peroxidase from tobacco: molecular analysis and tissue-specific expression, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1987, 84, 7542-7546

11. Delincee H., Radola B. J., Fractionation of horseradish peroxidase by preparative isoelectric focusing, gel chromatography, and ion-exchange chromatography, Eur. J. Biochem., 1975, 52, 321-330

12. Yang B. U., Gray J. S., Montgomery R., Theglycans of horseradish peroxidase, Carbohydrate Research, 1996, 287, 203-212

13. R. B. van Huystee., McManus M. T., Glycans of higher plant peroxidases: recent observations and future speculations, Glycoconjugate Journal, 1998,15, 101-106

14. Welinder K. G., Amino acid sequence studies of horseradish peroxidase, Eur. J. Biochem., 1979, 96, 483-502

15. Theorell H., Catalase and peroxidase action, Enzimologia, 1941, 10, 250-254

16. Dolphin D., Forman A., Borg D. C., Fajer J., Felton R. H., Compounds I of peroxidase and catalase., Proc. Natl. Acad. Sci. USA., 1971, 68, 614-618

17. Theorell H., Ehrenberg A., Spectrophotometric and magnetic studuies on the heme-linked groups in myoglobin, Arch. Biochem. Biophys., 1952, 41, 442-461

18. Chance B., Spectrophotometry measurement of the reaction kinetics and spectra of unstable compounds, in visible region of the spectrum, Arch. Biochem. Biophys., 1952, 41, 404-416

19. Moss T. H., Ehrenberg A., Bearden A. J., Mossbauer spectroscopic evidence for the electronoc confoguration of iron in horseradish peroxidase and its peroxide derivatives, Bichemistry, 1969, 8, 4159

20. Penner-Hahn J. E., EbleK. S., McMurryT. J., RennerM., Balch A. L., Structural Characterization of Horseradish Peroxidase Using EXAFS Spectroscopy. Evidence for Fe=0 Ligation in Compounds I and II., J. Am. Chem. Soc., 1986, 108, 7819-7825

21. Adediran S. A., Dunford H. B., Structure of horseradish peroxidase compound I. Kinetic evidence for the incorporation of the oxygen atom from the oxidizing substrate into the enzyme., Eur. J. Biochem., 1983,132, 147-150

22. Ogura T., Kitigawa T., Device for simultaneous measurements of transient Raman and absorption spectra of enzymic reaction: application to compound I of horseradish peroxidase., J. Am. Chem.Soc, 1987, 109, 2177-2189

23. Oertling W. A., Babcock G. T., Time-rsolved and static resonance Raman spectroscopy of horseradish peroxidase intermediates, Biochemistry, 1988, 27, 3331-3345

24. Roberts J. E., Hoffman B. M., Electron-nuclear double resonance of horseradish peroxidase compound I, J. Biol. Chem., 1981, 256, 2118-2121

25. Dawson J. H., Probing structure-function relations in heme-containind oxygenases and peroxidases., Science, 1988, 240, 433-443

26. Poulos T. L., Kraut J., The stereochemistry of peroxidase catalysis, J. Biol. Chem., 1980, 255, 8199-8205

27. Araiso T., Dunford H. B., Horseradish peroxidase. Complex formation with nitrate and its effect upon compound I formation., Biochem. Biophys. Res. Commun., 1980, 94, 1177-1181

28. Baek H. K., Van Wart H. E., Elementary steps in the formation of horseradish peroxidase compound I: direct observation of compound 0, a new intermediate with a hyperporphyrin spectrum., Biochemistry, 1989, 28, 5714-5719

29. Baek H. K., Van Wart. H. E., Elementary steps in the reaction of horseradish peroxidase with several peroxides: kinetics and thermodynamics offormation of compound 0 and compound I., J. Am. Chem. Soc., 1992,114, 718-725

30. Gajhede M., Schuller D. J., Henriksen A., Smith A. T., Poulos T. L., Crystal structure of horseradish peroxidase C at 2.15 A resolution, Nature Structural Biol., 1997, 4, 1032-1038

