Ферменты морского моллюска Littorina sitkana: 1→3-β-D-глюканаза, β-D-глюкозидаза, сульфатаза и тирозилпротеин сульфотрансфераза тема автореферата и диссертации по химии, 02.00.10 ВАК РФ

На правах рукописи

005531907

Песенцева Мария Сергеевна

Ферменты морского моллюска ¡.ііїогіпа эИкапа:

1_>3-р-0-ГЛЮКАНАЗА, Р-Э-ГЛЮКОЗИДАЗА, СУЛЬФАТАЗА И ТИРОЗИЛПРОТЕИН СУЛЬФОТРАНСФЕРАЗА

02.00.10 - Биоорганическая химия

Автореферат диссертации на соискание ученой степени кандидата химических наук

- 8 АВГ 2013

Владивосток - 2013

005531907

Работа выполнена в Федеральном государственном бюджетном учреждении науки Тихоокеанском институте биоорганической химии им. Г.Б. Елякова ДВО РАН и Национальном институте агрономических исследований (Нант, Франция)

Научные руководители: доктор химических наук, профессор

Звягинцева Татьяна Николаевна

профессор Эртле Тома

Официальные оппоненты: Муронец Владимир Израилевич

доктор биологических наук, профессор, МГУ им. М.В. Ломоносова, Научно-исследовательский институт физико-химической биологии им. А.Н. Белозерского, заведующий отделом биохимии животной клетки

Усов Анатолий Иванович

доктор химических наук, профессор, Институт органической химии им. Н.Д. Зелинского РАН, заведующий лабораторией растительных полисахаридов

Ведущая организация: Федеральное государственное бюджетное

учреждение науки Институт химической биологии и фундаментальной медицины СО РАН, г. Новосибирск

Защита состоится «03» сентября 2013 г. в 13°° часов на заседании диссертационного совета Д 005.005.01 при Федеральном государственном бюджетном учреждении науки Тихоокеанском институте биоорганической химии им. Г.Б. Елякова ДВО РАН по адресу: 690022, г. Владивосток, проспект 100 лет Владивостоку, 159, ТИБОХ ДВО РАН. Факс: (423)231-40-50, е-таі): dissovet@piboc.dvo.ru

С диссертацией можно ознакомиться в филиале Центральной научной библиотеки ДВО РАН (г. Владивосток, проспект 100 лет Владивостоку, 159, ТИБОХ ДВО РАН). Текст автореферата размещен на сайте www.piboc.dvo.ru

Автореферат разослан ч</у> августа 2013 г.

Ученый секретарь диссертационного совета, к.б.н.

Черников О.В.

ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ

Актуальность проблемы. Морские организмы, на жизнедеятельность которых влияет множество факторов (соленость океанических вод, гидростатическое давление, колебания температур, освещенность и другие), продуцируют эффективные и стабильные ферменты различной специфичности. Изучение структуры и каталитических свойств этих ферментов является актуальной задачей современной энзимологии.

Данная работа посвящена исследованию двух групп ферментов из морских моллюсков: О-гликозидгидролаз, катализирующих трансформацию углеводов и углеводсодержащих веществ, и ферментов, участвующих в метаболизме соединений, содержащих сульфатную группу.

О-гликозидгидролазы: 1->3-р-0-глюканазы (ламинариназы) и р-й-глюкозидазы, являются ключевыми ферментами метаболизма углеводов. К настоящему времени имеется ряд данных о структуре и механизме действия ламинариназ и глюкозидаз из морских беспозвоночных. Особенностью этих ферментов является способность катализировать с одинаковой эффективностью как реакции гидролиза, так и синтеза О-гликозидных связей. Субстратами ламинариназ являются 1->3-р-0-глюканы и смешанные 1-»3;1->4- и 1->3;1-»6-Р-0-глюканы, представляющие собой полифункциональные соединения и нередко обладающие иммуномодулирующей, противоопухолевой и радиопротекторной активностью. Изучение механизма действия, свойств и структуры новых О-гликозидгидролаз позволит расширить теоретические знания об этих ферментах и создаст основу для их практического использования в установлении структуры олиго- и полисахаридов и в ферментативном синтезе новых биологически активных соединений.

