Структурно-функциональные особенности гомологичных доменов ангиотензин-превращающего фермента тема автореферата и диссертации по химии, 02.00.15 ВАК РФ

СПИСОК ИСПОЛЬЗУЕМЫХ СОКРАЩЕНИЙ

ВВЕДЕНИЕ

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Глава 1. Молекулярные механизмы термоинактивации 7 гомологичных белков

1.1. Классификация белков по термофильности организмов

1.2. Свойства экстремофильных ферментов

1.2.1. Конформационная свобода

1.2.2. Физико-химические отличия экстремофильных белков от 13 мезофильных

1.3. Факторы, определяющие стабильность

1.3.1. Аминокислотный состав

1.3.2. Вторичная структура

1.3.3. Дисульфидные связи

1.3.4. Гидрофобные взаимодействия

1.3.5. Водородные связи

1.3.6. Ионные взаимодействия

1.3.7. Наличие остатков пролина и снижение энтропии 36 денатурации.

1.3.8. Взаимодействие белковых цепей

1.3.9. Участие катионов металлов

1.3.10. Фиксация N- и С- концов и петель

1.3.11. Ковалентная модификация

Глава 2. Ангиотензин-превращающий фермент: свойства и 48 структурные особенности

2.1. Первичная структура и углеводный состав АПФ

2.2. Известные структурные характеристики ангиотензинпревращающего фермента

2.3. Кинетическая характеристика отдельных центров АПФ и их функционирование в составе полноразмерного фермента.

ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ

Глава 3. Материалы и методы исследования

3.1. Материалы

3.2. Методы исследования

3.2.1. Получение различных форм АПФ

3.2.2. Кинетические измерения

3.2.3. Инструментальные методы исследования

3.2.4. Изучение комплексообразования АПФ с F-лизиноприлом

3.2.5. Изучение комплексообразования АПФ с 8-АНС.

3.2.6. Структурное исследование доменов АПФ методами 82 биоинформатики

РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

Глава 4. Денатурационные особенности ангиотензин- 83 превращающего фермента

4.1. Особенности термоденатурации соматического и 83 тестикулярнго ферментов

4.2. Выделение и характеристика термостабильной фракции АПФ

4.2.1 Выделение термостабильной фракции

4.2.2 Идентификация препаратов термостабильной фракции АПФ

4.3. Сравнительная характеристика стабильности доменов АПФ.

4.3.1. Энергия активации денатурации доменов АПФ.

4.3.2 Инактивация под действием у-излучения.

Глава 5. Функциональные особенности ангиотензин- 107 превращающего фермента

5.1. Каталитические функции полноразмерного фермента с одним активным центром

5.2. Взаимное влияние активных центров в полноразмерном ферменте с двумя активными центрами

Глава 6. Возможные причины повышенной стабильности 120 N-домена АПФ и структурные особенности доменов

6.1. Спектральные характеристики фермента

6.2. Определение наличия гидрофобных областей на поверхности

6.2.1. Термодинамика образования гидрофобного комплекса

6.2.2. Радиационная инактивация разбавленных растворов АПФ в 127 присутствии 8-АНС или тритона Х

6.3 Анализ структурной информации о доменах АПФ

6.3.1. Аминокислотный состав и первичная последовательность 132 доменов АПФ

6.3.2. Модель вторичной структуры доменов АПФ.

6.3.3. Модель пространственной укладки полипептидной цепи 140 доменов АПФ

ВЫВОДЫ

Изучение структуры и свойств ангиотензин-превращающего фермента (АПФ, пептидил-дипептидаза А, КФ 3.4.15.1) исключительно важно с практической точки зрения и интересно в фундаментальном аспекте. Участие фермента в регуляции кровяного давления и водно-солевого баланса делает АПФ удачной мишенью для воздействия при лечении целого ряда сердечно-сосудистых патологий. В то же время, резко индивидуальное сочетание свойств, таких как двудоменная структура с двумя активными центрами, высокое содержание углеводов, ион металла в активном центре, активация анионами и ряд других свойств [1, 2], делает АПФ сложным, но интересным объектом биохимических исследований.

Одной из наиболее необычных особенностей ангиотензин-превращающего фермента является наличие в его одноцепочечной молекуле двух высокогомологичных доменов, каждый из которых содержит активный центр [3]. Несмотря на высокую степень гомологии, каталитические домены АПФ различаются по субстратной специфичности, сродству к ингибиторам и способности активироваться анионами [2]. Существует предположение, что наличие этих двух активных центров было вызвано дупликацией гена предшественника АПФ на одном из этапов эволюции [4], однако остаётся абсолютно непонятным, какие же преимущества в борьбе за выживание получил хозяин такого белка с двумя каталитическими центрами по сравнению, например, с носителем двух отдельных белков, каждый из которых содержит только один активный центр.