31. Dunford H. B., Hewson W. D., Steiner H., Horseradish peroxidase. XXIX. Reactions in water and deuterium oxide:cyanide binding, compound Iformation, and rections of compounds I and II with ferrocyanide., Can. J. Chem., 1978, 56, 2844-2852

32. Ohlsson P. I., Paul K. G., Wold S., The formation of Compound I of Lactoperoxidase and Horseradish Peroxidase. A Comparison., Acta Chem. Scan., 1984, B 38, 853-859

33. Job D., Dunford B., Substituent Effect on the Oxidation of Phenols and Aromatic Amines by Horseradish Peroxidase Compound I., Eur. J. Biochem., 1976, 66, 607-614

34. Bohne C., MacDonald D. I., Dunford H. B., Transient State Kinetics of the Reactions of Isobutyr aldehyde with Compounds I and II of Horseradish Peroxidase., J. Biol. Chem., 1987, 262, 3572-3578

35. Yamada H., Yamazaki I., Proton Balance In Conversions Between Five Oxidation-Reduction States of Horseradish Peroxidase, Arch. Biochem. Biophys., 1974, 728-738

36. Roman R., Dunford H. B., pH dependence of the oxidation of iodide by compound I of horseradish peroxidase., Biochemistry, 1972, 11, 2077-2082

37. Araiso T., Miyoshi K., Yamazaki I., Mechnisms of electron transfer from sulfite to horseradish peroxidase-hydroperoxide compounds., Biochemistry, 1976,15, 3059-3062

38. Chance B., Powers L., Ching Y., Poulos T., Schonbaum G. R., X-ray absorption studies on intermediates in peroxidase activity, Arch. Bichem. Biophys., 1984, 235, 596611

39. Makino R., Uno T., Nishimura Y., Iizuka T., Coordination structures and reactivities of compound II in Iron and Manganese Horseradish peroxidase., J. Biol. Chem., 1986, 261, 8376-8382

40. Chang C. S., Yamazaki R., Sinclair R., Khalid S., Powers LpHDependence of the Active Site of Horseradish Peroxide Compound II., Biochemistry, 1993, 32, 923-928

41. Sitter A. J., Reczek C. M., Terner J., Obsrvation of the Felv=0 stretching vibration of ferrylmyoglobinby resonance Raman spectroscopy., J. Biol. Chem., 1985, 260, 7515-7522

42. George P., Intermediate compounds formed when horseradish peroxidase reacts with potassium chloriridate, Science, 1953,117, 220-22147Fergusson R. R., On the oxidation of peroxidase by one-electron oxidizing agents, J. Am. Chem. Soc., 1956, 78, 741-746

43. Hayashi Y., Yamazaki I., The oxidation-reduction potentials of compound I/compound II and compound Il/ferric couples of horseradish peroxidase, J. Biol. Chem., 1979,254,9101-9108

44. Farhangrazi Z. S., Fosset M. E., Powers L. S., Ellins W. R., Variable-Temperature Spectroelectrochemical Study of Horseradish Peroxidase, Biochemistry, 1995, 34, 2866-2871

45. Noble R. W., Gibson Q. H., The reaction of Ferrous Horseradish Peroxidase with Hydrogen Peroxide., J. Biol. Chem., 1970, 245, 2409-2430

46. Coletta M., Ascoli F., Brunori M., Traylor T. G., pH Dependence of Carbon Monoxide Binding to Ferrous Horseradish Peroxidase, J. Biol. Chem., 1986, 261, 98119814

47. Uno T., Nishimura Y., Tsuboi M., Two Types of Conformers with Distinct Fe-C-O Configuration in the Ferrous CO Complex of Horseradish Peroxidase, J. Biol. Chem., 1987, 262, 4549-4556

48. Holzbaur I. E., English A. M., Ismail A. A., Infrared spectra of carbonyl horseradish peroxidase and its substrate complexes: characterization of pH-dependence, J, Am. Chem. Soc., 1996, 118, 3354-3359

