Фосфолипаза А тема автореферата и диссертации по химии, 02.00.15 ВАК РФ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ.

ВВЕДЕНИЕ.

ОБЗОР

ЛИТЕРАТУРЫ.

СТРОЕНИЕ И ФУНКЦИИ БИОЛОГИЧЕСКИХ МЕМБРАН.

1Л Клетки: мешки с ферментами или нечто большее?.

1ЛЛ Структура биомембран.

1Л.2 Функции биологических мембран.*.

1 1.3 Биомембраны и сигнальная трансдукция в клетках.

1.3 Искусственные мембраны.

1.3.1 Мономолекулярные слои.

1.3.2 Плоские бислойные мембраны.

1.3 .3 Липосомы.

1.4 Методы изучения упаковки и движения липидных молекул в мембранах.Использование пиреновых зондов в модельных мембранах. 16 II. ОКИСЛЕНИЕ ЛИПИДОВ.„.

2.1 Инициация липидного перекисного окисления супероксидным и пергидроксидным радикалами.

2.2 Инициация окисления липидов перекисью водорода и гидроксильными радикалами.

2.3 Инициация окисления липидов синглетным кислородом и озоном.

2.4 Роль переходных металлов в инициации липидного окисления.

2.5 Изучение окисления фосфолипидов in vivo.

2.6 Окисление фосфолипидов in vitro.

III ФОСФОЛИПАЗА А2: СТРОЕНИЕ И СВОЙСТВА.

3.1 Типьцфосфрлйпаз Аг.

3.2 ФЛА2 в растительных клетках.

3.3 Участие фосфолипазы А2 в передаче сигналов.

3.4 Структура фосфолипазы А2.

3 .5 Активный центр.

3.6 Кальций-связывающий центр.

3.7 Центр узнавания поверхности раздела.

3 .8 Вторичный кальций-связывающий центр.

3.9 Механизм катализа.

3.10 Кинетическая модель липолиза.

3.11 Методы детекции активности фосфолипаз.

3.12 Свойства мембранного бислоя и реакционная способность фосфолипазы Аг.

3.13 Фосфолипаза А2 и окисленные фосфолипиды: история вопроса.

ПОСТАНОВКА ЗАДАЧИ.,.

ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ.

I. МАТЕРИАЛЫ.

-U. МЕТОДЫ.

2.1 Приготовление липосом.

2.2 Окисление фосфолипидов.

2.3 Изучение катализируемого фосфолипазой Аг липолиза в липосомах, состоящих из DOPC/DOPCox и SAPC/SAPC0X методом флуоресцентного замещения DAUDA.

2.4 Изучение катализируемого фосфолипазой А2 гидролиза bis-BODIPY Cll PC, включенного в липосомы, состоящие из DOPC/DOPCox и SAPC/SAPCox.

2.5 Изучение катализируемого фосфолипазой А2 гидролиза

SAPC/SAPCox в мицеллах гликохолата натрия.

2.6 Анализ продуктов реакции, катализируемой фосфолипазой А2.

2.7 Изучение структуры липосом.

2.7.1 Микровязкость: соотношение интенсивностей флуоресценции эксимер/мономер для diPy^PC и diPyrioPC в липосомах.

2.7.2 Латеральная подвижность: варьирование концентрации топоРугш-НРС.

2.8 Изучение фосфолипазной активности в клетках BY-2.

2.8.1 Культивирование клеток.

2.8.2 Введение флуоресцентного зонда bis-BODIPY CI 1 PC в клетки BY-2.69 2.8.2.1 Приготовление липосом, содержащих bis-BODIPY Cll PC.

2.8.2.2 Введение bis-BODIPY CI 1 PC в клетки. Определение оптимального времени инкубации клеток с зондом.

2.8.3 Инкубирование клеток с Са2+, мастопараном и ингибиторами.

2.8.4 Окисление мембранных липидов.

2.8 5 Конфокальный лазерный микроскоп.

2.8.6 Флуориметрические измерения.

2.8.7 Анализ флуоресцентных продуктов фосфолипазной активности в клетках BY-2.

РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ.,.

I. ФОСФОЛИПАЗА А2 ИЗ ПОДЖЕЛУДОЧНОЙ ЖЕЛЕЗЫ

СВИНЬИ: ИЗУЧЕНИЕ ВЗАИМОДЕЙСТВИЯ ФЕРМЕНТА

С НЕОКИСЛЕННЫМИ И ОКИСЛЕННЫМИ ФОСФОЛИПИДАМИ.

1.1 Изучение фосфолиполиза в липосомах, состоящих из DOPC/DOPCox и SAPC/SAPCox, методом флуоресцентного замещения DAUDA.

1.2 Изучение липолиза bis-BODIPY CI 1 PC, включенного в липосомы, состоящие из DOPC/DOPCox и SAPC/S АРСох.

1.3 Изучение фосфолиполиза в липосомах DOPC/SAPC и DMPC/SAPCox.

1.4 Анализ продуктов реакции, катализируемой свиной панкреатической фосфолипазы А2.

II. ФОСФПОЛИПАЗА А2 ИЗ NAJA MOSSAMBICA

MOSSAMBICA: ИЗУЧЕНИЕ ВЗАИМОДЕЙСТВИЯ \ ФЕРМЕНТА С НЕОКИСЛЕННЫМИ И

ОКИСЛЕННЫМИ ФОСФОЛИПИДАМИ.

2.1 Изучение фосфолиполиза в липосомах, состоящих из DOPC/DOPCox и SAPC/SAPCox, методом флуоресцентного замещения DAUDA.

2.2 Изучение гидролиза SAPC/SAPC0X фосфолипазой А в мицеллах гликохолата натрия.

2.3 Изучение липолиза bis-BODIPY CI 1 PC, включенного в липосомы, состоящие из DOPC/DOPCox и SAPC/SAPC0X.

III. СТРУКТУРА ЛИПОСОМ, СОСТОЯЩИХ ИЗ ОКИСЛЕННЫХ ФОСФОЛИПИДОВ: МИКРОВЯЗКОСТЬ И ЛАТЕРАЛЬНАЯ ДИФФУЗИЯ.

3.1 Микровязкость: соотношение интенсив но стей флуоресценции эксимер/мономер для diPy^PC и сНРугюРС в липосомах.

3.2 Измерения латеральной подвижности.

IV. ПРИРОДНЫЕ ФОСФОЛИПИДЫ: ДЕЙСТВИЕ ФОСФОЛИПАЗЫ А2 И СТРУКТУРА ЛИПОСОМ.

4.1 Изучение фосфолиполиза в липосомах, состоящих из природных фосфолипидов.

4.2 Микровязкость в липосомах, состоящих из природных фосфолипидов.

V. ФОСФОЛИПАЗА А2 В КЛЕТКАХ ТАБАКА BY-2. ДЕТЕКЦИЯ АКТИВНОСТИ ФЕРМЕНТА IN VIVO. ВЛИЯНИЕ ОКИСЛЕНИЯ МЕМБРАННЫХ ФОСФОЛИПИДОВ НА АКТИВНОСТЬ ФОСФОЛИПАЗЫ А2.

5.1 Детекция активности ФЛА2 в клетках BY-2.

5.2 Стимуляция активности ФЛА мастопараном.

5.3 Влияние окисления мембран на активность ФЛА2 в клетках BY-2.

ВЫВОДЫ.

БЛАГОДАРНОСТИ.

Фосфолипаза Аг представляет класс ферментов, ката. Г71зирующих гидролиз сложноэфирной связи в глицерофосфолипидах с образованием лизофосфолипидов и свободных жирных кислот [1].Фосфолипаза А2 специфично отщепляет жирные кислоты в 8п-2 положении фосфолипидов, в том положении, в котором в природе находится большинство (поли)ненасыщенных кислот. Как известно, ненасыщенные кислоты легко подвергаются окислению. Вопрос о влиянии окисления фосфолипидов в биологических мембранах на активность фосфолипазы А2, представляет, с одной стороны, фундаментальный интерес для энзимологов, для понимания закономерностей протекания механизмов липолиза. В свою очередь, эта проблема имеет прикладное значение. Известно, что пищевые продукты с высоким содержанием ненасыщенных жирных кислот быстро теряют свои пищевые качества, и основные процессы, лежащие в основе ухудшения качества таких продуктов — окисление липидов и липолиз [2-4]. Образование в результате совместного действия этих процессов различных окисленных производных жирных кислот вызьшает не только появление нежелательных запахов и вкуса, но и приводит к серьезным болезням [5-8]. В настоящее время в литературе имеются указания на то, что липолитические ферменты, в частности, фосфолипаза А2, присутствующая в продуктах с высоким содержанием ненасыщенных липидов, легко окисляющихся при хранении, могут провоцировать появление гидроперекисей жирных кислот [2,9,10]. Для нескольких фосфолипаз А2 обнаружен предпочтительный гидролиз окисленных фосфолипидов в изолированных клеточных мембранах и искусственных мембранных препаратах. Однако до сих пор подобные случаи активации фосфолипазы Аз объясняли исключительно повышенной специфичностью фермента к окисленному субстрату, не рассматривая влияния структуры мембраны. Между тем фосфолипиды являются не только субстратом, то и суперсубстратом. В качестве последнего они определяют поверхностные характеристики мембраны, которые влияют на сорбцию фосфолипа;;ы на мембране и последующее расщепление фосфолипидов в мембране. До настоящего времени не было проведено систематических исследований, которые охватывали бы одновременное рассмотрение специфичности фермента по отношению к окисленным фосфолипидам и роли структуры суперсубстрата in vitro и особенно in yivo. В живых клетках известны случаи стимуляции фосфолипазной-Аг активности в процессе окислительного взрыва, однако такая активация происходит чаще всего в результате последовательной передачи сигналов в клетках, при этом окисление, как правило, 11Ьедшествует фосфолиполизу.Для изучения взаимодействия фосфолипазы Аз с окисленными мембранами, таким образом, требуется новый подход, принимающий во внимание не только структуру молекулы фосфолипида, но и изменение структуры мембраны.