В данной работе было проведено исследование особенностей структурной организации АПФ быка как белка с двумя гомологичными доменами, каждый из которых несёт активный центр. Проанализированы 6 условия как независимости свойств доменов, так и условий, при которых проявляется их взаимное влияние.

Обзор литературы

ВЫВОДЫ

1. Представлены экспериментальные данные, свидетельствующие о двойственном, зависимом или независимом, поведении N- и С- доменов, находящихся в составе двудоменной молекулы ангиотензин-превращающего фермента.

2. Предложен метод получения индивидуального N-домена, а также метод получения полноразмерной формы фермента с сохранением активного центра только на N-домене. Продемонстрировано отсутствие влияния денатурированного С-домена на каталитические свойства и стабильность N-домена.

3. Доказано, что двухфазный характер термоденатурации соматического ангиотензин-превращающего фермента определяется двудоменной структурой фермента. Установлено, что домены в составе ангиотензин-превращающего фермента денатурируют независимо.

4. Продемонстрировано взаимное влияние доменов в нативном полноразмерном ангиотензин-превращающем ферменте, выражающееся в изменении констант скорости диссоциации конкурентного ингибитора из фермент-ингибиторных комплексов, образованных ферментом с двумя активными центрами по сравнению с константами, полученными для о дно доменных форм.

5. Выявлена гидрофобная область на поверхности соматического ангиотензин-превращающего фермента, локализованная на С-домене. Экранирование этой области при комплексообразовании с 8-анилинонафталинсульфокислотой приводит к стабилизации фермента к действию продуктов радиолиза воды.

6. Предложена модель вторичной структуры и пространственной укладки полипептидной цепи в доменах ангиотензин-превращающего фермента. Выдвинуто предположение о наличии в составе каждого из каталитических доменов ангиотензин-превращающего фермента структурного поддомена, важного для стабильности.

1. Елисеева Ю.Е. Структурно-функциональные особенности ангиотензин-превращающего фермента (1998) Биоорганическая химия, 24, 262-270.

2. Corvol, P., Williams, Т.А., Soubrier, F. Peptidyl dipeptidase A: angiotensin I-converting enzyme (1995) Methods Enzymol., 248, 283-305.

3. Soubrier, F., Alhenc-Gelas, F., Hubert, C., Allegrini, J., John, M., Tregear, G., Corvol, P. Two putative active centers in human angiotensin I-converting enzyme revealed by molecular cloning (1988) Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 85, 9386-9390.

4. Hubert, C., Houot, A.M., Corvol, P., Soubrier, F. Structure of the angiotensin I-converting enzyme gene. Two alternate promoters correspond to evolutionary steps of a duplicated gene (1991) J. Biol. Chem., 266, 15377-15383.

5. Ehlers, M.R.W., Riordan, J.F. Angiotensin-converting enzyme: zinc- and inhibitor-binding stoichiometrics the somatic and testis isozymes (1991) Biochemistry, 30, 7118-7126.

6. Биневский П.В., Никольская И.И., Позднев В.Ф., Кост О.А. Получение и характеристика N-домена ангиотензин-превращающего фермента быка (2000) Биохимия, 65, 765-774.

7. Курганов Б. И. Кинетика тепловой агрегации белков. (1998) Биохимия, 63, 430432.

8. Gianese, G., Argos, P., Pascarella, S. Structural adaptation of enzymes to low temperatures (2001) Protein Eng., 14, 141-148.

9. Vieille, C., Zeikus, G.J. Hyperthermophilic enzymes: sources, uses, and molecular mechanisms for thermostability (2001) Microbiol. Mol. Biol. Rev., 65,1-43

10. Huber, H., Hohn, M.J., Rachel, R., Fuchs, Т., Wimmer, Y.C., Stetter, K.O. A new phylum of Archaea represented by a nanosized hyperthermophilic symbiont (2002) Nature, 417, 63-67.

11. Amend, J.P., Shock, E.L. Energetics of overall metabolic reactions of thermophilic and hyperthermophilic Archaea and bacteria (2001) FEMS Microbiol. Rev., 25, 175243.

12. Deming, J.W. Psychrophiles and polar regions (2002) Curr. Opin. Microbiol., 5, 301-309.

13. Smalas, A.O., Heimstad, E.S., Hordvik, A., Willassen, N.P., Male, R. Cold adaption of enzymes: structural comparison between salmon and bovine trypsins (1994) Proteins, 20, 149-166.

14. Bauer, M.W., Kelly, R.M. The family 1 /З-glucosidases from Pyrococcus furiosus and Agrobacterium faecalis share a common catalytic mechanism (1998) Biochemistry, 37, 17170-17178.

15. Vieille, C., Hess, J.M., Kelly, R.M., Zeikus, J.G. xylA cloning and sequencing and biochemical characterization of xylose isomerase from Thermotoga neapolitana (1995)Appl. Environ. Microbiol., 61, 1867-1875.