Сульфатирование и десульфатирование биомолекул морского происхождения и роль этих процессов в жизнедеятельности морских организмов в настоящее время практически не изучены, несмотря на то, что сульфатированные углеводы, белки и вторичные метаболиты в них широко представлены. Поэтому изучение сульфатаз, катализирующих гидролиз сульфоэфирных связей, и тирозилпротеин сульфотрансфераз, которые катализируют широко распространенный в организмах процесс переноса сульфатной группы на молекулы белков и пептидов, является важной задачей. С участием этих ферментов осуществляются детоксикация ксенобиотиков, белок-белковые взаимодействия, в которых участвуют белки системы гемостаза, хемотаксиса, а также белки, вовлечённые в развитие вирусных инфекций и онкологических заболеваний.

Цель и задачи работы. Цель работы - изучение специфичности, механизма действия и структуры некоторых гидролаз морских моллюсков (ламинариназ, Р-й-глюкозидаз, сульфатаз), катализирующих трансформацию углеводсодержащих природных соединений, а также тирозилпротеин сульфотрансфераз.

Для достижения этой цели были поставлены следующие задачи: 1) выбрать моллюсков с высоким уровнем активности ферментов; 2) разработать схемы очистки О-гликозидгидролаз и сульфатаз из выбранных объектов; 3) исследовать основные биохимические свойства, специфичность и тип действия выделенных ферментов; 4) установить первичную структуру эндо-1->3-р-0-глюканазы и ее принадлежность к определенному структурному семейству О-гликозидгидролаз; 5) исследовать трансгликозилирующую активность новых О-гликозидгидролаз; 6) провести сравнительный анализ специфичности сульфатаз морских моллюсков из различных мест обитания; 7) разработать методы поиска тирозилпротеин сульфотрансфераз, продуцируемых морскими беспозвоночными и установить аминокислотную последовательность этого фермента.

Научная новизна и практическая значимость работы. В результате проведенных исследований найдены новые источники ферментов, катализирующих не только реакции гидролиза, но и переноса функционально значимых остатков глюкозы и

3

чК

\

сульфатных групп. Из морского моллюска Littorina sitkana выделены гомогенные эндо-1->3-р-Р-глюканаза (КФ 3.2.1.39) и p-D-глкжозидаза (КФ 3.2.1.21). Определены биохимические свойства, специфичность, тип действия и трансгликозилирующая активность этих ферментов. Установлены первичные структуры эндо-1 -»3-P-D-глюканазы и тирозилпротеин сульфотрансферазы из L. sitkana. Выделены и охарактеризованы две новые сульфатазы из брюхоногих моллюсков L. sitkana и Turbo chrysostomus, катализирующие гидролиз сульфатной группы в тритерпеновых гликозидах голотурий. Получены данные о природных соединениях, оказывающих ингибирующие или активирующие действие на исследуемые ферменты.

Изучение молекулярных и каталитических свойств О-гликозидгидролаз позволило выявить особенности действия этих ферментов и определить возможности их практического использования в исследованиях структуры углеводсодержащих веществ и синтезе новых биологически активных гликоконьюгатов. Основные положения, выносимые на защиту.

1. Эндо-1 ->3-р-0-глюканаза (КФ 3.2.1.39), выделенная из печени брюхоногого моллюска L. sitkana, на основании установленной аминокислотной последовательности отнесена к 16-му структурному семейству О-гликозидгидролаз.

2. Эндо-1-»3-р-0-глюканаза из L. sitkana синтезирует как р-1-»3-, так и р-1->4-гликозидные связи, её трансгликозилирующая активность выше гидролитической, что отличает эту глкжаназу от известной эндо-1 -»З-р-Э-глюканазы из морского моллюска Pseudocardium (Spisuia) sachalinensis.

3. P-D-Глюкозидаза (КФ 3.2.1.21), выделенная из печени L sitkana, обладает необычной способностью катализировать гидролиз ламинарана.

4. Моногалактодиацилглицерин, выделенный из бурой водоросли Fucus evanescens, действует на активность p-D-глюкозидазы и эндо-1 -»З-р-О-глюканазы из L. sitkana подобно известным ингибиторам нойримицину и глюконолактону.

5. Арилсульфатазы (КФ 3.1.6.1), выделенные из печени брюхоногих моллюсков L sitkana и Т. chrysostomus, катализируют гидролитическое отщепление сульфатной группы в положении С4 остатка ксилозы, входящей в состав углеводных цепей гликозидов голостанового ряда.

6. Методом Вестерн-блота показано присутствие ТПСТ в некоторых видах морских моллюсков. Установлена аминокислотная последовательность ТПСТ L. sitkana. Апробация работы. Материалы данной работы были представлены автором в виде стендовых и устных сообщений на IV Европейской конференции «Marine natural products», Франция, 2005 и на I международном симпозиуме «Marine Enzymes and Polysaccharides», Вьетнам, 2012.