выводы

1. Изучено поведение фосфолипазы А2 по отношению к окисленным и неокисленным модельным фосфолипидам фосфатидил 1,2-диолеил-зп-глицеро-3-фосфохолин (DOPC) и 1-стеароил-2-арахидонил~л;?-глицеро-3-фосфохолин (SAPC), а также к природным фосфолипидам, in vitro. Показано, что для фермента из поджелудочной железы свиньи при увеличении доли окисленных фосфблипидов скорость фосфолиполиза возрастает равнозначно по отношению ко всем, включая неокисленные, фосфолипидам, составляющим мембрану. Для ФЛА2 из Naja Mossambica Mossambica, несмотря на уменьшение специфичности по отношению к окисленным фосфолипидам, происходит активация липолиза, с повышенной эффективностью расщепления неокисленных фосфолипидов.

2. Показано, что в активации фермента существенную роль играет изменение свойств мембраны при окислении, а именно, увеличение жесткости мембранной структуры. Это было продемонстрировано измерением вязкости и латеральной подвижности липидов в окисленных липосомах. Жесткость структуры может способствовать как улучшению связывания фосфолипазы А2 с мембраной, так и фиксированию продуктивной ориентации белка по отношению к расщепляемым фосфолипидам.

3. Впервые детектирована фосфолипазная активность в клетках табака BY-2.

Наблюдаемая активность локализована в плазматической и ядерной

2+ мембранах, является Са -зависимой, стимулируется активатором G-белков мастопараном. Наблюдаемая фосфолипазная активность принадлежит, вероятно, к А2-типу, поскольку она ингибируется известными ингибиторами фосфолипазы А2.

4. Показано, что при прямом окислении мембранных фосфолипидов в клетках BY-2 наблюдается значительное возрастание фосфолипазной активности типа А2. В свете результатов, полученных для взаимодействия фосфолипазы с окисленными фосфолипидами in vitro, наблюдаемая активация in vivo является, по-видимому, следствием повышения жесткости мембраны из-за ее окисления.

5. По совокупности результатов работы сделан вывод о том, что усиленная активность фосфолипазы А2 в окисленных мембранах может являться причиной быстрого' накопления нежелательных продуктов окисления жирных кислот при хранении пищевых продуктов, богатых ненасыщенными жирами.

БЛАГОДАРНОСТИ

Автор выражает огромную благодарность профессору Тону Фиссеру, Нине Фиссер и Яну Уиллему Борсту, кафедра Биохимии, Университет Вагенингена, Нидерланды, за предоставленную возможность и помощь в осуществлении части настоящей работы в Университете Вагенингена. Работа выполнялась в рамках проекта Европейского Сообщества FAIR 97 3228 "Роль липолиза в окислении мембранных липидов в ,;.пище с высоким содержанием ненасыщенных жиров". Пребывание и научные исследования в Университете Вагенингена финансировалась нидерландским грантом NOW (Tile Netherlans Organisation for Scientific Research) 047-007-005, поддерживающим научное сотрудничество между Российской Федерацией и Нидерландами. Хотелось бы выразить особую благодарность и признательность своим научным руководителям, профессору Наталье Львовне Клячко и профессору Андрею Вадимовичу Левашову за неоценимую помощь и поддержку на всех этапах исследования.

1. Munnik Т., Irvine R.F. and Musgrave A. Phospholipid signalling in plants. I I Biochim. Biophys. Acta. (1998) 1389: 222-272.

2. Vercelotti J R. Introduction // in "Lipid Oxidation in Foods". Ed. Allen J. St. Angelo. ACS Symposium Series 500 (ISBN 0-8412-2461-7) (1992) 1-11.

3. Plaa G.L. and Witschi H. Chemicals, drugs, and lipid peroxidation. // Annu. Rev. Pharmacol. (1976) 16: 125-141.

4. Gibian M.J. and Galaway R.A. // in Bioorganjc Chemistry (Van Tamelen, E E. ed.) Academic Press, New York (1997) 1: 117-136.

5. Hansen H.S. New biological and clinical roles for the n-6 and n-3 fatty acids. // Nutritional Review (1994) 52: 162-167.

6. Kubow S. Lipid oxidation products in food and atherogenesis. // Nutritional Review (1993) 51:33-40.

7. Addis P.B. Occurrence of lipid oxidation products in foods. // Food Chem Toxicol (1986) 24:1021-30.

8. Hsieh, R.J. and Kinsella, J.E. // "Oxidation of PUFA's, Mechanisms, Products and Inhibition with Emphasis on Fish" in Advances in Food and Nutritional Research, Academic Press (1989): 233-241.

9. Каган В. Ю, Шведова А.А. и Новиков К.Н. Участие фосфолипаз в репарации окисленных мембран фоторецепторов // Биофизика (1978) 23: 279-284.

10. Kubow S. Routes ofFormation and Toxic Concequences ofLipid Oxidation Products in Foods. //Nutritional review (1993) 7: 617-635.

11. Smith E.L, Hill R.L., Lebman I.R., Lefkowitz R.J., Handler P. and White A. // Principles of Biochemistry: General Aspects. 7th edition, McGraw-Hill (1985).

12. Ленинджер А. //Биохимия. Молекулярные основы структуры и функции клетки. М., «Мир» (1974).

13. Диксон М., Уэбб Э. // Ферменты. М., «Мир» (1982): 1-10.

14. Брокерхоф X., Дженсен Р. // Липолитические ферменты. М., «Мир» (1978): 7073.

15. Левашов А.В., Клячко Н.Л., Хмельницкий Ю.Л. Моделирование природной иммобилизации ферментов в системах обращенных мицелл // Итоги науки и техники, сер. БИОТЕХНОЛОГИЯ Иммобилизация и стабилизация биокатализаторов. М.: ВИНИТИ (1986). 7: 134-147.

16. Кабанов А.В., Пшежецкнй А.В., Наметкин, МартинекН.К., Левашов А.В. Кинетические закономерности катализа ферментами в системе обращенных мицелл ПАВ в органических растворителях. // Молекулярная биология. (1987) 21:275-286.

17. Shi Z.-Y. and Koplelman R. Nonclassical kinetics and reaction probal 1,4y for bimolecular reactions in low-dimensional media. //J. Phys. Chem. (1992) 96: 68586861.

18. Бурлакова Е.Б., Гвахария В.О., Глущенко Н.Н, Дупин А. Роль микровязкости липидной фазы микросомальных мембранрегуляции ферментативной активности глюкозо-6-фосфатазы при модификациях микросом in vivo и in vitro //Биохимия (1980) 45: 387-91.

19. Honger Т., Jorgensen К., Biltonen R.L.and Mouritsen O.G. Systematic relationship between phospholipase A2 activity and dynamic lipid bilayer microheterogeneity. // Biochemistry (1996) 35 (28): 214-219.

20. Левашов А.В. Катализ ферментами в микрогетерогенных системах агрегатов ПАВ // Итоги науки и техники. Сер. Биотехнология, т.4. М.: ВИНИ 1j i (1987) 112-158.

21. Клячко Н.Л., Пшежецкий А.В., Кабанов А.В., Вакула С.В., Мартинек К., Левашов А.В. Катализ ферментами в агрегатах ПАВ: оптимальная конструкция матрицы ПАВ. // Биол. мембраны. (1990) 7: 467-472.

22. Grinshtein S.V., Nikolskaya I.I., Klyachko N.L., Levashov A.V., Kost O.A. Structural organization of membrane and soluble forms of somatic ang^^sin-converting enzyme.// Biochemistry (1999) 64: 571-80

23. Gladilin A.K., Levashov A.V. Enzyme stability in systems with organic solvents // Biochemistry (1998) 63: 345-56.

24. Klyachko N.L., Vakula S.V., Gladyshev V.N., Tishkov Y.I., Levashov A.V. Forma,te dehydrogenase in a reversed micelle system: regulation of catalytic activity and oligomeric composition of the enzyme // Biochemistry (1997) 62: 1.439-43.

25. Levashov A. V., Klyachko N. Micellar enzymology for enzyme engineering. Ideas and realization. // Ann N Y Acad Sci (1995) 750: 80-4.

26. Welch R.G. and Easterby J.S. Metabolic channeling versus free diffusion: translation-time analysis.//Trends Biochem. Sci. (1994) 19: 193-197.

27. Martinek K., Klyachko N.L., Kabanov A.V., Khmelnitsky Yu.L., Levashov A.V. The second E.C. Slater lecture. Micellar enzymology: its relation to membranology. // Biochim Biophys Acta (1989) 981: 161-72.

28. Мартинек К., Левашов A.B., Клячко Н.Л., Хмельницкий Ю.Л., Березин И.В. Мицеллярная энзимология. // Биол. мембраны (1985) 2 (7): 669-696.

29. Zimmerman S.B. and Minton А.Р. Macromolecular crowding: biochemical, biophysical, physiological consequences.// Annu. Rev. Biophys. Biomol. Struct. (1993)22:27-65.

30. Vaz W.L.C. and Melo E. The biological membrane viewed as a heterogeneous chemical system//Rev. Port. Quim. (1997) 5: 31-43.

31. Schneider P.C., and Clegg R.M. Rapid acquisition, analysis, and display of fluorescence lifetime-resolved images for real-time applications. // Rev. Sci. Instrum.1997) 68:4107-4119.

32. Widengren J. and Rigler R. Fluorescence correlation spectroscopy as a tool to investigate chemical reactions in solutions and on cell surfaces. // Cell. Mol. Biol.1998) 44:857-879.

33. Shimamoto N. One-dimensional diffusion of proteins along DNA. Its biological and chemical significance revealed by single-molecule measurements. // J. Biol. Chem. (1999)274: 15293-15296.

34. Singer S. J. and Nicholson G.L. The fluid mosaic model of the structure of cell membranes. Science //(1972) 175: 720-731.

35. Mathews C.K. and van Hold K.E. // Biochemistry. 2nd edition, Benjamin/Cummings, Menio Park (1996).

36. Jain M.K. Nonrandom lateral organization in bilayers and biomembranes. // in Membrane Fluidity in Biology. R. C. Aloia, editor. Academic Press, New York (1983): 1-37.

37. Vaz W.L.C. and Ahneida P.F.F. Phase topology and percolation in multi-phase lipid bilayers: is the biological membrane a domain mosaic? // Curr. Op. Struct. Biol. (1993) 3:482-488.