49. Tamura M., Yamazaki I., Reactions of the Oxyform of Horseradish Peroxidase, J. Biochem., 1972, 71, 311-319

50. Arnao M. B., Acosta M., del Rio J. A., Garcia-Canovas F., Inactivation of peroxidase by hydrogen peroxide and its protection by a reductant agent., Biochim. Biophys. Acta, 1990, 1038, 85-89

51. Gazarian I. G., Lagrimini L. M., Ashby G. A., Thorneley R. N. F., Mechanism of indole-3-acetic acid oxidation by plan peroxidases: anaerobic stopped-flow spectrophotometric studies on horseradish and tobacco peroxidases, Biochem. J., 1996, 313, 841-847

52. Kremer M. L., Independent activity of catalase hematins, inhibition of catalase by cyanide, Trans. Faraday Soc., 1971, 63, 1208-1215

53. Welinder K. G., Superfamity ofplant, fungal and bacterial peroxidases, Curr. Opin. Struct. Biol., 1992, 2, 388-393

54. Kretsinger R. H., Structural stabilization of proteins, Ann. Rev. Biochem., 1976, 45, 239-266

55. Haschke R. H., Friedhoff J. M., Calcium related properties of horseradish peroxidase, Biochem. Biophys. Res. Commun., 1978, 80, 1039-1042

56. Shiro Y., Kurono M., Morishima I., Presence of endogeneous calcium ion and its functional and structural regulation in horseradish peroxidase., J. Biol. Chem., 1986, 261, 9382-9390

57. Morishima I., Kurono M., Shiro Y., Presence of endogenous calcium ion in horseradish peroxidase., J. Biol. Chem., 1986, 261, 9391-9399

58. Banci L., Carloni P., Diaz A., Savellini G. G., Molecular dynamics calculations on peroxidases: the effect of calcium ions on protein structure, J. Biol. Inorg. Chem., 1996,1, 264-272

59. Bhattacharyya D. K., Bandyopadhyay U., Banerjee R.K., Chemical and kinetic evidence for an essential histidine in horseradish peroxidase for iodide oxidation, J. Biol. Chem., 1992, 267, 9800-9804

60. Bhattacharyya D.K., Bandyopadhyay U., Banerjee R. J., Chemical and kinetic evidence for an essential histidine residue in the electron transfer from aromatic donor to horseradish peroxidase compound I., J. Biol. Chem., 1993, 268, 22292-22298

61. Modi S., Interaction of aromatic donor molecules with horseradish peroxidase: identification of the binding site and role of heme iron in the binding and activity, BioMetals, 1995, 8, 218-222

62. Bosshard H. R., Banziger J., Hasler T., Poulos T. L., The cytochrom C peroxidase cytochrome C electron transfer complex. The role of histidine residues., J. Biol. Chem., 1984, 259, 5683-5690

63. Dunford H. B., Ariso T., Horseradish peroxidase. XXXVI. On the difference between peroxidase and metmyoglobin., Biochem. Biophys. Res. Commun., 1979, 89, 764-768

64. Newmyer S. L., Ortiz de Montellano P., Horseradish peroxidase His-42-Ala, His-42-Val, andPhe-41-Ala mutants., J. Biol. Chem., 1995, 270, 19430-19438

65. Ortiz de Montellano P. R., Catalytic sites of hemoprotein peroxidases, Annu. Rev. Pharmacol. Toxicol., 1992, 32, 89-107

66. Veitch N. C., Aromatic donor molecule binding sites of heme peroxidases, Biochem. Soc. Trans., 1995, 23, 232-240

67. Sakurada J., Takahashi S., Hosoya T., Nuclear magnetic resonance studies on the spatial relationship of aromatic donor molecules to the heme iron of horseradish peroxidase, J. Biol. Chem., 1986, 261, 9657-9662