16. Zavodszky, P., Kardos, J., Svingor, A., Petsko, G.A. Adjustment of conformational flexibility is a key event in the thermal adaptation of proteins (1998) Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 95, 7406-7411.

17. Gershenson, A., Schauerte, J.A., Giver, L., Arnold, F.H. Tryptophan phosphorescence study of enzyme flexibility and unfolding in laboratory-evolved thermostable esterases (2000) Biochemistry, 39, 4658-4665.

18. Bonisch, H., Backmann, J., Kath, Т., Naumann, D., Schafer, G. Adenylate kinase from Sulfolobus acidocaldarius: expression in Escherichia coli and characterization by Fourier transform infrared spectroscopy (1996) Arch. Biochem Biophys., 333, 7584.

19. Kujo, C., Ohshima, T. Enzymological characteristics of the hyperthermostable NAD-dependent glutamate dehydrogenase from the archaeon Pyrobaculum islandicum and effects of denaturants and organic solvents (1998) Appl. Environ. Microbiol. 64, 2152-2157.

20. De Montigny, C., Sygusch, J. Functional characterization of an extreme thermophilic class IIfructose-1,6-bisphosphate aldolase (1996) Eur. J. Biochem., 241, 243-248.

21. Lonhienne, Т., Gerday, C., Feller, G. Psychrophilic enzymes: revisiting the thermodynamic parameters of activation may explain local flexibility (2000) Biochim. Biophys. Acta., 1543, 1-10.

22. Jaenicke, R. Do ultrastable proteins from hyperthermophiles have high or low conformational rigidity? (2000) Proc. Natl Acad. Sci. USA, 97, 2962-2964.

23. Kumar, S., Tsai, C.J., Nussinov, R. Thermodynamic differences among homologous thermophilic andmesophilicproteins (2001) Biochemistry, 40, 14152-14165.

24. Nicholls, A., Sharp, K.A., Honig, B. Protein folding and association: insights from the interfacial and thermodynamic properties of hydrocarbons (1991) Proteins, 11, 281-296.

25. Lyubarev, A.E., Kurganov, B.I., Burlakova, A.A., Orlov, V.N. Irreversible thermal denaturation of uridine phosphorylase from Escherichia coli K-12 (1998) Biophys. Chem., 70, 247-257.

26. Chen, L., Roberts, M.F. Characterization of a tetrameric inositol monophosphatase from the hyperthermophilic bacterium Thermotoga maritima (1999) Appl. Environ. Microbiol. 65, 4559-4567.

27. Faraone-Mennella, M.R., Gambacorta, A., Nicolaus, В., Farina, B. Purification and biochemical characterization of a poly(ADP-ribose) polymer ase-like enzyme from the thermophilic archaeon Sulfolobus solfataricus (1998) Biochem. J., 335, 441-447.

28. Argos, P., Rossman, M.G., Grau, U.M., Zuber, H., Frank, G., Tratschin, J.D. Thermal stability and protein structure (1979) Biochemistry, 18, 5698-5703.

29. Betzel, C., Teplyakov, A.V., Harutyunyan, E.H., Saenger, W., Wilson, K.S. Thermitase and proteinase K: a comparison of the refined three-dimensional structures of the native enzymes (1990) Protein Eng., 3, 161-172.

30. Facchiano, A.M., Colonna, G., Ragone, R. Helix stabilizing factors and stabilization of thermophilic proteins: an X-ray based study (1998) Protein Eng., 11, 753-760.

31. Dill, K.A. Dominant forces in protein folding (1990) Biochemistry, 29, 7133-7155.

32. Kimura, S., Kanaya, S., Nakamura, H. Thermostabilization of Escherichia coli ribonuclease HI by replacing left-handed helical Lys95 with Gly or Asn (1992) J. Biol. Chem., 267, 22014-22017.

33. Muir, J.M., Russell, R.J., Hough, D.W., Danson, M.J. Citrate synthase from the hyperthermophilic Archaeon, Pyrococcus furiosus (1995) Protein Eng., 8, 583-592.

34. Hennig, M., Darimont, В., Sterner, R., Kirschner, K., Jansonius, J.N. 2.0 A structure of indole-3-glycerol phosphate synthase from the hyperthermophile Sulfolobus solfataricus: possible determinants of protein stability (1995) Structure, 3, 12951306.

35. Auerbach, G., Jacob, U., Grattinger, M., Schurig, H., Jaenicke, R. Crystallographic analysis ofphosphoglycerate kinase from the hyperthermophilic bacterium Thermotoga maritima (1997) Biol. Chem., 378, 327-329.

36. Nicholson, H., Becktel, W.J., Matthews, B.W. Enhanced protein thermostability from designed mutations that interact with alpha-helix dipoles (1988) Nature, 336, 651-665.