38. Eddidin M. Lipid microdomains in cell surface membranes. // Curr. Op. Struct. Biol. (1997)7: 528-532.

39. Kusumi A. and Sako Y. Cell surface organization by the membrane skeleton. // Curr. Op. Cell Biol. (1996) 8: 566-574.

40. Sackmann E. Biological membranes architecture and function. // in Handbook of Biological Physics. Structure and Dynamics of Membranes: From Cells to Vesicles. R. Upowsky, and E. Sackmann, editors. Elsevier, Amsterdam (1995) 1-63.

41. Alberts В., Bray D., Lewis J., Raff M., Roberts K. and Watson J.D. // Molecular Biology of the Cell. 3th edition. Garland Publishing, New York (1994).

42. Gennis R. В. // Biomembranes: Molecular Structure and Function. Springer-Verlag, New York. (1989).

43. Gilman A.G. G proteins: transducers of receptor-generated signals. // Annu. Rev. Biochem. (1987) 56: 615-649.

44. Lauffenburger D.A., and Linderman J.J. // Receptors: Models for Binding, Trafficking, and Signaling. Oxford University Press, New York (1993).

45. Neer E. Heterotrimeric G proteins: Organizers of transmembrane signals. // Cell (1995) 80: 249-257.

46. Cherry R J., Smith P.R., Morrison I. E. G. and Fernandez N. Mobility of cell surface receptors: are-evaluation. //FEBS Lett. (1998) 430: 88-91.

47. Brandts J. F. and Jacobson B.S. A general mechanism for transmembrane signalling based on clustering of receptors. // Surv. Synth. Pathol. Res. (1983) 2:107-114.

48. Chuang D. and Costa E. Evidence for internalization of the recognition site of P-adrenergic receptor subsensivity induced by isoproterenol. // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. (1979) 76: 3024-3028.

49. Бергельсон Л.Д. // Мембраны, молекулы, клетки. Издательство "Наука", Москва (1982).

50. Kent С. Eukaryotic phospholipid biosynthesis.// Annu RevBiochem (1995) 64: 315-43.

51. Dowhan W. Molecular basis for membrane phospholipid diversity: why are there so many lipids? // Annu. Rev. Biochem. (1997) 66: 199-232.

52. Monger P.M. The structure of micelles.//Ace. Chem. Res. (1979) 12: 111-115.

53. Hinze W.L., Pramauro E. Critical Review of surfactant-mediated phase separation (cloud-point extractions): theory and applications. // Crit. Rev. Anal. Chem. (1993) 24:133-119.

54. Sanz-Medel A., de la Campa M.R.F., Gonzalez E.B., Fernandez-Sanchez M.L. Organised surfactant assemblies in analytical atomic spectrometry. // Spectrochim. Acta В (1999) 54:251-287.

55. Koynova R., Caffrey M. Phase and phase transitions of the phosphatidylcholines. // Biochim. Biphys. Acta (1998) 1376: 91-45.

56. Bergelson L.D., Dyatlovitskaya E.V., Torkhovskaya T.I., Sorokina I.В., Gorkova N.P. Phospholipid composition of membranes in the tumor cell.// Biochim Biophys Acta (1970) 210: 287-98.

57. Bergelson L.D , Dyatlovitskaya E.V., Sorokina I.В., Gorkova N.P. Phospholipid compositon of mitochondria and microsomes from regenerating rat liver and hepatomas of different growth rate. // Biochim Biophys Acta (1974) 360: 361-5.

58. Shaposhnikova G.I., Prokazova N.V., Buznikov G.A., Zvezdina N.D., Teplitz N.A., Bergelson L.D. Shedding of gangliosides from tumor cells depends on cell density. // Eur J Biochem (1984) 2, 140: 567-570.

59. Goldfine H. Bacterial membranes and lipid packing theory. // J Lipid Res (1984) 25: 1501-7.

60. Akers С.К., Parsons D.F. X-ray diffraction of myelin membrane. II. Determination of the phase angles of the frog sciatic nerve by heavy atom labeling and calculation of the electron density distribution of the membrane. // Biophys J (1970) 10: 116-136.

61. Blaurock A.E. The spaces between membrane bilayers within PNS mvelin as characterized by X-ray diffraction. // Brain Res (1981) 210: 383-387.

62. Harker D. Myelin membrane structure as revealed by x-ray diffraction. // Biophys J (1972) 12: 1285-1295.

63. Kurrle A., Rieber P., Sackmann E. Reconstitution of transferrin receptor in mixed lipid vesicles. An example of the role of elastic and electrostatic forces for protein/lipid assembly. //Biochemistry (1990) 29:36, 8274-82 .

64. Zheng C., Vanderkooi G. Molecular origin of the internal dipole potential in lipid bilayers: calculation of the electrostatic potential. // Biophys J (1992) 63: 935-41.

65. Seelig J., Nebel S., Ganz, P., Bruns C. Electrostatic and nonpolar peptide-membrane interactions. Lipid binding and functional properties of somatostatin analogues of charge z = +1 to z = +3. // Biochemistry (1993) 32(37): 9714-21.

66. Fattal D.R., Ben Shaul A. A molecular model for lipid-protein interaction in membranes: the role of hydrophobic mismatch. // Biophys J (1993) 65(5): 1795-809.

67. Singer S.J. A fluid lipid-globular protein mosaic model of membrane structure. // AnnN Y Acad Sci (1972) 195: 16-23.

68. Israelachvili J.N. Refinement of the fluid-mosaic model of membrane structure. // Biochim Biophys Acta (1977) 469(2): 221-5.

69. Schiffmann Y. The 'fluid mosaic model' and the 'lattice model' as two nonequilibrium states of the same membrane and the significance for biochemical control. // Mo I Cell Biochem (1982) 42(2): 117-24.

70. Weiner N.D., Amanat M., Felmeister A. Monomolecular films as a model to study air pollutant-membrane interactions. // Arch Environ Health (1969) 18(4): 636-40.

71. Romeo D., Girard A., Rothfield L. Reconstitution of a functional membrane enzyme system in a monomolecular film. I. Formation of a mixed monolayer of lipopolysaccharide and phospholipid. // J Mol Biol (1970) 53(3). 475-90.

72. Maddy A.H., Huang C., Thompson Т.Е. Studies on lipid bilayer membranes: a model for the plasma membrane. // Fed Proc (1966) 25(3): 933-6.

73. Melikov K.C., Samsonov A. V., Pirutin S.K., Frolov V.A. Study of conductance changes of bilayer lipid membrane induced by electric field. // Membr Cell Biol (1999) 13(1): 121-30.

74. Negrete H.O., Rivers R.L., Goughs A.H., Colombini M., Zeidel M.L. Individual leaflets of a membrane bilayer can independently regulate permeability. // J Biol Chem (1996) 271(20): 11627-30.

75. Petersen D.C. Water permeation through the lipid bilayer membrane. Test of the liquid hydrocarbon model. //Biochim Biophys Acta (1980) 600(3): 666-77.

76. Antonov V.F., Smirnova E.Yu., Shevchenko E.V. Electric field increases the phase transition temperature in the bilayer membrane of phosphatide acid. // Chem Phys Lipids (1990) 52(3-4): 251-7.

77. Lin G.S., Macey R.I., Mehlhorn R.J. Determination of the electric potential at the external and internal bilayer-aqueous interfaces of the human erythrocyte membrane using spin probes. // Biochim Biophys Acta (1983) 732(3): 683-90.

78. Woolf T.B., Roux B. Structure, energetics, and dynamics of lipid-protein interactions: A molecular dynamics study of the gramicidin A channel in a DMPC bilayer. // Proteins (1996) 24(1): 92-114.

79. Batzri E.D, Korn N. Single bilayer liposomes prepared without sonication. // Biochim. Biophys. Acta. (1973)298: 1015-1019.

80. Ambartsumian T.G., Adamian S.I., Marikian G.G., Petrosian L.S. A method of calculating the liposome membrane permeability using dialysis method. // Biofizika (1989) Jan-Feb 34(1): 54-6.

81. Nordlund J.R., Schmidt C.F., Dicken S.N., Thompson Т.Е. Transbilayer distribution of phosphatidylethanolamine in large and small unilamellar vesicles. // Biochemistry (1981) 20(11): 3237-41.

82. Hammond К, Reboiras M.D., Lyle I.G., Jones M.N. Characterisation of phosphatidylcholine/phosphatidylinositol sonicated vesicles. Effects of phospholipid composition on vesicle size. // Biochim Biophys Acta (1984) 774(1): 19-25.

83. Fujimoto K., Umeda M., Fujimoto T. Transmembrane phospholipid distribution revealed by freeze-fracture replica labeling. // J Cell Sci (1996) 109 (10): 2453-60.

84. Bevers E.M., Comfurius P., Dekkers D.W., Harmsma M., Zwaal R.F. Transmembrane phospholipid distribution in blood cells: control mechanisms and pathophysiological significance. //Biol Chem (1998) 379(8-9): 973-86.

85. Weinstein J.N., Yoshikami S., Henkart P., Blumenthal R., Hagins W.A. Liposome-cell interaction: transfer and intracellular release of a trapped fluorescent marker. // Science (1977) 195(4277): 489-92.

86. Kashiwagura Т., Sakurai K., Takeguchi N. Physiological assay of liposome-mediated transport of a drug across Xenopus intestine: cell-liposome interaction. // Biochim Biophys Acta (1987) 903(2): 248-56.

87. Lopez-Amaya C., Marangoni A.G. Comparison of dynamic and integrated light-scattering techniques in the study of the interaction of Candida rugosa lipase with DPP С liposomes. // Biophys Chem (1999) 80(2): 69-83.

88. Kokkona M., Kallinteri P., Fatouros D., Antimisiaris S.G. Stability of SUV liposomes in the presence of cholate salts and pancreatic lipases: effect of lipid composition. // Eur J Pharm Sci (2000) 9(3): 245-52.

89. Davies D.E., Critchlow M., Grainger D.W., Reichert A., Ringsdorf H., Lloyd J.B. Small unilamellar liposomes from mixed natural and polymeric phospholipids: stability and susceptibility to phospholipase A2. // Biochim Biophys Acta (1991) 1084(1): 29-34.

90. Oliver A.E., Fisk E., Crowe L.M., de Araujo P.S., Crowe J.H. Phospholipase A2 activity in dehydrated systems: effect of the physical state of the substrate. // Biochim Biophys Acta (1995) 1267(2-3): 92-100.