Публикации. По материалам диссертации опубликовано 5 статей в журналах из списка ВАК РФ и 3 тезисов докладов в материалах научных конференций. Личный вклад соискателя в проведении исследования. Соискателем были выполнены анализ литературы, планирование экспериментов, написаны статьи и подготовлены доклады на конференциях. На защиту вынесены только те положения и результаты, в получении которых роль соискателя была определяющей. Структура диссертации. Диссертационная работа содержит следующие разделы: Введение, Литературный обзор, Результаты и их обсухедение, Экспериментальную часть, Выводы и Список литературы. Список литературы вкючает 208 источника. Диссертация изложена на 138 страницах и содержит 21 таблицу и 41 иллюстрацию. Сокращения и условные обозначения, а.о. - аминокислотный остаток, ВЭЖХ -высокоэффективная жидкостная хроматография, ДСН - додецилсульфата натрия, ИЭР МС/МС - тандемная масс-спектрометрия с ионизацией электрораспылением, МАЛДИ МС - масс-спектрометрия с матрично-активированной лазерной десорбцией/ионизацией, PMSF - фенилметилсульфонилфторид, п.н. - пара нуклеотидов, ТПСТ - тирозилпротеин сульфотрансфераза, ФАФС - 3'-фосфоаденозин-5'-фосфосульфат.

ОСНОВНОЕ СОДЕРЖАНИЕ РАБОТЫ

Поиск среди морских моллюсков (около 40 видов) источников О-гликозидгидролаз, сульфатаз и ТПСТ показал, что печень /.. эИкапа продуцирует все вышеназванные ферменты в значительных количествах. Необходимо отметить, что ранее печень этого моллюска была выбрана для выделения альгинат-лиазы и фукоидангидролазы (Фоворов В.В., Кусайкин М.И.).

1 Эндо-1->3-р-0-глюканаза б! из эНкапа

Экстракт печени /.. вИкапа был проанализирован на содержание полисахаридгидролаз (фукоиданазы, амилазы, целлюлазы, агаразы, пустуланазы) и гликозидаз (Р-О-глюкозидазы, Р-й-галактозидазы, р-О-маннозидазы, Р-О-фукозидазы). Наибольшую активность среди О-гликозидгидролаз проявляла 1->3-р-0-глюканаза. Фермент с удельной активностью 0,285±0,1 ед/мг и выходом 3,7 % получен согласно схеме, представленная в таблице 1.

Таблица 1 - Схема выделения 1-»3-Р-Р-глюканазы 61 из печени ¿.. эйкапа

Стадия очистки Белок, мг Общая активность, ед.акт. Удельная активность, ед/мг Степень очистки Выход, %

Экстракт после диализа 1174 4660 3,9 1 100

Хроматография на ДЭАЭ-целлюлозе 190 3140 16,5 4,2 67

Рехроматография на ДЭАЭ-целлюлозе 99,6 2233 22,4 5,7 48

Ультрафильтрация 38,5 1559 40,5 10,4 33,5

Гельфильтрация на сефадексе Э-100 6,4 469 73,3 18,8 10

ВЭЖХ ТЭК: ОЕАЕ-5Р\Л/ 0,6 171 285 73,1 3,7

Анализ фермента методом ДСН-электрофореза в полиакриламидном геле показал единственную полосу белка с молекулярной массой 40+1 кДа (рис. 1). Молекулярная масса нативного фермента, оцененная гель-фильтрацией, составила 32 кДа. Подобное занижение значения молекулярной массы может быть связано с компактной конформацией белка в растворе. Более точное значение молекулярной массы 1->3-р-0-глюканазы (39,3 кДа) получено методом МАЛДИ МС. Расчетная молекулярная масса на основании аминокислотной последовательности белка составила 36,7 кДа; она заметно отличалась от экспериментальной, полученной МАЛДИ МС, что, возможно, связано с посттрансляционными модификациями молекулы.

Максимальная активность С1 наблюдалась при значении рН 5,4, что хорошо коррелирует с литературными данными. Температурный оптимум <31 составил 40 °С, а инактивация фермента наблюдалась при 45 °С.