37. Kanaya, S., Katsuda, C., Kimura, S., Nakai, Т., Kitakuni, E., Nakamura, H., Katayanagi, K., Morikawa, K., Ikehara, M. Stabilization of Escherichia coli ribonuclease Hby introduction of an artificial disulfide bond (1991) J. Biol. Chem., 266, 6038-6044.

38. Березин И.В., Казанская Н.Ф., Хлудова M.C. Сохранение ферментативной активности а-химотрипсином после расщепления дисульфидной связи между цепями ВиС (1972) Докл. Акад. наук СССР, 202,463-466.

39. Choi, I.G., Bang, W.G., Kim, S.H., Yu, Y.G. Extremely thermostable serine-type protease from Aquifex pyrophilus. Molecular cloning, expression, and characterization (1999) J. Biol Chem., 274, 881-888.

40. Pace, C.N. Contribution of the hydrophobic effect to globular protein stability (1992) J. Mol. Biol, 226, 29-35.

41. Haney, P.J., Stees, M., Konisky, J. Analysis of thermal stabilizing interactions in mesophilic and thermophilic adenylate kinases from the genus Methanococcus (1999) J. Biol. Chem., 274, 28453-28458.

42. Li, W.T., Grayling, R.A., Sandman, K., Edmondson, S., Shriver, J.W., Reeve, J.N. Thermodynamic stability of archaeal histones (1998) Biochemistry, 37, 10563-10572.

43. Rojkova, A.M., Galkin, A.G., Kulakova, L.B., Serov, A.E., Savitsky, P.A., Fedorchuk, V.V., Tishkov, V.I. Bacterial formate dehydrogenase. Increasing the enzyme thermal stability by hydrophobization of alpha-helices (1999) FEBS Lett., 445, 183-188.

44. Burley, S.K,. Petsko, G.A. Aromatic-aromatic interaction: a mechanism of protein structure stabilization (1985) Science, 229, 23-28.

45. Serrano, L., Bycroft, M., Fersht, A.R. Aromatic-aromatic interactions and protein stability. Investigation by double-mutant cycles (1991) J. Mol. Biol., 218, 465-475.

46. Dougherty, D.A. Cation-я interactions in chemistry and biology: a new view of benzene, Phe, Tyr, and Trp (1996) Science, 271, 163-168.

47. Knapp, S., Kardinahl, S., Hellgren,N., Tibbelin, G., Schafer, G., Ladenstein, R. Refined crystal structure of a superoxide dismutase from the hyperthermophilic archaeon Sulfolobus acidocaldarius at 2.2 A resolution (1999) J. Mol. Biol., 285, 689-702.

48. Shirley, B.A., Stanssens, P., Hahn, U., Pace, C.N. Contribution of hydrogen bonding to the conformational stability of ribonuclease T1 (1992) Biochemistry, 31, 725-732.

49. Tanner, J.J., Hecht, R.M., Krause, K.L. Determinants of enzyme thermostability observed in the molecular structure of Thermus aquaticus D-glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase at 25 Angstroms Resolution (1996) Biochemistry, 35, 25972609.

50. Kumar, S., Nussinov, R. Salt bridge stability in monomericproteins (1999) J. Mol. Biol., 293, 1241-1255.

51. De Bakker, P.I., Hunenberger, P.H., McCammon, J.A. Molecular dynamics simulations of the hyperthermophilic protein sac7dfrom Sulfolobus acidocaldarius: contribution of salt bridges to thermostability (1999) J. Mol. Biol., 285, 1811-1830.

52. Merz, A., Knochel, Т., Jansonius, J.N., Kirschner, K. The hyperthermostable indoleglycerol phosphate synthase from Thermotoga maritima is destabilized by mutational disruption of two solvent-exposed salt bridges (1999) J. Mol. Biol., 288, 753-763.

53. Sriprapundh, D., Vieille, C., Zeikus, J.G. Molecular determinants of xylose isomerase thermal stability and activity: analysis of thermozymes by site-directed mutagenesis (2000) Protein Eng., 13, 259-265.

54. Hardy, F., Vriend, G., Veltman, O.R., Van der Vinne, В., Venema, G., Eijsink, V.G. Stabilization of Bacillus stearothermophilus neutral protease by introduction of prolines (1993) FEBS Lett., 317, 89-92.

55. Li, C., Zhao, D., Djebli, A., Shoham, M. Crystal structure of colicin E3 immunity protein: an inhibitor of a ribosome-inactivating RNase (1999) Structure Fold. Des., 7, 1365-1372.

56. Nesper, M., Nock, S., Sedlak, E., Antalik, M., Podhradsky, D., Sprinzl, M. Dimers of Thermus thermophilus elongation factor Ts are required for its function as a nucleotide exchange factor of elongation factor Tu (1998) Eur. J. Biochem., 255, 8186.