91. Yamauchi K., Hayashi M., Yamamoto I. l,2-ditriacontanedioyl-sn-glycero-3-phosphocholine: A cyclic lipid used for phospholipase A2-catalyzed modulation of the liposome surface charge. // J Biochem (Tokyo) (1999) 125(5): 853-7.

92. Tomita Т., Watanabe M., Yasuda Т. Effect of fatty acyl domain of phospholipids on the membrane-channel formation of Staphylococcus aureus alpha-toxin in liposome membrane. // Biochim Biophys Acta (1992) 1104(2): 325-30.

93. Cho Y., Ко T.S., Cha S.H., Sok D.E. Properties of acetylcholinesterase reconstituted in liposomes of a different charge. // Neurochem Res (1995) 20(6): 6817.

94. Schumacher I., Arad A., Margalit R. Butyrylcholinesterase formulated in liposomes. // Biotechnol Appl Biochem (1999) 30 (Pt 3): 225-30.

95. Walde P., MarzettaB. Bilayer permeability-based substrate selectivity of an enzyme in liposomes. // Biotechnol Bioeng (1998) 57(2): 216-9.

96. Oliver A.E., Crowe L.M., de Araujo P.S., Fisk E., Crowe J.H. Arbutin inhibits PLA2 in partially hydrated model systems. // Biochim Biophys Acta (1996) 1302(1): 69-78.

97. Sultana G.N., Watanabe Y., Tamai Y. Effects of inorganic phosphorus compounds on the hydrolysis of phosphatidylcholine liposomes by phospholipid-deacylating enzymes. // Biotechnol Appl Biochem (1995) 21 (Pt 1): 101-10.

98. Wu S.K., Cho W. A continuous fluorometric assay for phospholipases using polymerized mixed liposomes. // Anal Biochem (1994) 221(1): 152-9.

99. Holte L.L., Separovic F., Gawrisch K. Nuclear magnetic resonance investigation of hydrocarbon chain packing in bilayers of polyunsaturated phospholipids. // Lipids (1996) Suppl: SI99-203.

100. Thurmond R.L., Lindblom G., Brown M.F. Curvature, order, and dynamics of lipid hexagonal phases studied by deuterium NMR spectroscopy. // Biochemistry (1993) 32(20): 5394-410.

101. Victorov A. V., Taraschi T.F., Hoek J.B. Phosphatidylethanol as a 13C-NMR probe for reporting packing constraints in phospholipid membranes. // Biochim Biophys Acta (1996) 1283(2): 151-62.

102. Bhattacharya S., Haldar S. Interactions between cholesterol and lipids in bilayer membranes. Role of lipid headgroup and hydrocarbon chain-backbone linkage. // Biochim Biophys Acta (2000) 1467(1): 39-53.

103. Siminovitch D.J., Ruocco M.J., Makriyannis A., Griffin R.G. The effect of cholesterol on lipid dynamics and packing in diether phosphatidylcholine bilayers. X-ray diffraction and 2H-NMR study. // Biochim Biophys Acta (1987) 901(2): 191-200.

104. White S.H. and King G.I. Molecular packing and area compressibility of lipid bilayers. // Proc Nat. Acad Sci U S A (1985) 82(19): 6532-6.

105. Maulik P.R., Ruocco M.J., Shipley G.G. Hydrocarbon chain packing modes in lipids: effect of altered sub-cell dimensions and chain rotation. // Chem Phys Lipids (1990) 56(2-3): 123-33.

106. Mcintosh T.J. The effect of cholesterol on the structure of phosphatidylcholine bilayers. //Biochim Biophys Acta (1978) 19, 513(1): 43-58.

107. Pap E.H., ter Horst J.J., van Hoek A., Visser A.J. Fluorescence dynamics of diphenyl-l,3,5-hexatriene-labeled phospholipids in bilayer membranes. // Biophys Chem (1994) 48(3): 337-51.

108. Lentz B.R. Use of fluorescent probes to monitor molecular order and motions within liposome bilayers. // Chem.Phys. Lipids. (1993) 64: 99-116

109. Sassaroli M., Vauhkonen M, Perry D. and Eisinger, J. Lateral diffusivity of lipid analogue excimeric probes in dimyristoylphosphatidylcholine bilayers. // Biophys. J. (1990) 57: 281-290.

110. ForsterT. and KasperK. HZ. for Electrochem. (1955) 59: 976-980.

111. Stevens В. and Ban M.I. Spectrophotometric determination of enthalpies and entropies of photoassociation for dissolved aromatic hydrocarbons. // Trans. Faraday Soc. (1964) 60: 1515-1523.

112. Doller E., and Forster Th. Der Konzentrationsumschlag der Fluoreszenz des Pyrens. HZ. Phys. Chem. (1962) 34:132-150.

113. Birks J.В., Dyson D.J. and Munro I K. Excimer fluorescence. II. Lifetime studies of pyrene solutions. //Proc. R. Soc. Lond. A. (1963) 275: 575-587.

114. Birks J. В., Lumb M.D. and Munro I.H. Excimer fluorescence. V. Influence of solvent viscosity and temperature. // Proc. R. Soc.«Lond. A. (1964) 280: 289-297.

115. Sassaroli M., Vauhkonen M., Perry D. and Eisinger J. Lateral diffusivity of lipid analogue excimeric probes in dimyristoylphosphatidylcholine bilayers. // Biophys. J. (1990) 57:281-290.

116. Tocanne J.F., Dupou-Cezanne L., and Lopez A. Lateral diffusion of lipids in model and natural membranes. //Prog. Lipid Res. (1994) 33: 203-237.

117. Pfeffier W., Schlossbauer G., Knoll W., Farago В., Steyer A. and E. Sackmann. Ultracold neutron scattering study of local lipid mobility in bilayer membranes. // J. Phys. (France) (1988) 49: 1077-1082.

118. Tabony J. and Perly B. Quasielastic neutron scattering study of fast local tianslational diffusion of lipid molecules in phospholipid bilayers. // Biochim. Biophys. Acta (1990) 1063: 67-72.

119. Trauble H. and Sackmann E. Studies of the crystalline-liquid crystalline phase transition of lipid model membranes. III. Structure of a steroid-lecithin system below and above the lipid-phase transition. // J. Am. Chem. Soc. (1972) 94: 4499-4510.

120. Freed J.H. Field gradient ESR and molecular diffusion in model membranes. // Annu. Rev. Biophys. Bimol. Struct. (1994) 23: 1-25.

121. Axelrod D., Koppel D.E., Schlessinger J., Elson E. and Webb W.W. Mobility measurements by analysis of fluorescence photobleaching recovery kinetics. // Biophys. J. (1976) 16: 1055-1069.

122. Jovin T.M. and Vaz W.L.C. Rotational and translational diffusion in membranes measured by fluorescence and phosphorescence methods. // Methods Enzymol. (1989) 172:471-513.

123. Lindblorn G. and Oradd G. NMR studies of translational diffusion in lyotropic liquid crystals and lipid membranes. // Prog. Nucl. Magn. Reson. Spectrosc. (1994) 26: 483-515.

124. Bloom M. and Thewalt J.L. Spectroscopic determination of lipid dynamics in membranes. // Chem. Phys. Lipids (1994) 73: 27-38.

125. Hetzer M., Heinz S., Grage S. and Bayerl T.M.sAsymmetric molecular friction in supported phospholipid bilayers revealed by NMR measurements of lipid diffusion. // Langmuir (1998)14: 982-984.

126. Devaux P. and McConnell H. Lateral diffusion in spin-labeled phosphatidylcholine multilayers. // J. Am. Chem. Soc. (1972) 94: 4475-4481.

127. Saxton M.J. and Jacobson K. Single-particle tracking: Applications to membrane dynamics. //Annu. Rev. Biophys. Biomol. Struct. (1997) 26: 373-399.

128. Schmidt T.G, Schultz J., Baumgartner W., Gruber H.J. and Schindler H. Characterization of photophysics and mobility of single molecule in a fluid lipid membrane. // J. Phys. Chem. (1995) 99: 17662-17668.

129. Eisinger J., Flores J., Petersen W.P. A milling crowd model for local and long-range obstructed lateral diffusion. Mobility of excimeric probes in the membrane of intact erythrocytes. // Biophys. J. (1986)49: 987-1001.

130. Pap E.H.W., Hanicak A., van Hoek A., Wirtz K.W.A., Visser A.J.W.G. Quantitative analysis of lipid-lipid and lipid-protein interactions in membranes by use of pyrene-labeled phosphoinositides. // Biochemistry (1995) 34: 9118-9125.

131. Razi Naqvi К., Gonzalez Rodriguez J., Cherry R.J. and Chapman D. Spectroscopic technique for studying protein rotation in membranes. // Nat New Biol (1973) 24, 245(147): 249-51.

132. Kanner J., German J.В., Kinsella J.E. Initiation of lipid peroxidation in biological systems. // CRC Critical Reviews in Food Science and Nutrition 25(4): 317-358.

133. Бурлакова Е.Б., Сторожок H.M., Храпова Н.Г. Исследование ролй функциональных групп как синергистов окисления. // Биол. Мембраны (1990) 7(6): 612-618.

134. Holman R.T. Essential fatty acid deficiencies in human. // in CRC Handbook of Nutrition and Food, Vol.3, Recheigl., M., Ed., CRC Press, Boca Raton, Fla., (1978): 335-354.

135. Бурлакова Е.Б., Сторожок H.M., Храпова Н.Г. Соотношение между активностью антиоксидантов и окислением субстратов в природных липидах. // Биофизика (1988) 33(5): 781-6.

136. Hsieh R.J. and Kinsella J.E. // "Oxidation of PUFA's, Mechanisms, Products and Inhibition with Emphasis on Fish" in Advances in Food and Nutritional Research, Academic Press (1989) 233-241.

137. Tappel A.L. Lipid peroxidation and fluorescent molecular damage to membranes. // Photobiol. Cell Membrane (1975) 1: 145-149.

138. Gardner H.W. Lipid hydroperoxide reactivity with proteins and amino acids', a review. // J. Agric. Food Chem., B. (1983) 27: 1256-1274.

139. Vercelotti J.R. Introduction. // in "Lipid Oxidation in Foods". Ed. Allen J. St. Angelo. ACS Symposium Series 500 (ISBN 0-8412-2461-7) (1992) 1-11.