Специфичность глюканазы ¿I устанавливали с использованием набора глюканов с различными типами связей (табл. 2). Фермент был специфичен к 1—»3-связям в молекулах р-О-глюканов: с высокой скоростью гидролизовал растворимые глюканы, ламинаран и транслам, и с меньшей скоростью - более высокомолекулярные и мало

Рисунок 1 - 10 % ДСН-электрофорез 1->3-р-0-глюканазы из I. вИкапа:

(1) 1->3-р-0-глюканаза,

(2) белковые маркеры

растворимые 1—>3;1—»4- и 1—>3;1—»6-р-О-глюканы. Фермент не действовал на глюканы с другим типом связи.

Глюканаза ЄІ катализировала гидролиз периодатно-окисленного ламинарана с той же скоростью, что и исходного ламинарана. Это характерно для ферментов эндотипа действия, гидролизующих внутренние связи полимерного субстрата. Значение Кт гидролиза ламинарана составило 0,13 мг/мл, что сопоставимо с Кт, полученными для других эндо-1 -*3-|3-0-глюканаз из морских источников.

Таблица 2 - Специфичность 1->3-р-Р-гпюканазы из L. sitkana

Субстраты Растворимость* Тип связи Mr, кДа Относительная скорость гидролиза, %

Ламинаран х.р. Р-1.3; р-1,6 90:10 5-6 100

Транслам х.р. ß-1,3: ß-1,6 75:25 8-10 86

Периодатно-окисленный ламинаран х.р. ß-1,3; ß-1,6 90:10 5-6 95

Дрожжевой глюкан п.р. ß-1,3; ß-1,6 90:10 >200 0,24

Пахиман п.р. ß-1,3; ß-1,6 98:2 50-120 0,18

КМ-пахиман х.р. ß-1,3; ß-1,6 98:2 >200 0,54

Зимозан п.р. ß-1,3; ß-1,6 >200 0

Аубазидан п.р. ß-1,3; ß-1,6 50:50 500-550 0,17

Лихенан п.р. ß-1,3; ß-1,4 70:30 10-74 0,17

Ксилан х.р. ß-1,4 10-20 0

Амилопектин х.р. a-1,4 2000 0

Пустулан х.р. ß-1,6 30 0

КМ-целлюлоза х.р. ß-1,4 >2000 0

* х.р. - хорошо растворим в воде; п.р. - плохо растворим в воде

Нами были изучены особенности реакции гидролиза ламинарана 1-»3-ß-D-глкжаназой Gl. Для анализа продуктов гидролиза использовали методы МАЛДИ MC и ВЭЖХ. В масс-спектрах продуктов гидролиза ламинарана 1-»3-Р-0-глюканазой (рис. 2) обнаружены сигналы ионов, соответствующие глюкозе и глюкоолигосахаридам с различной степенью полимеризации: [Glc+Na]+ с m/z 203,01, [Glc2+Na]* с m/z 365,11, [GlCa+Naf с m/z 527,17, [Glc4+Na]+ с m/z 689,23, [Glcs+Naf с m/z 851,28, [Glc6+Naf с m/z 1013,34, [Glc7+Na]+ с m/z 1175,4, [Glc8+Naf с m/z 1337,46 (рис. 2 А). Кроме того, в масс-спектрах, которые соответствуют начальным стадиям реакции, имеются сигналы ионов [С1СпГекситол+№]*, которые характерны для ламинариолигосахаридов с остатком D-маннита, расположенным на восстанавливающем конце молекулы. Появление таких олигозидов на начальных стадиях реакции свидетельствует о том, что фермент атакует молекулу субстрата ближе к восстанавливающему концу. Ранее это свойство обнаружено у эндо-1 ->3-0-р-глюканаз из Pseudocardium sachalinensis и Chlamys albidus.

Метод ВЭЖХ использовали для количественной оценки масс-спектрометрических данных. На рисунке 2 Б видно, что фермент Gl расщепляет ламинаран с образованием низкомолекулярных продуктов: ламинариолигосахаридов и глюкозы, при этом количество глюкотриозы значительно превышало количество других олигосахаридов.