57. Thoma, R., Hennig, M., Sterner, R., Kirschner, K. Structure and function of mutationally generated monomers of dimeric phosphoribosylanthranilate isomerase from Thermotoga maritima (2000) Structure Fold. Des., 8, 265-276.

58. Morgan, W.T., Smith, A. Domain structure of rabbit hemopexin. Isolation and characterization of a heme-binding glycopeptide (1984) J. Biol. Chem., 259, 1200112006.

59. Shipulina, N.V., Smith, A., Morgan, W.T. Effects of reduction and ligation of heme iron on the thermal stability ofheme-hemopexin complexes (2001) J! Protein Chem., 20, 145-154.

60. Paoli, M., Anderson, B.F., Baker, H.M., Morgan, W.T., Smith, A., Baker, E.N. Crystal structure of hemopexin reveals a novel high-affinity heme site formed between two beta-propeller domains (1999) Nat. Struct. Biol., 6, 926-931.

61. Vieille, C., Epting, K.L., Kelly, R.M., Zeikus, J.G. Bivalent cations and amino-acid composition contribute to the thermostability of Bacillus licheniformis xylose isomerase (2001) Eur. J. Biochem., 268, 6291-6301.

62. Savchenko, A., Vieille, C., Kang, S., Zeikus, J.G. Pyrococcus furiosus alpha-amylase is stabilized by calcium and zinc (2002) Biochemistry, 41, 6193-6201.

63. Kojoh, K., Matsuzawa, H., Wakagi, T. Zinc and an N-terminal extra stretch of the ferredoxin from a thermoacidophilic archaeon stabilize the molecule at high temperature (1999) Eur. J. Biochem., 264, 85-91.

64. Fujii, Т., Hata, Y., Oozeki, M., Moriyama, H., Wakagi, Т., Tanaka, N., Oshima, T. The crystal structure of zinc-containing ferredoxin from the thermoacidophilic archaeon Sulfolobussp. strain 7(1997) Biochemistry, 36,1505-1513.

65. Lepock, J.R., Arnold, L.D., Torrie, B.H., Andrews, В., Kruuv, J. Structural analyses of various Cu2+, Zn2+-superoxide dismutases by differential scanning calorimetry and Raman spectroscopy (1985) Arch. Biochem. Biophys., 241, 243-251.

66. Ermler, U., Merckel, M., Thauer, R., Shima, S. Formylmethanofuran: tetrahydromethanopterin formyltransferase from Methanopyrus kandleri new insights into salt-dependence and thermostability (1997) Structure, 5, 635-646.

67. Wang, C., Eufemi, M., Turano, C., Giartosio, A. Influence of the carbohydrate moiety on the stability of glycoproteins (1996) Biochemistry, 35, 7299-7307.

68. Arnold, U., Schierhorn, A., Ulbrich-Hofmann, R. Modification of the unfolding region in bovine pancreatic ribonuclease and its influence on the thermal stability and proteolytic fragmentation (1999) Eur. J. Biochem., 259, 470-475.

69. McAfee, J.G., Edmondson, S.P., Datta, P.K., Shriver, J.W., Gupta, R. Gene cloning, expression, and characterization of the Sac7 proteins from the hyperthermophile Sulfolobus acidocaldarius (1995) Biochemistry, 34, 10063-10077.

70. Erdos, E.G., Skidgel, R.A. The angiotensin I-converting enzyme (1987) Lab. Invest., 56, 345-348.

71. Velletri, P.A. Testicular angiotensin I-converting enzyme (E.C. 3.4.15.1) (1985) Life Scl, 36,1597-1608.

72. Skeggs, L.T., Kahn, J.R., Shumway, N.P. The preparation andfunction of thehypertensin-converting enzyme (1956) J. Exp. Med., 103, 295-299.

73. Yang, H.Y.T., Erdos, E.G., Levin, Y. A dipeptidyl carboxypeptidase that converts angiotensin I and inactivates bradykinin (1970) Biochim. Biophys. Acta, 214, 374376.

74. Lee, M.R. The renin/angiotensin system (1981) Br. J. Clin. Pharmacol., 12, 605-612.

75. Gibbons, G.H. Vasculoprotective and cardioprotective mechanism of angiotensin-converting enzyme inhibition: the homeostatic balance between angiotensin II and nitric oxide. (1997) Clin. Cardiol., 20, sl8-s25.

76. Chrysant, S.G. Vascular remodeling: the role of angiotensin-converting enzyme inhibitors (1998) Am. Heart J. 135, S21-S30.

77. Ruschitzka, F.T., Noll, G., Luscher, T.F. The endothelium in coronary artery disease (1997) Cardiology, 88, Suppl. 3,3-19.

78. Ritchie, R.H., Schiebinger, R.J., LaPointe, M.C., Marsh, J.D. Angiotensin II-induced hypertrophy of adult rat cardiomyocytes is blocked by nitric oxide (1998) Am. J. Physiol., 275, H1370-H1374.