140. Burlakova E.B, Krashakov S.A., Khrapova N.G. The role of tocopherols in biomembrane lipid peroxidation. // Membr Cell Biol (1998) 12(2): 173-211.

141. Simic M.G. // in "Lipid Oxidation in Foods". Ed. Allen J. St. Angelo. ACS Symposium Series 500 (ISBN 0-8412-2461-7) (1992) 14-32.

142. Kubow S. Routes of formation and Toxic Consequences of Lipid Oxidation Products in Foods. //Nutritional Review (1993) 7: 617-635.

143. Hansen H.S. New biological and Clinical Roles for the N-6 and N-3 Fatty Acids. // Nutrirional Review (1994) 52: 162-169.

144. Holman R.T. and Johnson SB. Essential fatty acid deficiencies in man. // in Dietary Fats and Health. Perkins, E.G. and Visek, W.J., Eds. Am. Oil Chem. Soc., Champaign, III (1983): 247-258.

145. Soderhjeilm L., Wiese H.F. and Holman R.T. The role of polyunsaturated acids in human nutrition. // Prog. Chem. Fats Other Lipids (1971) 9: 557-572.

146. Holman R.T. Biological activities of polyunsaturated fatty acids. // Prog. Chem. Fats Other Lipids (1971) 9: 611-623.

147. Kanner J., German J.В., Kinsella J.E. Initiation of lipid peroxidation in biological systems. // CRC Critical Reviews in Food Science and Nutrition 25(4): 317-358.

148. Ames B.N. Dietary carcinogenes and anticarcinogenes. Oxygen radicals and degenerative diseases. Science (1983) 221: 1256-69.

149. Yagi K. Lipid Peroxides in Biology and Medicine. // in Yagi, K., Ed., Academic Press, New York (1982): 223-241.

150. Tappel A.L. Lipid peroxidation damage to cell components. //Fed. Proc. (1973) 32: 1870-83.

151. Калмыкова В.И., Бурлакова Е.Б. Коррекция нарушений в соотношении уровня содержания липидов и продуктов их окисления у пациентов с атеросклерозом коронарных сосудов и инфарктом миокарда. // Сов. Мед. (1982) 4: 3-7.

152. Goto Y. Lipid peroxides as a cause of vascular disease. // in Lipid peroxides in Biology and Medicine. Yagi, K., Ed., Academic Press, New York (1982): 295-302.

153. Yagi K. A simple fluorometric assay for lipoperoxide in blood plasma. //Biochem. Med. (1976) 15: 212-218.

154. BidlackW.R. and Tappel A.L. Damage to microsomal membrane by lipid peroxidation. // Lipids (1973) 8: 177-183.

155. Csallany A.S. and Isayaz K.L. Quantitative determination of lipofuscin pigments in tissues. //Lipids (1976) 11: 412-423.

156. Jain S.K. and Hochstein P. Polymerization of membrane components in ageing blood cells. // Biochem. Biophys. Res. Commun. (1980) 92: 247-251.

157. Kumar K.S., Richard W. and Hochstein P. Lipid peroxidation and hemolysis. // Arch. Biochem. Biophys. (1979) 180. 514-521.

158. Ames B.N, Dietary carcinogenes and anticarcinogenes. Oxygen radicals and degenerative diseases. Science (1983) 221: 1256-69.

159. Jensen O.M. // in Dietary Fats and Health. Perkins, E.G. and Visek, W.J. Eds. Am. Oil Chem. Soc. Champaign, III. (1983): 698-705.

160. Armstrong B. and Doll R. Environmental factors in cancer incidence and mortality in different countries with special reference to dietary practices. // Int. J. Cancer (1975) 15: 617-628.

161. Burlakova E.B., Molochkina E.M., PaFmina N.P. Role of membrane lipid oxidation in control of enzymatic activity in normal and cancer cells. // Adv Enzyme Regul (1980) 18: 163-79.

162. McKay P.B. and Gibson D.D. Control of lipids peroxidation via heat labile cytosolic factor. // in Lipid Peroxies in Biology and Medicine. Yagi, K., Ed., Academic Press. New York (1982): 179-187.

163. O'Brien P.J. Peroxide mediated metabolic activation of carcinogenes. // in Lipid Peroxies in Biology and Medicine. Yagi, K., Ed., Academic Press. New York (1982) 317-329.

164. McKay P.B. and King M.M. Antioxidants, dietary fat and carcinogenesis. // in Dietary Fats and Health. Perkins E.G. and Yisek W.J. Eds., Am. Oil Soc., Champaign, III. (1983) 761-779.

165. Lundberg W.O. // Autooxidation and Antioxidant. John Wiley & Sons. New York. (1961).

166. Schultz H.W., Day E.A. and Sinnhuber R.O. // Eds., Symposium on Foods. Lipids and Their Oxidation. AVI. Westport. Conn. (1962).

167. Wolman M. Biological peroxidation of lipids and membranes. //Isr. J. Mod. Sci. (1975) 11 (Suppl.): 1-9.

168. Pearson A.M., Love, J.D. and Shorland F.B. "Warmed over" flavor in meat, poultry and fish. // Adv. Food Res. (1977) 23: 1-5.

169. Bus J.S. and Gibson J.E. Lipid peroxidation and its role in toxicology. // Rev. Biochein. Toxicol. (1979): 125-134.

170. Logani M.K. and Davies R.E. Lipid oxidation: biological effects and antioxidants -a review. // Lipids (1980) 15: 485-497.

171. Frankel E.N. Lipid oxidation. //Prog. Lipid Res. (1980) 19: 1-13.

172. Vladimirov Y.A., Olenfev V.I., Suslova. T.B. and Cheremisina Z.P. Lipid peroxidation in mitochondrial membrane. // Adv. Lipid Res. (1980) 17: 173-180.

173. Simic M.G. and Karel. M. Autoxidation in Food and Biological Systems, Plenum Press. New York (1980).

174. Schaich K M. Free radical initiation in proteins and amino acids by ionizing and ultraviolet radiations and lipid oxidation. III. Free radical transfer from oxidizing lipids. // CRC Crit. Rev. Food Sci. Nutr. (1980) 13: 189-196.

175. Pace-Asciak C. and Granstrom E. // Prostaglandin and Related Substances. Elsevier, Amsterdam (1983).

176. Khayat A. and Schwall D. Lipid oxidation in sea food. // Food Technol. (1983) 37: 130-133.

177. Love J.D. The role of heme iron in the oxidation of lipids in red meats. // Food Technol. (1983) 37: 117-128.

178. Gabig T.G. and Babior B.M. The 02- forming oxidase responsible for the respiratory burst of the human neutrophils: further properties. // J. Biol. Chem. (1979) 254: 9070-74.

179. Bahior В., Kipnes R. and Curnultle J. Biological defense mechanisms. The production of leukocytes of superoxide, a potential bactericidal agent. // J. Clin. Invest. (1973) 52: 741-53.

180. Loschen G., Azzi A., Richter C. and Flohe L. Superoxide radicals as precursors of mitochondrial hydrogen peroxide. // FEBS Lett. (1974) 42: 68-73.

181. Beveris A. Mitochondrial production of superoxide radical and hydrogen peroxide. // in Tissue Hypoxia and Ischemia. Reivich M., Coburn R., Lahin S. and Chance B. Eds. Plenum Press. New York (1977) 67-73.

182. Turrens J.F. and Boveris A. Generation of superoxide anion by the NADH dehydrogenase of bovine heart mitochondria. // Biochem. J. (1980) 191: 421-29.

183. Asada К. and Kiso К. Initiation of aerobic oxidation of sulfite by illuminated spinach chloroplasts. //Eur. J. Biochem. (1973) 33: 253-58.

184. Carroll K.K. The role of dietary fat in carcinogenesis. // in Dietary Fats and Health. Perkins, E. G. And Visek, W. J. Eds., Am. Oil Chem. Soc. Champaign. III. (1983) 710-742.

185. McCord J.M. and Fridovich I. The reduction of cytochrome С by milk xanthine oxidase. // J. Biol.Chem. (1968) 243: 5753-58.

186. Babior B.M. and Peters W.A. The superoxide-producing enzyme of human neuirophils: further propeties. // J. Biol. Chem. (1.981) 256: 2321-27.

187. Misra H.P. and Fridovich I. The generation of superoxide radical during the autoxidation of hemoglobin. //J. Biol. Chem. (1972) 247: 6960-69.

188. Winterbourn C., McGrath, B. and Carrell R. Reactions involving superoxide and normal and unstable hemoglobins. // Biochem. J. (1976) 155: 493-99.

189. Gotoh T. and Shikama K. Generation of the superoxide radical during the autoxidation of oxymyoglobin. //J. Biochem. (1976) 80: 397-405.

190. Lynch R.E., Lee G.R. and Cartwright G.E. Inhibition by superoxide dismutase of methemoglobin formation from oxyhemoglobin. //J. Biol. Chem. (1976) 251: 101524.

191. Weiss S.J. Neutrophil-mediated methemoglobin formation in the erythrocyte. II J. Biol. Chem. (1982) 257: 2947-52.

192. Ballou D., Palmer G. and Massey V. Direct demonstration of superoxide anion production during the oxidation of reduced flavin and its catalytic decomposition by erythrocuprein. // Biochem. Biophys. Res. Commun. (1969) 36: 898-905.

193. Misra H.P. Generation of superoxide radicals during the autoxidation of thiols. // J. Biol. Chem. (1974) 249: 2151-59.

194. Rowley D.A. and Halliwell B. Superoxide-dependent formation of hydroxyl radicals in the presence of hydroxyl radicals in the presence of thiol compounds. // FEBS Lett. (1982) 138: 33-38.

195. Sawyer D.T. and Valentine J.S. How super is superoxide? // Acc. Chem. Res. (1981) 14: 393-401.

196. Czapski G. Radiation chemistry of oxygenated aqueous solutions. 11 Ann. Rev. Phys. Chem. (1971) 22: 171-80.

197. Lee-Ruff E. The organic chemistry of superoxide. // Chem. Soc. Rev. (1977) 6: 195-211.

198. Gebicki J.M. and Bielski B.H.J. Comparison of the capacities of the perhydroxyl radical and the superoxide radicals to initiate chain oxidation of linoleic acid. // J. Am. Chem. Soc. (1981) 103: 7020-25.