100-

s 75-

150-

'25-

А 527,17

689,23

851.28

1013,34

117,5'401337,46 t^-Ji.......,1-К-^-,

200 400 600 800 1000 1200 1400

Рисунок 2 - (А) МАЛДИ масс-спектр продуктов гидролиза ламинара (степень гидролиза субстрата 20 %); (Б) ионообменная ВЭЖХ на колонке АэаГнрак ЫН2Р-50 (мобильная фаза - ацетонитрил:вода тС!, 6:4, скорость потока - 0,5 мл/мин, детектор -рефрактометр) продуктов исчерпывающего гидролиза ламинарана

Механизм действия эндо-1->3-р-0-глюканазы из и эНкапа устанавливали с помощью методов поляриметрии и 13С ЯМР спектроскопии. Результаты поляриметрии показали, что гидролиз протекал без изменения конфигурации расщепляемой связи. Эти данные согласовывались с результатами, полученными методом 13С ЯМР спектроскопии. На рисунке 3 приведены спектры исходного ламинарана (0 мин) и продуктов, полученных за 15, 30 и 45 мин ферментативной реакции. На спектре продуктов (15 мин) появляются новые сигналы в области 97,2 м.д., которые соответствуют р-конфигурации С1.

Рисунок 3 - 13С ЯМР спектры ламинарана из L. cichorioides (0 мин) и продуктов его гидоолиза эндо-1->3-6-0-глюканазой из L. sitkana С15, 30. 45 мин)

На последующих минутах сигнал, соответствующий (3-конфигурации С1 - 97,2 м.д., увеличивается, и появляется новый сигнал в области 93,7 м.д., соответствующий а-конфигурации С1. Этот сигнал появляется как следствие мутаротации, что позволяет сделать вывод о «сохраняющем» конфигурацию механизме гидролиза.

Известно, что для «сохраняющих» О-гликозидгидролаз характерна способность к реакции трансгликозилирования. Для исследования этой активности у фермента С1 использовали следующие акцепторы: метанол, метил-Р-О-глюкопиранозид и метил-Э-О-ксилопиранозид. Продукты гидролиза ламинарана (олигосахариды) и трансгликозилирования (метилгликозиды) с различной степенью полимеризации исследовали методом МАЛДИ МС (табл. 3).

Таблица 3 - Продукты реакции трансгликозилирования, полученные действием глюканазы с использованием ламинарана в качестве донора и метанола (МеОН), метил-р-Р-глюкопиранозида (С)Ме-р-0-01с) и метил-р-0-ксилопиранозида (ОМе-Р-Р-Ху!) в качестве акцепторов_____

т/г МеОН т/г ОМе-Р-й-вк: т/2 ОМе-Р-О-Ху!

217,6 ГФсОМе+МаГ - - - -

379,1 [асгОМе+ЫаГ 379,1 [01с2ОМе+№]* 349,1 ГасХуЮМе+ЫаГ

541,2 [ИСзОМе+Ыа]* 541,2 [С1с3ОМе+Ыа]* 511,1 р31с2ХуЮМе+№Г

703,4 [С1с4ОМе+№]' 703,4 [Ис^ОМе+ЫаГ 673,3 [С1с3ХуЮМе+ЫаГ

865,6 [&с5ОМе+№Г 865,6 [С1с5ОМе+ЫаГ 835,6 [С^ХуЮМе+Ыа]*

1027,7 [С1с6ОМе+ЫаГ 1027,7 [С1с6ОМе+ЫаГ 997,8 [С1с6ХуЮМе+№]+

1189,9 [С1с7ОМе+Ыа]* 1189,9 [ИстОМе+МаГ 1160,0 р31свХу10Ме+№]*

- - 1352,2 ГС1с8ОМе+Ыа]* 1322,5 [С1с7Ху10Ме+Ыа]*

£000 •1300 4000

заоо

200 400 ВСЮ 800 1000 1209 1403

гш ?№

■ДмР*

.1.1| У»)

«й о 500 1000 1600 2СОО 2600 3№0 35О0 4000 ч

11.

500 1ОО0 1500 2(ЮО 25« 3000 351Ю 4000 п

Рисунок 4 - МАЛДИ масс-спектры продуктов трансформации ламинарана, катализируемой ферментом в присутствии различных акцепторов: метил-р-О-глюкопиранозида (А) метил-р-О-ксилолиранозида(Б)и метанола(В)

Результаты исследования показали, что фермент Gl эффективно катализировал перенос гликоновой части донора на метил-Р-О-глюкопиранозид и метил-р-й-ксилопиранозид. Интенсивность сигналов продуктов

трансгликозилирования с этими акцепторами (рис. 4 А, Б) превышала интенсивность сигналов продуктов гидролиза. При использовании метанола как акцептора (рис. 4 В) равновесие реакции сдвигалось в сторону реакции гидролиза.