79. Brown, N.J., Vaughan, D.E. Angiotensin-converting enzyme inhibitors (1998) Circulation, 97, 1411-1420.

80. Hagaman, J.R., Moyer, J.S., Bachman, E.S., Sibony, M., Magyar, P.L., Welch, J.E., Smithies, O., Krege, J.H., O'Brien, D.A. Angiotensin-converting enzyme and male fertility (1998; Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 95, 2552-2557.

81. Ehlers, M.R.W., Riordan, J.F. Angiotensin-converting enzyme: new concepts concerning its biological role (1989) Biochemistry 28, 5311-5318.

82. Harris, R.B., Wilson, I.B. Physicochemical characteristics of homogeneous bovine lung angiotensin I-converting enzyme. Comparison with human serum enzyme (1982) Int. J. Pept. Protein Res., 20, 167-176.

83. Das, M., Soffer, R.L. Pulmonary angiotensin-converting enzyme. Structural and catalytic properties (1975) J. Biol. Chem., 250, 6762-6768.

84. Erdos, E.G., Gafford, J.T. Human converting enzyme (1983) Clin. Exp. Hypertens. -Part A Theory and Pract., 5, 1251-1262.

85. Vallee, B.L., Auld, D.S. Active-site zinc-ligands and activated H2O of zinc enzymes (1990) Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 87, 220-224.

86. Williams, T.A., Corvol, P., Soubrier, F. Identification of two active site residues in human angiotensin I-converting enzyme (1994) J. Biol. Chem., 269, 29430-29434.

87. Ehlers, M.R.W., Chen, Y.-N.P., Riordan, J.F. The unique N-terminal sequence of testis angiotensin-converting enzyme is heavily O-glycosylated and unessential for activity or stability (1992) Biochem. Biophys. Res. Commun., 183, 199-205.

88. Deddish, P.A., Wang, J., Michel, В., Morris, P.W., Davidson, N.O., Skidgel, R.A., Erdos, E.G. Naturally occurring active N-domain of human angiotensin I-converting enzyme (1994) Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 91, 7807-7811.

89. Ripka, J.E., Ryan, J.W., Valido, F.A., Chung, A.Y., Peterson, C.M., Urry, R.L. N-glycosylation offorms of angiotensin converting enzyme from four mammalian species (1993) Biochem. Biophys. Res. Commun., 196, 503-508.

90. Orth, Т., Voronov, S., Binevski, P., Saenger, W., Kost, O. Glycosylation of bovine pulmonary angiotensin-converting enzyme modulates its catalytic properties (1998) FEBSLett., 431, 255-258.

91. Hartley, J.L., Soffer, R.L. On the oligosaccharide moiety of angiotensin-converting enzyme (1978) Biochem. Biophys. Res. Commun., 83, 1545-1552.

92. Kasturi, S., Jabbar, M.A., Sen, G.C., Sen, I. Role of glycosylation in the biosynthesis and activity of rabbit testicular angiotensin-converting enzyme (1994) Biochemistry, 33, 6228-6234.

93. Кост O.A., Ламзина H.A., Шарафутдинов T.3., Цупрун В.JI., Казанская Н.Ф. Физико-химические характеристики ангиотензин-превращающего фермента из легких быка (1990) Биохимия, 55, 974-981.

94. Baudin, В., Timmins, P.A., Drouet, L., Legrand, Y., Baumann, F.C. Molecular weight and shape of angiotensin-I converting enzyme. A neutron scattering study (1988) Biochem. Biophys. Res. Commun., 154, 1144-1150.

95. Гринштейн C.B., Никольская И.И., Клячко Н.Л., Левашов А.В., Кост О.А. Структурная организация мембранной и растворимой форм соматического ангиотензин-превращающего фермента (1999) Биохимия, 64, 686-696.

96. Биневский П.В. (2001) Диссертация на соискание ученой степени кандидата химических наук "Функционирование двух активных центрорв ангиотензин-превращающего фермента быка", Москва, 67-144.

97. Гринштейн С.В. (2000) Диссертация на соискание ученой степени кандидата химических наук "Сравнительное изучение свойств различных форм ангиотензин-превращающего фермента на моделях биомембран ", Москва, 151154.

98. Sturrock, E.D., Yu, Х.С., Wu, Z., Biemann, К., Riordan, J.F. Assignment of free and disulfide-bonded cysteine residues in testis angiotensin-converting enzyme: functional implications (1996) Biochemistry, 35, 9560-9566.

99. Sturrock, E.D., Danilov, S.M., Riordan, J.F. Limited proteolysis of human kidney angiotensin-converting enzyme and generation of catalytically active N- and C-terminal domains (1997) Biochem. Biophys. Res. Commun., 236, 16-19.