199. Tyler D.P. Polarographic assay and intracellular distribution of superoxide dismutase in rat liver. // Biochem. J. (1975) 147: 493-402.

200. Oshino N., Chance В., Sies H. and Bucher T. The role of H202 generation in perfused rat liver and the reaction of catalase compound I and hydrogen donors. // Arch. Biochem. Biophys. (1973) 154: 117-126.

201. Boveris A., Oshino N. and Chance B. The cellular production of hydrogen peroxide. //Biochem. J. (1972) 128: 617-629.

202. Chance В., Sies H. and Boveris. A. Hydroperoxide metabolism in mammalian organs. //Physiol. Rev. (1979) 59: 527-538.

203. Sbarra A.J. and Karnovsky M.L. The metabolic basis of phagocytosis. // J. Biol. Chem. (1959) 234: 1355-59.

204. Babior B.M. Oxygen-dependent microbial killing by phagocytes. I. and II. // N. Engl. J. Med. (1979) 298 (659): 721-731.

205. Iyer G.Y.N., Islam D.M.F. and Quastel J.H. Biochemical aspects of phagocytosis.//Nature (London) (1961) 192: 535-43.

206. Root R. K., Metcalf J., Oshino N. and Chance В. H202 release from human granulocytes during phagocytosis. 1. Documentation, quantitation and some regulatory factors. //J. Clin. Invest. (1975) 55: 945-53.

207. Koppenol W.H. and Liebman J.F. The oxidizing nature of the hydroxyl radical. A comparison with ferryl ion (Fe02+). // J. Phys. Chem. (1984) 88: 99-104.

208. Fenton H.J.H. and Jackson H. The oxidation of polyhydric alcohols in the presence of iron. J. Chem. Soc. (London) (1999) 75: 1-18.

209. Haber F. and Weiss J. The catalytic decomposnion of hydrogen peroxide by iron salts. // Proc. R. Soc. London Ser. A. (1934) 147: 332-45.

210. Dixon W.T. and Norman R.O.C. Free radicals formed during the oxidation and reduction of peroxides. //Nature (London) (1962) 196: 891-98.

211. Lai C.S. and Piette L.H. Spin-trapping studies of hydroxyl radical production involved in lipid peroxidation. // Arch. Biochem. Biophys. (1978) 190: 27-35.

212. Rosen G. and Rauckman E.J. Spin trapping of free radicals during hepatic microsomal lipid peroxidation. //Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. (1981) 78: 7346-51.

213. Halliwel B. and Gutteridge M.C. Oxygen toxicity, oxygen radicals, transition metals and disease. // Biochem. J. (1984) 219: 1-14.

214. Stratton S.P. and Liebler D.C. Determination of singlet oxygen-specific versus radical-mediated lipid peroxidation in photosensitized oxidation of lipid bilayers: effect of beta-carotene and alpha-tocopherol. //Biochemistry (1997) 36(42): 12911-20.

215. Krinsky N.I. Singlet excited oxygen as a mediaior of the antibacierial action of leukocytes. // Science (1974) 186: 363-69.

216. Rosental I. Photooxidation of foods. // in Singlet Oxygen, Vol. 4. Frimer, A. A. Ed.

217. CRC Press. Boca Raton. Fla. (1985) 145-54.

218. Bailey P S. Ozonation in Organic Chemistry. // Academic Press, New York (1978).

219. Tappel A.L. Measurement of in vivo lipid peroxidation via exhaled pentane and protection by vitamin E. // in Lipid Peroxides in Biology and Medicine. Yagi. K. Ed. Academic Press. (1982) 225-231.

220. Goldstein D.B., Buckley R.D., Cardinas K. and Balchum O.J. Ozone and vitamin E. // Science (1970) 169: 605-609.

221. Aisen P. and Liskowsky I. Iron transport and storage proteins. II Ann. Rev. Biochem. (1980) 49: 357-361.

222. Harrison P.M. and Hoare R.J. Metals in Biochemistry. // Chapman & Hall. London, (1980) 1-7.

223. Kuypers F. A., van den Berg J.J., Schalkwijk C., Roelofsen В., Op den Kamp J. A. //Biochim. Biophys. Acta (1987) 921: 266-274.

224. Drummen G.P.C., Op den Kamp J.A.F. and Post J.A. Validation of the peroxidative indicators, cis-parinaric acid and parinaroyl-phospholipids, in a model system and cultured cardiac myocytes. //Biochim. Biophys. Acta (1999) 1436: 370382.

225. Pap E.H.W., Drummen G.P.C., Winter V.J., Kooij T.W.A., Rijken P., Wirtz K.W.A., Op den Kamp J.A.F., Hage W.J. and Post J.A. Ratio-flourescence microscopy of lipid oxidation in living cells using CI 1-BODIPY. //FEBS Letters (1999) 453: 278-282.

226. Apostol I., Heinstein P.F and Low P. Rapid stimulation of an oxidatve burst during elicitaion of cultured plant cells. // Plant Physiol. (1989) 90: 109-116.

227. Chandra S., Heinstein P.F and Low P. Activation of phospholipasse A by plant defense elicitors. // (1996) Plant Physiol. (1996) 110: 979-986.

228. Lamb C. and Dixon R.A. The oxidative burst in plant disease resistance. // Annu. Rev. Plant Mol. Biol. (1997) 48: 252-75.

229. Chapman K.D. Phospholipase activity during plant growth and development and in response to environmental stress. II Trends in Plant Science Reviews (1998) 3(11): 419-426.

230. Balakumar Т., Gayathri B. and Anbudurai P.R. Oxidative stress injury in tomato plants induced by supplemental UV-B radiation. //Biologia Plantarium (1997) 39 (2): 215-221.

231. Sunamoto J., Baba Y., Iwamoto K. and Kondo H. Liposomal membranes. Autoxidation of unsaturated fatty acids in liposomal membranes. // Biochim. Biophys. Acta (1985) 833: 144-150.

232. Corliss G.A., Dugan L.R. Phospholipid oxidation in emulsions. // Lipids (1971) 5 (10): 846-853.

233. Sunamoto J., Baba Y., Iwamoto K. and Kondo H. Liposomal membranes. Autoxidation of unsaturated fatty acids in liposomal membranes. // Biochim. Biophys. Acta (1985) 833: 144-150.

234. Roubal W.T. and Tappel A.L. Damage to proteins, enzymes, and amino acids by peroxidizing lipids // Arch Biochem Biophys (1966) 113(1): 5-8.

235. Knudsen C.A., Tappel A.L. and North J. A. Multiple antioxidants protect against heme protein and lipid oxidation in kidney tissue. // Free Radic Biol Med (1996) 20(2): 165-73.

236. Dix T.A. and Marnett L.J. Conversion of linoleic acid hydroperoxide to hydroxy, keto, epoxyhydroxy, and trihydroxy fatty acids by hematin. // J. Biol. Chem. (1985) 260: 5351-5357.

237. Kim E.H. and Sevanian A. Hematin- and peroxide-catalyzed peroxidation of phospholipid liposomes. //Arch Biochem Biophys (1991) 288: 324-30.

238. Wheeler E.L. Cytochrome P-450 mediated interaction between hydroperoxide and molecular oxygen. A proposed method for P-450 kinetic studies. // Biochem. Biophys. Res. Commun. (1983) 110: 646-653.

239. Ator M.A. and Ortiz de Montellano P.R. Protein control of prosthetic heme reactivity. Reaction of substrates with the heme edge of horseradish peroxidase. // J. Biol. Chem. (1987) 262: 1542-1551.

240. Chamulitrat W. and Mason R. Lipid peroxyl radical intermediates in the peroxidation of polyunsaturated fatty acids by lipoxygenase. Direct electron spin resonance investigations. // J. Biol. Chem. (1989) 264: 20968-20973.

241. Kalyanaraman В., Mason R.P., Tainer B. and Eling Т.Е. The free radical formed during the hydroperoxide-mediated deactivation of ram seminal vesicles is hemoprotein-derived. // J. Biol. Chem. (1982) 257: 4764-4768.

242. Davies M.J. Detection of peroxyl and alkoxyl radicals produced by reaction of hydroperoxides with heme-proteins by electron spin resonance spectroscopy. // Biochim.Biophys. Acta (1988) 964: 28-35.

243. Kaschnitz R.M. and Hatefi Y-. Lipid oxidation in biological membranes. Electron transfer proteins as initiators of lipid autoxidation. //Arch. Biochem. Biophys. (1975) 171: 292-304.

244. Kim H. and Sevanian A. Hematin- and Peroxide-Catalysed Peroxidation of Phospholipid Liposomes. // Arch. Biochem. Biophys. (1991) 288 (2): 324-330.

245. Exton J.H. Phosphatidylcholine breakdown and signal transduction. // Biochim. Biophys. Acta (1994) 1212: 26-42.

246. Roberts M.F. Phospholipases: structural and functional motifs for working at an interface. // FASEB J. (1996) 10: 1159-1172. *

247. Serhan C.N., Haeggstrsm J.Z. and Leslie C.C. Lipid mediator networks in cell signaling: update and impact of cytokines. //FASEB J. (1996)10: 1147-1158.

248. Dennis E.A. The growing phospholipase A2 superfamily of signal transduction enzymes. // Trends Biochem. Sci. (1997) 22: 1-2.

249. Kim D.K., Lee H.J., Lee Y. Detection of two phospholipase A2(PLA2) activities in leaves of higher plant Vicia faba and comparison with mammalian PLA2's // FEBS Lett. (1994)343: 213-218.

250. Senda K., Yosilioka H., Doke N., Kawakita K. A cytosolic phospholipase A2. from potato tissues appears to be patatin. // Plant Cell Physiol. (1996) 37: 347-353.

251. Stahl U., Ek B. and Stymne S. Purification and Characterization of a Low-Molecular-Weight Phospholipase A2 from Developing Seeds of Elm. // Plant Physiol. (1998) 117:197-205.

252. Ordway R.W., Walsh J.V., Singer J.J. Arachidonic acid and other fatty acids directly activate potassium channels in smooth muscle cells. // Science (1989) 244: 1176-1179.