68. Thanabal V., de Ropp J. S., La Mar G. N., Identification of the catalytically important amino acid residue resonances in ferric low-spin horseradish peroxidase with nuclear Overhauser effect measurements., J. Am. Chem. Soc., 1987,109, 265-272

69. Modi S., Behere D. V., Mitra S., Coordination geometry of heme in peroxidase: pH dependent 1H relaxivity and optical spectral studies, J. Inorg. Biochem., 1990, 38, 1725

70. Tanaka M., Ishimori K., Morishima I., The distal glutamic acid as as acid-base catalyst in th distal site of horseradish peroxidase., Biochem. Biophys. Res. Commun., 1996, 227, 393-399

71. Petersen J. F.W., Kadziola A., Larsen S., Three-dimensional structure of recombinant peroxidase from corpinus cinereus at 2.8 A resolution, FEBS Lett., 1994, 339, 291-296

72. Schuller D. J., Ban N. Huystee R. B., McPherson A., Poulos T. L., The crystal structure ofpenautperoxidase., Structure, 1996, 4, 311-321

73. Nagano S., Tanaka M., Watanabe Y., Morishima I., Putative hydrogen bond network in the heme distal site of horseradish peroxidase., Biochem. Biophys. Res. Commun., 1995, 207, 417-423

74. Adak S., Mazumder A., Banerjee R. K., Probing the active site residues in aromatic donor oxidation in horseradish peroxidase: involvement of an arginine and tyrosine residue in aromatic donor binding., Biochem. J., 1996, 314, 985-991

75. Harris R. Z., Newmyer S. L., Ortiz de Motellano P. R., Horseradish peroxidase -catalyzed two-electron oxidations. Oxidation of iodide, thianisoles, and phenols at distinct sites., J. Biol. Chem., 1993, 268, 1637-1645

76. Gadda C., Negri A., Pilone M. S., Reaction of phenylglyoxalwith arginine groups in D-amino-acid oxidase from Rhodotorula gracilis, J. Biol. Chem., 1994, 269, 1780917814

77. Choudhury K., Sundaramoorthy M., Hickman A., Yonetani T., Woehl E., Dunn M. F., Crystallographic, kinetic, and spectral studies of cytochrome c peroxidaseproximal ligand mutants, J. Biol. Chem., 1994, 269, 20239-20249

78. Smulevich G., Neri F., Willemsen O., Choudhury K., Effect of the His-175 Glu mutation on the heme pocket architecture., Biochemistry, 1995, 34, 13485-13490

79. McRee D. E., Jensen G. M., Fitzgerald M. M., Siegel H. A., Goodin D. B., Construction of a bisaquo heme enzyme and binding by exogenous ligands, Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., 1994, 91, 12847-12851

80. Newmyer S. L., Sun J., Loehr T. M., Ortiz de Montellano P. R., Rescue of the horseradish peroxidase His-170-Ala mutant activity by imidazole: importance of proximal ligand tethering., Biochemistry, 1996, 35, 12788-12795

81. Morishima I., Shiro Y., Adachi S., Yano Y., Orii Y., Effect of the distal histidine modification (cyanation) of myoglobin on the ligand binding kinetics and the heme environmental structures., Biochemistry, 1989, 28, 7582-7586

82. Modi S., Behere D. V., Mitra S., Bendall D. S., The role of surface -exposed Tyr 83 in electron trasferfrom cytochrome C, J. Chem. Soc., Chem. Commun., 1991, 830831

83. He B., Sinclair R., Copeland B. R., Makino R., Powers L. S., Yamazaki I., The structure function relationship and reduction potentials of high oxidation states of myoglobin and peroxidase., Biochemistry, 1996, 35, 2413-2420

84. Rodriguez.-Lopez J. N., Smith A. T., Thorneley R. N. F., Role of arginine 38in horseradish peroxidase., J. Biol. Chem., 1996, 271, 4023-4030

85. Howes B. D., Rodriguez-Lopez J. N., Smith A. T., Smulevich G., Mutation of distal residues of horseradish peroxidase: influence on substrate binding and cavity properties., Biochemistry, 1997, 36, 1532-1543