100. Deddish, P.A., Wang, L.-X., Jackman, H.L., Michel, В., Wang, J., Skidgel, R.A., Erdos, E.G. Single-domain angiotensin I converting enzyme (kininase II): characterization and properties (1996) J. Pharmacol. Exp. Ther., 279, 1582-1589.

101. Velletri P. A., Billigsley M.L., Lovenberg W. Thermal denaturation of rat plumonary and testicular angiotensin-converting enzyme isozymes: effect of chelators and CoCl2 (1985) Biochim. Biophys. Acta, 522, 229-237.

102. Marcic, В., Deddish, P.A., Jackman, H.L., Erdos, E.G., Tan, F. Effects of the N-terminal sequence of ACE on the properties of its C-domain (2000) Hypertension, 36, 116-121.

103. Wei, L., Alhenc-Gelas, F., Corvol, P., Clauser, E. The two homologous domains of human angiotensin I-converting enzyme are both catalytically active (1991) J. Biol. Chem., 266, 9002-9008.

104. Michaud, A., Chauvet, M.-T., Corvol, P. N-domain selectivity of angiotensin 1-converting enzyme as assessed by structure-function studies of its highly selective substrate, N-acetyl-seryl-aspartyl-lysyl-proline (1999) Biochem. Pharmacol., 57, 611618.

105. Strittmatter, S.M., Snyder, S.H. Characterization of angiotensin converting enzyme by 3H.captopril binding (1986) Mol. Pharmacol., 29, 142-148.

106. Cumin, F., Vellaud, V., Corvol, P., Alhenc-Gelas, F. Evidence for a single active site in the human angiotensin I-converting enzyme from inhibitor binding studies with 3HJRU 44 403: role of chloride (1989) Biochem. Biophys. Res. Commun., 163, 718725.

107. Wei, L., Clauser, E., Alhenc-Gelas, F., Corvol, P. The two homologous domains of human angiotensin I-converting enzyme interact differently with competitive inhibitors (1992) J. Biol. Chem., 267,13398-13405.

108. Tellez-Sanz, R., Garcia-Fuentes, L., Baron, C. Calorimetric analysis oflisinopril binding to angiotensin I-converting enzyme (1998) FEBSLett., 423, 75-80.

109. Ortiz-Salmeron, E., Baron, C., Garcia-Fuentes, L. Enthalpy of captopril-angiotensin I-converting enzyme binding (1998) FEBS Lett., 435, 219-224.

110. Skoglof, A., Gothe, P.O., Deinum, J. Effect of temperature and chloride on steady-state inhibition of angiotensin I-converting enzyme by enalaprilat and ramiprilat (1990) Biochem. J., 272, 415-419.

111. Sundberg, L., Porath, J. Preparation of adsorbents for biospecific affinity chromatography. Attachment of group-containing ligands to insoluble polymers by means ofbifuctional oxiranes (1974) J. Chromatogr., 90, 87-98.

112. Кост O.A., Гринштейн С.В., Никольская И.И., Шевченко А.А., Биневский П.В. Выделение солюбшизированной и мембранной форм соматического ангиотензин-превращающего фермента каскадной аффинной хроматографией (1997) Биохимия, 62, 375-383.

113. Досон Р., Эллиот Д., Эллиот У., Джонс К. (1991) Справочник биохимика, Мир, Москва, с. 461-466.

114. Bull, H.G., Thornberry, N.A., Cordes, E.H. Purification of angiotensin-converting enzyme from rabbit lung and human plasma by affinity chromatography (1985) J. Biol. Chem., 260, 2963-2972.

115. Bordier, C. Phase separation of integral membrane proteins in Triton X-l 14 solution (1981) J. Biol. Chem., 256, 1604-1607.

116. Laemmli, U.K. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4 (1970) Nature, 227, 668-672.

117. Dubois, M., Yilles, K. A., Hamilton, J. K., Rebers, P. A., Smith, F. Calorimetric method for determination of sugars and related substances (1956) Anal. Chem., 28, 350-356.

118. Holmquist, В., Bunning, P., Riordan, J.F. A continuous spectrophotometric assay for angiotensin-converting enzyme (1979) Anal. Biochem., 95, 540-548.

119. Conroy, J.M., Lai, C.I. A rapid and sensitive fluorescence assay for angiotensin-converting enzyme (1978) Anal. Biochem., 87, 556-561.

120. Bieth, J.-G. Theoretical and practical aspects of proteinase inhibition kinetics (1995) Methods Enzymol., 248, 59-84.

121. Келети Т. Основы ферментативной кинетики (1990) Мир, Москва.

122. Greenfield, N., Fasman, G.D. Computed circular dichroism spectra for the evaluation of protein conformation (1969) Biochemistry, 8, 4108-4116.

123. Colbert, D.L., Eremin, S.A., Landon, J. The effect of fluorescein labels on the affinity of antisera to small haptens (1991) J. Immunol. Methods., 140, 227-233.