253. Bafor M., Smith M.A., Jonsson L., Stobart K., Stymne S. Ricinoleic acid biosynthesis and triacylglycerol assembly in microsomal preparations from developing castor-bean (Ricinus communis) endosperm //Biochem. J.(1991) 280: 507-514.

254. Scherer G.F.E., Andre B. A rapid response to a plant hormone: auxin stimulates phospholipase A2 in vivo and in vitro. // Biochem. Biophys. Res. Commun. (1989) 163: 111-117.

255. Picoletti R, Arienti D, Bendinelli P, Bernelli Zazzera A. Rat liver eicosanoid synthesis during turpentine-induced inflammation. // Second Messengers Phosphoproteins (1991) 13: 141-55.

256. Scherer G.F. Phospholipase A2 and phospholipid-activated protein kinase in plant signal transduction. // Symp Soc Exp Biol (1990) 44: 257-70.

257. Biswas S., Dalai В., Sen M., Biswas B.B. Receptor for myo-inositol trisphosphate from the microsomal fraction of Vigna radiata. // Biochem. J. (1995) 306: 631-636.

258. Scherer G.F. Phospholipid signalling by phospholipase A2 in plants. The role of mastoparan and lysophospholipids as weak 'auxin-like' agonists. // Symp Soc Exp Biol (1994) 48: 229-42.

259. Axelrod J. Receptor-mediated activation of phospholipase A2 and arachidonic acid release in signal transduction. //Biochem. Soc. Trans. (1990) 18: 503-507.

260. Needleman P., Turk J., Jakschik B.A., Morrison A.R., Lefkowith J.B. Arachidonicacid metabolism. // Annu. Rev. Biochem. (1986) 55: 69-102.

261. Roberts M.F. Phospholipases: structural and functional motifs for working at an interface. // FASEB J. (1996) 10: 1159-1172.

262. Hanahan D.J. Platelet activating factor: a biologically active phosphoglyceride. // Annu. Rev. Biochem. (1986) 55: 483-509.

263. Venable M.E., Zimmerma G.A., Mclntyre T.M, Prescot P. Platelet-activating factor: a phospholipid autacoid with diverse actions. // J. Lipid Res. (1993) 34: 691702.

264. Moolenaar W.H. Lysophosphatidic acid, a multifunctional phospholipid messenger. // J. Biol. Chem. (1995) 270: 12949-12952.

265. Moolenaar W.H. Lysophosphatidic acid signalling. // Curr. Opin. Cell Biol. (1995) 7: 203-210.

266. Nishizuka Y. Protein kinase С and lipid signaling for sustained cellular responses. // FASEB J. (1995) 9: 484-496.

267. Buttner N., Siegelbaum S.A., Volterra A. Direct modulation of Aplysia S-K+ channels by a 12-lipoxygenase metabolite of arachidonic acid. //Nature (1989) 342: 553-555.

268. Kurachi Y., Ito H., Sugimoto Т., Shimuzu Т., Miki I., Ui M. Arachidonic acid metabolites as intracellular modulators of the G protein-gated cardiac K+ channel. // Nature (1989) 337: 555-557.

269. Liscovitch M. Phospholipase D: role in signal transduction and membrane traffic. //J. Lipid. Med. Cell Signal. (1996) 14: 215-221

270. Khan W.A., Blobe G.C., Richards A.L., Hannun Y.A. Identification, partial purification, and characterization of a novel phospholipid-dependent and fatty acid-activated protein kinase from human platelets. // J. Biol. Chem. (1994) 26V: 97299735.

271. Oishi K., Raynor R.L., Charp P.A., Kuo J.F. Regulation of protein kinase С by lysophospholipids. Potential role in signal transduction. // J. Biol. Chem. (1988) 263: 6865-6871.

272. Cockcroft S. G-protein-regulated phospholipases C, D and A2-mediated signalling in neutrophils. //Biochim. Biophys. Acta (1992) 1113: 135-160.

273. Dennis E.A., Rhee S.G., Billah M.M., Hannun Y.A. Role of phospholipase in generating lipid second messengers in signal transduction. II FASEB J. (1991) 5: 2068-2077.

274. Munnik Т., de Vrije Т., Irvine R.F, Musgrave A. // Identification of diapylglycerol pyrophosphate as a novel metabolic product of phosphatidic acid during G-protein activation in plants. // J Biol Chem (1996) 271:15708-15.

275. Scherer G.F. A rapid response to a plant hormone: auxin stimulates phospholipase A2 in vivo and in vitro. // Biochem Biophys Res Commun (1989) 163: 111-7.

276. Beffa R., Szell M., Meuwly P., Pay A., Vogeli-Lange R., Metraux J.-P., Neuhaus G., Meins F.Jr., Nagy F. Cholera toxin elevates pathogen resistance and induces pathogenesis-related gene expression in tobacco. // EMBO J. (1995) 14: 5753-5761.

277. Drobak В.К., Watkins P.A. Inositol(l,4,5)trisphosphate production in plant cells: stimulation by the venom peptides, melittin and mastoparan. // Biochem Biophys Res Commun (1994) 205: 739-45.

278. Kurosaki F., Kaburaki H., Nishi A. // Involvement of plasma membrane-located calmodulin in the response decay of cyclic nucleotide-gated cation channel of cultured carrot cells. // FEBS Lett (1994) 340: 193-6.

279. Legendie L., Heinstein P.F., Low P.S. Evidence for participation of GTP-binding proteins in elicitation of the rapid oxidative burst in cultured soybean cells. // J. Biol. Chem. (1992) 267: 20140-20147.

280. Legendre L., Yueh Y.G., CrainR., Haddock N., Heinstein P.F., Low P.S. Phospholipase С activation during elicitation of the oxidative burst in cultured plant cells. //J. Biol. Chem. (1993) 268: 24559-24563.

281. Drobak B.K., Watkins P.A., Bunney T.D., Dove S.K., Shaw P.J. White I.R. and Millne: P. A. Association of multiple GTP-binding proteins with the plant cytoskeleton and nuclear matrix. // Biochem Biophys Res Commun (1995) 210: 7-13.

282. Levine A., Tenhaken R., Dixon R.A. and Lamb C.J. H202 from the oxidative burst orchestrates the plant hypersensitive disease resistance response. // Cell (1994) 79: 583-93.

283. Hammond-Kosack K.E., Jones J.D.G. Resistance gene-dependent pian< defense responses. // Plant Cell (1996) 8: 1773-1791.

284. Senda K., Yoshioka H., Doke N. and Kawakita K. A cytosolic phospholipase A2 from potato tissues appears to be patatin. // Plant Cell Physiol (1996) 37: 347-53.

285. Chen X., Gresham A., Morrison A. and Pentland A.P. Oxidative stress mediates synthesis of cytosolic phospholipase A2 after UVB injury. //Biochim Biophys Acta (1996) 1299: 23-33.

286. Lennartz M.R. Phospholipases and phagocytosis: the role of phospholipid-derived second messengers in phagocytosis. // Int J Biochem Cell Biol (1999) 31: 415-30.

287. Meskiene I. and Hirt H. MAP kinase pathways: molecular plug-and-play chips for the cell. // Plant Mol Biol (2000) 42: 791-806.

288. Ligterink W., Kroj Т., zur Nieden U., Hirt H. and Scheel D. Receptor-mediated activation of a MAP kinase in pathogen defense of plants. // Science (1997) 276: 2054-7.

289. Mizoguchi Т., Ichimura K., Shinozaki K. Environmental stress response in plants: the role of mitogen-activated protein kinases. // Trends Biotech. (1997) 15: 15-19.

290. Puijk W.C., Verheij H.M. and de Haas G.H. The primary structure of phospholipase A2 from porcine pancreas. // Biochim. Biophys. Acta (1977) 492: 254259,

291. Evenberg A., Meyer H., Gaastra W., Verheij H.M. and de Haas, G.H, Amino acid sequence of phospholipase A2 from horse pancreas. // J. Biol.Chem. (1977) 252: 1189-1196.

292. Fleer E.A.M., Verheij H.M. and de Haas,G.H. // The primary strucure of bovine pancreatic phospholipase A2. // Eur. J. Biochem (1978) 82: 261-269.

293. Dijkstra B.W., Drenth J., Kalk K.H. and Vandermaelen P.J. Three-dimensional structure and disulfide bond corrections in bovine pancreatic phospholipase A2. // J. Mol. Biol. (1978) 124: 53-60.

294. Dijkstra, B.W., Kalk K.H., Hoi W.G.J, and Drenth J. Structure of bovine pancreatic phospholipase A2 at 1.7 A resolution. // J. Mol. Biol. (1981) 147: 97-123.

295. Dijkstra B.W., Renetseder R., Kalk K.H., Hoi W.G.J and Drenth J. Structure of porcine pancreatic phospholipase A2 at 2.6 A resolution and comparison with bovine pancreatic phospholipase A2. // J. Mol. Biol. (1983) 168: 163-179.

296. Dijkstra B.W., Weijer W.J. and Wierenga R.K Polypeptide chains with similar amino acid sequenses but a distinctly different conformation. // FEBS Lett. (1983) 164: 25-27.

297. Dijkstra B.W., Drenth J. and Kalk K.H. Active site and catalytic mechanism of phospholipase A2. // Nature (1981) 289: 604-606.

298. Renetseder R., Dijkstra B.W., Huizinga K., Kalk K.H. and Drenth J. Crystal stucture of bovine pancreatic phospholipase A2 covalently inhibited by p-bromo-phenacyl-bromide. //J. Mol. Biol. (1988) 200: 181-188.

299. Donne-Op den Kelder G.M., de Haas G.H. and Egmond M.R. Localisation of the second calcium ion binding site in porcine and equine phospholipse A2. // Biochemistry (1983) 22: 2470-2478.

300. Verheij H.M., Volwerk J.J., Jansen E.H.J.M, Puyk W.C., Dijkstra B.W., Drenth J. and de Haas G.H. Methylation of histidine-48 in pancreatic phospholipase A2. Role of histidine and calcium ion in a catalytic machanism. // Biochemistry (1980) 19: 743750.

301. Waszkowycz B. and Hiller I.H. Aspects of the mechanism of catalysis in phospholipase A2. A combined ab initio molecular orbital and molecular mechanics study. //J. Chem. Soc. Perkin Trans. (1989) II: 1795-1800.