86. Arnao M. B., Acosta M., del Rio J. A., Varon R., Garcia-Canovas F., A kinetic study on the suicide inactivation of peroxidase by hydrogen peroxide., Biochim. Biophys. Acta, 1990,1041, 43-47

87. Nakajima R., Yamazaki I., The mechanism of oxyperoxidase formation from ferrylperoxidase and hydrogen peroxide., J. Biol. Chem., 1987, 262, 2576-2581

88. Arnao M. B., Garcia-Canovas F., Acosta M., Role of the reductant substrates on the inactivation of horseradish peroxidase by m-chloroperoxybenzoic acid., Biochem. Mol. Biol. Int., 1996, 39, 97-107

89. Baynton K. J., Bewtra J. K., Biswas N., Taylor K. E., Inactivation of horseradish peroxidase by phenol and hydrogen peroxide: a kinetic investigation., Biochim. Biophys. Acta, 1994,1206, 272-278

90. Dunford H. B., Adeniran A. J., Hammett correlation for reactions of compound I with phenols, Arch. Biochem. Biophys., 1986, 251, 536-542

91. Patel P. K., Mondal M. S., Modi S., Behere V., Kinetic studies on the oxidation of phenols by the horseradish peroxidase compound II, Biochim. Biophys. Acta, 1997, 1339, 79-87

92. Folkes L. K., Candeias L. P., Interpretation of the reactivity of peroxidase compounds I and II with phenols by the Marcus equation, FEBS Lett., 1997, 412, 305-308

93. Hodgson M., Jones P., Enhanced chemiluminescence in theperoxidase-luminol-hydrogen peroxide system: anomalous reactivity of enchancer phenols with enzyme intermediates, J. Bioluminesc. Chemiluminesc., 1989, 3, 21-25

94. Hill H. A. O., Bioelectrochemistry, Pure and Appl. Chem., 1987, 59, 743-748

95. Armstrong F. A., Hill H. A. O., Walton N. J., Direct electrochemistry of redox proteins, Acc. Chem. Res., 1988, 21, 407-413

96. Paddock R. M., Bowden E. F., Electrocatalytic reduction of hydrogen peroxide via direct electrone trasfer from pyrolytic graphite electrodes to irreversibly adsorbed cytochrome cperoxidase, J. Electroanal. Chem., 1989, 260, 487-494

97. Jonson-Pettersson G., Electroanalysis, 1991, 3, 741 -748

98. Gorton L., Bremle G., Csoregi E., Amperometric glucose sensors based on immobilized glucose-oxidizing enzymes and chemically modified electrodes, Anal. Chim. Acta, 1991, 249, 43-54

99. McCreery R. L. Electroanalytical Chemistry, Dekker: New York, 1991.

100. Cooper J. M., Alvarez-Icaza M., McNeil C. J., Bartlett P. N., A kinetic study of an amperometric enzyme electrode based on immobilised cytochrom C peroxidase., J. Electroanal. Chem., 1989, 272, 57-70

101. Cooper J. M., Bannister J. V., McNeil C. J., A kinetic study of the catalysed oxidation of l',3-dimethylferrocene ethylamine by cytochrome Cperoxidase., J. Electroanal. Chem., 1991, 312, 155-163

102. Epton R., Hobson M. E., Marr G., Oxidation of ferrocene and some substituted ferrocenes in the presence of horseradish peroxidase, J. Organomet. Chem., 1978,149, 231-240

103. Tsai W. C., Cass A. E., Ferrocene-modified horseradish peroxidase enzyme electrodes. A kinetic study on reactions with hydrogen peroxide and linoleic hydroperoxide, Analyst, 1995,120, 2249-2254

104. Tatsuma T., Okawa Y., Watanabe T., Enzyme monolayer- and bilayer-modified tin oxide electrodes for the determination of hydrogen peroxide and glucose., Anal. Chem., 1989, 61, 2352-2364