124. Диксон M., Уэбб Э. (1982) Ферменты, Мир, Москва, с.518-528.

125. Jameson D.M., Sawyer W. Fluorescence anisotropy applied to biomolecular interactions (1995) Method. Enzym., 246, 283-300.

126. Cardamone, M., Puri, N.K. Spectrofluorimetric assessment of the surface hydrophobicity ofproteins (1992) Biochem. J., 282, 589-593.

127. Shai S.Y., Fishel R.S., Martin B.M., Berk B.C., Bernstein K.B. Bovine angiotensin converting enzyme cDNA cloning and regulation. Increased expression during endothelial cell growth arrest (1992) Circ. Res., 70, 1274-1281.

128. Deleage G, Blanchet C, Geourjon C. Protein structure prediction. Implications for the biologist (1997) Biochimie, 79, 681-686.

129. Kelley, L.A., MacCallum, R.M., Sternberg, M.J.E. Enhanced Genome Annotation using Structural Profiles in the Program 3D-PSSM{2000) J. Mol. Biol., 299, 499520.

130. Пикаев A.K. Современная радиационная химия (1986) Наука, Москва.

131. Gutierrez, М.С., Gomez-Hens, A., Perez-Bendito, D. Immunoassay methods based on fluorescence polarization (1989) Talanta, 36, 1187-1201.

132. Beldent, V., Michaud, A., Wei, L., Chauvet, M.T, Corvol, P. Proteolytic release of human angiotensin-converting enzyme. Localization of the cleavage site (1993) J. Biol. Chem., 268, 26428-26434.

133. Шевченко А.А., Кост О.А., Казанская Н.Ф. Определение доступности растворителю остатков ароматических аминокислот в белках по вторым производным УФ-спектров поглощения (1994) Биохимия, 59, 1707-1713.

134. Шевченко А. А., Кост О. А. Метод расчёта доступности растворителю ароматических аминокислотных остатков белков в водно-органических смесях (1996) Биохимия, 61, 2092-2098.

135. Chen, L.Y., Tian, М., Du, J.S., Ju, М. The changes of circular dichroism and fluorescence spectra, and the comparison with inactivation rates of angiotensin converting enzyme in guanidine solutions (1990) Biochim. Biophys. Acta., 1039, 6166.

136. Stryer, L. The interaction of a naphthalene dye with apomyoglobin and apohemoglobin. A fluorescent probe of non-polar binding sites. (1965) J. Mol. Biol., 13,482-495.

137. Sigman, D.S., Blout, E.R. Alkylation of chymotrypsin by a-bromo-4-nitroacetophenone, a charge-transfer acceptor (1967) J. Am. Chem. Soc., 89, 17471748.

138. Орлова M.A. Радиационная инактивация протеолитических ферментов (1993) Успехи химии, 62 529-544.

139. Кост О.А., Орлова М.А., Трошина Н.Н., Никольская И.И., Шевченко А.А., Волкова С.В. Радиационная инактивация ангиотензин-превращающего фермента в водных растворах. Сообщение 2. рН-Зависимость (1996) Известия академии наук. Серия химическая, 1 223-229.

140. Бучацкий А.Г., Казаченко К.Ю., Александров А.А. Гипотетический 92,3 кДа-белок человека, подобный ангиотензин-превращающему ферменту, новый член семейства цинковых протеиназ? (2000) Биохимия, 65, 1205-1209.

141. Vincent, В., Vincent, J.P., Checler, F. Purification and characterization of human endopeptidase 3.4.24.16. Comparison with the porcine counterpart indicates a unique cleavage site on neurotensin (1996) Brain Res., 709, 51-58.

142. Brown, C.K., Madauss, K., Lian, W., Beck, M.R., Tolbert, W.D., Rodgers, D.W. Structure of neurolysin reveals a deep channel that limits substrate access (2001) Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 98, 3127-3132.

143. Кугаевская E.B. (2002) Диссертация на соискание ученой степени кандидата химических наук "Ангиотензин-превращающий фермент: линейные антигенные детерминанты и взаимодействие с ингибиторами" Москва, 58-83.

144. Bernstein, К.Е., Welsh, S.L., Inman, J.K. A deeply recessed active site in angiotensin-converting enzyme is indicated from the binding characteristics ofbiotin-spacer-inhibitor reagents (1990) Biochem. Biophys. Res. Commun., 167, 310-316.

145. Kost, O.A., Bovin, N.V., Chemodanova, E.E., Nasonov, V.V., Orth, T.A. New feature of angiotensin-converting enzyme: carbohydrate-recognizing domain (2000) J. Mol. Recognit., 13, 360-369.

146. Чемоданова E.E. (2001) Диссертация на соискание ученой степени кандидата химических наук "Характеристика и локализация углевод-связывающего центра на молекуле ангиотензин-превращающего фермента" Москва, 130-139.