302. Thunnissen M.M.G.M., Ab E., Kalk K.H., Drenth J., Dijkstra B.W., Kuipers,O.P., Dijkman R., de Haas G.H. and Verheij H.M. X-Ray structure of phospholipase A2 complexed with the substrate-derived inhibitor. //Nature (1990) 347: 689-691.

303. White S.P., Scott D.L., Otwinowski Z., Gelb M.H. and Sigler P.B. Crystal structure of cobra- venom phospholipase A2 in a complex with a transition-state analogue. // Science (1990) 250: 1560-1563.

304. Scott D.L., White S.P., Otwinowski Z., Yuan W., Gelb M.H. and Sigler P.B. Interfacial catalysis: The mechanism of phospholipase A2. // Science (1990) 250 : 1541-1546.

305. Verger R., Mieras M.C.E. and de Haas G.H. Action of phospholipase A at interfaces. // J. Biol. Chem. (1973) 248: 4023-45.

306. Brockerhoff H. Substrate specificity of pancreatic lipase. Influence of the structure of fatty acids on the reactivity of esters. // Biochim. Biophys. Acta (1970) 212: 92101.

307. Miller I.R. and Ruysschaert J.M. Enzymic activity and surface inactivation of phospholipase С at the water-air interface. // J. Colloid Interface Sci. (1971) 35: 340345.

308. Van Dam-Mieras M.C.E., Slotboom A.J., Pieterson W.A. and de Haas G.H. The interaction of phospholipase A2 with micellar interfaces. The role of the N-terminal region. //Biochemistry (1975) 14: 5387-5394.

309. Ferrato F., Carriere F., Sarda L. and Verger R. A critical reevaluation of the phenomenon of interfacial activation. // Methods Enzymol (1997) 286: 327-47.

310. Beisson F., Tiss A., Riviere C., Verger R. Methods for lipase detection and assay: a critical Review. //Eur. J. Lipid Sci. Technol. (2000) 133-153 133.

311. Beisson F., Ferte N., Nari J., Noat G., Arondel V. and Verger R. Use of naturally fluorescent triacylglycerols from Parinari glaberrimum to detect low lipase activities from Arabidopsis thaliana seedlings. // J. Lipid Res. (1999) 40: 2313-2321.

312. Nari J. and Noat G. A new method for the assay of lipase activity. // J. Am. Oil Chem. Soc. (1985) 62: 1152-1154.

313. Wolf C., Sagaert L. and Bereziat G. A sensitive assay of phospholipase using the fluorescent probe 2-parinaroylIecithin. // Biochem. Biophys. Res. Comm. (1981) 99: 275-283.

314. Haugland R.P. // Handbook of Fluorescent Probes and Research Chemicals, Molecular Probes Inc., Handbook of Fluorescent Probes and Research Chemicals (1996) 472-476.

315. Farber S.A., Olson E.S., Clark J.D. and Halpern M.E. Characterization of Ca2+-dependent phospholipase A2 activity during zebrafish embriogenesis. // J.Biol. Chem.(1999) 274: 19338-19346.

316. Wilton D.C. A continuous fluorescence-displacement assay for triacylglycerol lipase and phospholipase С that also allows the measurement of acylglycerols. // Biochem. J. (1991) 276: 129-133.

317. Berg O.G, Yu B.-Z., Rogers J. and Jain M.K. Interfacial catalysis by phospholipase A2: determination of the interfacial kinetic rate constants. // Biochemistry (1991) 30: 7283-7297.

318. Maloney K.M., Grandbois M., Grainger D.W., Salesse C., Lewis K.A. and Roberts M. F. Phospholipase A2 domain formation in hydrolyzed asymmetric phospholipid monolayers at the air/water interface. // Biochim. Biophys. Acta (1995) 1235: 395-405.

319. Scott D.L., Mandel A. M., Sigler P. B. and Honig B. The electrostatic basis for the interfacial binding of secretory phospholipases A23 // Biophys. J. (1994) 67: 493-504.

320. Waite M. // in Biochemistry of Lipids. Lipoproteins and Membranes (Vance D .E., & Vance, J. Eds.) Elsevier, Amsterdam (1991) 269-295.

321. Kensil C.R. and Dennis E.A. Action of cobra venom phospholipase A2 on the gel and liquid crystalline states of dimyristoyl and dipalmitoyl phosphatidylcholine vesicles. //J. Biol. Chem. (1979) 254: 5843-5848 .

322. Op den Kamp J.A.F., De Gier J. and Van Deenen L.L.M. Hydrolysis of phosphatidylcholine liposomes by pancreatic phospholipase A2 at the transition temperature. //Biochim. Biophys. Acta (1974) 345: 253-256.

323. Apitz-Castro R., Jain M.K. and De Haas G.H. Origin of the latency phase during the action of phospholipase A2 on unmodified phosphatidylcholine vesicles. // Biochim.Biophys.Acta (1982)688: 349-356.

324. Goormaghtigh E., Van Campenhoud M. and Ruysschaert J.-M. Lipid phase separation mediates binding of porcine pancreatic phospholipase A2 to its substrate. // Biochem. Biophys. Res. Commun. (1981) 101: 1410-1418.

325. Mouritsen O.G. and Jorgensen K. Dynamic lipid-bilayer heterogeneity: a mesoscopic vehicle for membrane function? // BioEssays (1992) 14: 129-136.

326. Honger Т., Jorgensen K., Biltonen R.L.and Mouritsen O.G. Systematic relationship between phospholipase A2 activity and dynamic lipid bilayer microheterogeneity. //Biochemistry (1996) 35 (28): 214-219.

327. Mouritsen O.G. and Jorgensen K. Dynamical order and disorder in lipid bilayers. // Chem. Phys. Lipids (1994) 73: 3-25.

328. Zografi €., Verger R. and de Haas G.H. Kinetic analysis of the hydrolysis of lecithin monolayers by phospholipase A. // Chem. Phys. Lipids (1971) '": 185-206.

329. Yasuda M. and Fujita T. Effect of lipid peroxidation on phospholipase A2 activity of rat liver mitochondria. // Japan J. Pharmacol. (1977) 27: 429-434.

330. Sevanian A. and Kim E. Phospholipase A2 dependent release of fatty acids from peroxidized membranes. // J. Free Radicals Biol. Med. (1985) 1: 263-271.

331. Salgo M.G., Corongiu F.P., Sevanian A. Peroxidation and phospholipase A2 hydrolytic susceptibility of liposomes consisting of mixed species of phosphatidylcholine and phosphatidylethanolamine. // Biochim Biophys Acta (1992) 1127(2): 131-40.

332. Sevanian A., Wratten M.L., Mcleod L.L. and Kim E. Lipid peroxidation and phospholipase A2 activity in liposomes composed of insaturated phospholipids: a structural basis for enzyme activation. // Biochim. Biphys. Acta. (1988) 961: 316-327.

333. Abousalham A., Fotiadu F., Buono G. and Verger R. Surface properties of unsaturated non-oxidized and oxidized free fatty acids spread as monomolecular films at an argon/water interface. // Chem Phys Lipids (2000) 104: 93-9.

334. Pap E.H.W., Drummen G.P.C., Winter. V.J., Kooij T.W.A., Rijken P., Wirtz K.W.A., Op den Kamp J.A.F., Hage W.J. and Post J.A. Ratio-flourescence microscopy of lipid oxidation in living cells using Cl 1-BODIPY. // FEBS Letters (1999) 453: 278-282.

335. Koynova R. and Caffrey M. Phase and phase transitions of the phosphatidycholines. // Biochim. Biophys. Acta (1998) 1376: 91-145.

336. Bligh E.G. and Dyer W.J. A rapid method of total lipid extraction and purification. //Can. J. Biochem. Physiol. (1959) 37: 911-917.

337. Nagata Т., Nemoto Y. and Hasezawa S. Tobacco By-2 cell line as the "HeLa" cell in the cell biology of higher plants // Int. Rev. Cytosol. (1992) 132: 1-30.

338. Davies M.J. and Slater T.F. Studies on the metal-ion and lipoxygenase-catalysed breakdown of hydroperoxides using electron-spin-resonance spectroscopy. // Biochem. J. (1987) 245: 167-173.

339. Borst J.W., Visser N.V., Kouptsova O., Visser A.J.W.G. Oxidation of unsaturated phospholipids in membrane bilayer mixtures is accompanied by membrane fluidity changes. //Biochim. Biophys. Acta(2000) 1487: 61-73.

340. GallaH.G., Sackmann E. Lateral diffusion in the hydrophobic region of membranes: use of pyrene excimers as optical probes. // Biochim. Biophys. Acta (1974) 339:103-115.

341. Vauhkonen M., Sassaroli M., Somerharju P., Eisinger J. Lateral diffusion of phospholipids in the lipid surface of human low-density lipoprotein measured with a pyrenyl phospholipid probe. // Eur. J. Biochem. (1989) 186: 465-471.

342. Meshulam Т., Herscovitz H., Casavant D., Bernarda J., Roman R., Haugland R.P., Strohmeier G.S., Diamond R.D. and Simmons E.R. Flow cytometric kinetic measurements of neutrophil phospholipase A activation. // J. Biol. Chem. (1992) 267: 21465-21470.

343. Ondrey F., Harris J.E. and Anderson K.M. Inhibition of U937 eicosanoid and DNA synthesis by 5,8,11,14-eicosatetraynoic acid, an inhibitor of arachidonic acid metabolism and its partial reversal by leukotriene C4. // Cancer Res. (1989) 49: 11381142.

344. Tagaya M., Henomatsu N., Yoshimori A., Yamamoto A., Tashiro Y. and Fukui T. Correlation between phospholipase A2 activity and intra-Golgi protein transport reconstituted in a cell-free system. // FEBS Lett. (1993) 324: 201-204.

345. Higashijima Т., Uzu S., Nakajima T. and Ross E.M. Mastoparan, a peptide toxin from wasp venom, mimics receptors by activating GTP-binding regulatory proteins (G proteins). // J. Biol.Chem. (1988) 263: 6491-6494.

346. Gil J., Higgins T. and Rozengurt E. Mastoparan, a novel mitogen for Swiss 3T3 cells, stimulates pertussis toxin-sensitive arachidonic acid release without inositol phosphate accumulation. //J. Cell Biol (1991) 113: 943-950.