105. Smit M. H., Cass A. E. G., Cyanide detection using a substrate-regenerating, peroxidase-basedbiosensor., Anal. Chem., 1990, 62, 2429- 2436

106. Garguilo M. G., Huynh N., Proctor A., Michael C., Amperometric sensors for peroxide, choline, and acetylcholine based on electron transfer between horseradish peroxidase and redox polymer., Anal. Chem., 1993, 65, 523-528

107. Ohara T. J., Rajagopalan R., Heller A., "Wired" enzyme electrodes for amperometric determination of glucose or lactate in the presence of interfering substances., Anal. Chem., 1994, 66, 2451-2457

108. Liu H., Qian J., Liu T., 1,1 '-dimethylferrocene-nafion modified glucose sensor, Anal. Proc., 1995, 32, 475-486

109. Adeyoju O., Iwuoha E. I., Smyth M. R., Kinetic characterization of the effects of organic solvents on the performance of a peroxidase-modified electrode in detecting peroxides, thiourea and ethylenethiourea, Electroanalysis, 1995, 7, 924-932

110. Pantano P., Morton T. H., Kuhr W. G., Enzyme-modified carbon-fiber microelectrodes with milisecond response times, J. Am. Chem. Soc., 1991,113, 1832-1845

111. Liu Y., Liu H., Qian J., Deng J., Yu T., Regenerated silk fibroin membrane as immobilization matrix for peroxidase and fabrication of a sensor for hydrogen peroxide utilizing methylene blue as electron shuttle, Anal. Chim. Acta, 1995, 316, 65-76

112. Bifulco L., Cammaroto C., Newman J. D., Turner A. P. F., TTF-modified biosensors for hydrogen peroxide, Anal. Lett., 1994, 27, 1443-1456

113. Frew J. E., Harmer M. A., Hill H. A. O., Libor S. I., A method for estimation of hydrogen peroxide based on mediated electron transfer reactions of peroxidases at electrodes., J. Electroanal. Chem., 1986, 201, 1-10

114. Yandell J. K., Yonetani T., Steady-state kinetics of yeast cytohrome C peroxidase, Biochim. Biophys. Acta, 1983, 748, 263-270

115. Sun W., Ji H., Kricka L. J., Dunford H. B., Rate constants for reactions of horseradish peroxidase compounds I and II with 4-substituted arylboronic acids, Can. J. Chem., 1994, 72, 2159-2162

116. Zhang H., Dunford H. В., Hammet correlation for reactions of lactoperoxidase compound II with phenols, Can. J. Chem., 1993, 71, 1990-1998

117. Dunford H. В., On the past eight years ofperoxidase research, Adv. Inorg. Biochem., 1982, 4, 41-80

118. Everse J., Everse К. E., Grisham M. B. Peroxidases in chemistry and biology, CRC, 1991.

119. Ortiz de Montelano P. R., Plant peroxidases, structure and molecular biology, Annu. Rev. Pharmacol. Toxicol.,, 1991, 32, 89-107

120. Угарова H. H., Лебедева О. В., Кинетика и механизм действия нуклеофилов на реакцию окисления о-дианизидина, катализируемую пероксидазой, Биохимия, 1978, 43, 1024-1033

121. Rubingh D. N., The influence of surfactants on enzyme activity, Current Opinion in Colloid and Interface Science, 1996,1, 598-603

122. Березин И. В., Мартинек К., Яцимирский А. К., Физико-химические основы мицеллярного катализа, Успехи химии, 1973, 42, 1731-1759

123. Ozaki S. I., Ortiz de Montellano P. R., Molecular engineering of horseradish peroxidase: thioether sulfoxidation and styrene epoxidation by Phe-41 leucine and threonine mutants, J. Am. Chem. Soc., 1995,117, 7056-7064

124. Finzel В. C., Poulos T. L., Kraut J., Crystal structure of yeast cytochrome с peroxidase refined at 1.7-A resolution, J. Biol. Chem., 1984, 259, 13027-13036

125. Poulos T. L., Finzel B. C., Howard A. J., High-resolution crystal structure of cytochrome P450cam, J. Mol. Biol., 1987, 195, 687-700

126. Edwards S. L., Poulos T. L., Kraut J., The crystal structure of fluoride-inhibited cytochrome cperoxidase, J. Biol. Chem., 1984, 259, 12984-12988

127. Ryabov A. D., Firsova Yu. N., Nelen M. I., Ferricenium salts as true substrates of glucose oxidase, Appl. Biochem. Biotechnol., 1996, 61, 25-37

128. Marcus R. A., Electron transfer reactions in chemistry: theory and experiment, Angew. Chem. Int. Ed. Engl., 1993, 32, 1111-1121

129. Wollenberger U., Wang J., Ozsoz M., Gonzalez-Romero E., Scheller F., Bulk Modified Enzyme Electrodes for Reagentless Detection of Peroxides ,Bioelectrochem. Bioenerg., 1991, 26, 287-296

130. Ho W. O., Athey D., McNeil C. J., Hager H. J., Evans G. P., Mediatorless horseradish peroxidase enzyme electrodes based on activated carbon: potential application to specific binding assay, J. Electroanal. Chem., 1993, 351, 185-192

131. Popescu I. C., Zetterberg G., Gorton L., Influence of graphite powder, additives and enzyme immobilization procedures on mediatorless HRP-modified carbon paste electrode for amperometric flow-injection detection of H2O2, Biosensors and

132. Bioelectronics, 1995,10, 443-461

133. Marcus R. A., Sutin N., Electrone transfers in chemistry and biology, Biochem. Biophys. Acta, 1985, 811, 265-322

134. Bowel B. E., Raphael A. L., Gray H. B., Axial ligand replacement in horse heart cytochrome C by semisynthesis, Progr. Inorg. Chem., 1990, 38, 259-322

135. Canon R. D. Electron transfer reactions, Butterworth: London, 1980.

136. Ryabov A. D., Amon A., Gorbatova R. K., Ryabova E. S., Gnedenko B. B., Mechanism of a "jumping off"ferricenium in glucose oxidase D-glucose - ferrocene micellar electrochemical systems, J. Phys. Chem., 1995, 99, 14072-14077

137. Carney M. J., Lesniak J. S., Likar M. D., Pladziewicz J. R., Ferrocene derivatives as mettalloprotein redox probes: electron-transfer reactions, J. Am. Chem. Soc., 1984, 106, 2565-2569

138. Cheung E., English A. M., Reductions by ferrocytochrome cperoxidase: 5. Kinetics of ferricyanide reduction, Can. J. Chem., 1995, 73, 1181-1186

139. Hoch U., Adam W., Fell R., Saha-Moller C. R., Schreier P., Horseradish peroxidase a biocatalyst for the one-pot synthesis of enantiomerically pure hydroperoxides and alcohols, J. Molecular Catalysis A: Chemical, 1997,117, 321-328

140. Adam W., Fell R. T., Hoch U., Saha-Moller C. R., Schreier P., Kinetic resolution of chiral hydroperoxy esters by horseradish peroxidase-catalyzed enantioselective reduction to hydroxy esters, Tetrahedron: Asymmetry, 1995, 6, 10471050

141. Ozaki S. I., Ortiz de Montelano P. R., Molecular enginnering of horseradish peroxidase. Highly enantioselective sulfoxidation of aryl alkyl sulfides by the Phe-41-Leu mutant, J. Am. Chem. Soc, 1994, 116, 4487-4488

142. Casella L., Colonna S., Carrea G., Mechanism of enantioselective oxygenation of sulfides catalyzed by chloroperoxidase and horseradish peroxidase. Spectral studies and characterization of enzyme-substrate complexes, Boichemistry, 1992, 31, 9451-9459

143. Cotton M. L., Dunford H. B., Horseradish peroxidase. XI. nature of compounds I and II as determined from the kinetics of the oxidation offerrocyanide, Can. J. Chem., 1973, 51, 582-587

144. Cass A. E., Davis G., Francis G. D., Hill H. A., Aston W. J., Higgins I. J., Plotkin E. O., Scott L. D., Ferrocene mediated enzyme electrode for amperometric determination of glucose, Anal. Chem., 1984, 56, 667-671

145. Heller A., Electrical wiring of redox enzymes, Acc. Chem. Res., 1990, 23, 128-134

146. Heller A., Electrical connection of enzyme redox centers to electrodes, J. Phys.Chem., 1992, 96, 3579-3587

147. Willner I., Katz E., Willner B., Blonder R., Heleg-Shabtai V., Assembly of functionalized monolayers of redox proteins on electrode surfaces: novel bioelectronic and optoelectronic systems, Biosensors and Bioelectronics, 1997,12, 337-356

148. Ryabov A. D., Biochemical reactions of organometallics with enzymes and proteins, Angev. Chem. Int. Ed. Engl., 1991, 30, 931-941

149. Rikllin A., Katz E., Willner I., Stocker A., Buckmann A. F., Impruving enzyme-electrode contacts by modification of cofactors, Nature, 1995, 376, 672-675

150. Gleria K. Di., Nickerson D. P., Hill H. A., Wong L. L., Covalent attachment of an electroactive sulfydryl reagent in the active site of cytochrome P 450cam, J. Am. Chem. Soc., 1998,120, 46-52

151. Bartlett P. N., Whitaker R. G., Green M. J., Frew J., Covalent binding of electron relays to glucose oxidase, J. Chem. Soc., Chem. Commun., 1987, 1603-1604

152. Degani Y., Heller A., Direct electrical communications between chemicaly modified enzymes and metal electrodes. 2. Methods for bonding electron-transfer relays to glucose oxidase and D-amino-acid oxidase, J. Am. Chem. Soc.,, 1988, 110, 2615-2620

153. Kunugi S., Murakami Y., Ikeda K., Itoh N., Chemical modification of proteins under high pressure. Preparation of ferrocene-attached bovine serum albumin and glucose oxidase, Int. J. Biol. Macromol., 1992, 14, 210-214

154. Badia A., Carlini R., Fernandez A., Battaglini F., Mikkelsen S. R., English A. M., Intramolecular electrone-transfer rates in ferrocene-derivatized glucose oxidase, J. Am. Chem. Soc., 1993,115, 7053-7060

155. Buckmann A. F., Wray V., Stocker A., Methods Enzymology, 1997, 360-374

156. Schlogl K., Mnatsh. Chem., 1957, 88, 601-621

157. Teale F. W J., Cleavage of the haem-protein link by acid methylethylketone, Biochim. Biophys. Acta, 1959, 35, 543-552

158. Lowry О. H., Rosebrough N. J., Farr A. L., Randall R. J., J. Biol. Chem., 1951, 193, 265-275

159. Tamura M., Asakura Т., Yonetani Т., Heme-modification studies on horseradish peroxidase, Biochim. Biophys. Acta, 1972, 268, 292-304

160. Childs R. E., Bardsley W. G., Steady-state kinetics of peroxidase with 2,2'-azino-di-3- (ethyl-benzothiazoline-6-sulfonic acid) as chromogen, Biochem. J., 1975,145, 93103

161. Lehman Т. С., Thorpe С., Alernate electrone acceptors for medium-chain acyl-CoA dehydrogenase: use of ferricenium salts, Biochemistry, 1990, 29, 10594-10612

162. Hewson W. D., Dunford H. В., Oxidation of p-cresol by compoundI. Stichiometry of the reaction between horseradish peroxidase and p-cresol, J. Biol. Chem., 1976,251,6036-6042

163. Bohne C., MacDonald I. D., Dunford H. В., Transient state kinetics of the reactions of isobutyr aldehyde with compounds I and II of horseradish peroxidase, J. Biol. Chem., 1987, 262, 3572-3578