Положение гликозилирования в продуктах реакции трансгликозилирования устанавливали с использованием б-О-метил-Р-й-глюкуроновой кислоты (GlcAOMe) в качестве акцептора. Продукты реакции, меченные GlcAOMe, деметилировали, и масс-спектры получали для GlcA-глюкозидов. Анализ ИЭР МС/МС спектров, полученных для осколочных фрагментов, позволил установить тип образующейся связи. Было сделано заключение, что эндо-1->3-р-0-глкжаназа Gl переносит остатки глюкозы молекулы субстрата главным образом в СЗ и С4 положение p-D-глюкуроновой кислоты и в СЗ положение остатка глюкозы. В масс-спектрах были идентифицированы дисахариды Glc-(1—>3)-GlcA, Glc-(1—>4)-GlcA и трисахариды Glc-(1—>3)-Glc(1—>3)-GlcA, Glc-(1—>3)-Glc(1—>4)-GlcA.

Первичную структуру эндо-1->3-р-0-глюканазы из L. sitkana определяли с помощью методов молекулярной биологии. Методом быстрой амплификации кДНК концов установлена полная нукпеотидная последовательности кДНК, кодирующая фермент Gl, которая состояла из 1636 п.н. Анализ последовательности кДНК показал, что она включает в себя одну протяжённую открытую рамку считывания длиной 1017 п.н., которая кодирует полипептид из 442 а.о. Информация о первичной структуре белка была внесена в генетическую базу данных GeneBank с номером FJ641204. Аминокислотная последовательность зрелого белка составила 322 а.о.

Множественное выравнивание аминокислотной последовательности эндо-1—>3-р-0-глюканазы из L.sitkana с последовательностями глюканаз из других беспозвоночных: двустворчатых моллюсков P. sachalinensis, Mezuhopecten yessoensis, Ch. albidus, Perna viridis, морского уха Haliotis discus hannai, червей Heiicoverpa armígera и Tenebrio molítor, антарктической ногохвостки Cryptopygus antarcticus и древесной нематоды Bursapheienchus xyiophilus, показано на рисунке 5. Сравнение аминокислотной последовательности Gl и эндо-1—>3-Р-0-глюканаз других видов беспозвоночных показало высокую степень гомологии, 52-67 %. Анализ аминокислотной последовательности эндо-1—»З-р-й-глюканазы из L. sitkana с помощью сервера SMART показал, что фермент содержит каталитический домен, характерный для О-гликозидгидролаз 16-го семейства, длиной 226 а.о. (М49-К374). Эндо-1—>3-р-0-глюканаза Gl содержит два консервативных участка, характерных для О-гликозидгидролаз семейства GH16. Один из этих участков E1DIME (152-157), как показано ранее, является каталитическим и включает два консервативных остатка глутаминовой кислоты, которые принимают непосредственное участие в каталитических процессах. Вторая консервативная последовательность WLWPAIW (130-136) является, предположительно, участком связывания субстрата. Множественное выравнивание аминокислотных последовательностей эндо-1->3-p-D-глкжаназ выявило наличие следующих консервативных остатков: W129, W131, W146, W209, W283, W295, W301, W305, F9, F252, F256, F271 и F294 (а.о., нумерованные для Gl), а также 5 гомологичных замен (F5, W19 W177, W205, и F270) (рис. 5). Эти ароматические а.о. (или некоторые из них) предположительно принимают участие в связывании полимерного субстрата (ламинарана) вне области активного центра. Кроме этого, выявлено два остатка гистидина, Н176 и Н203, которые являются консервативными для эндо-1 -»З-Р-О-глкжаназ (рис. 5). Участие остатков гистидина в каталитическом процессе также было показано на примере других эндо-1 -»3-p-D-глюканаз. Глюканаза Gl содержит два остатка цистеина, С82 и С90, которые консервативны для эндо-1 -»З-р-Р-глюканаз большинства беспозвоночных и участвуют в образовании дисульфидных мостиков.

L.sitkana (FJ641204) T.molitor (ACS36221) S.purpuratus (AAC47235) H.armígera (ABU98621) P.sachalinensis(AAP74223) Ch.albidus(DQ093347) M.yessoensis(AY84 8857) P.viridis (ACM68926) H.discus (BAH84 971) C. antarcticus (ACD93221) B.xylophilus(BAE02683)

----------------------gavmfrdd

--AT PSPTTASGTHAPTGEICSGDLIFEDE

----------------------NGLIFQEE

----------------------GALIFADC

----------------GTWFRDE

------------------AGFRDD

------------------AGFRDD

-----------------AVVFRDD

----------------GNTVFEDS

------------------LDWEDE

-----------------gviwqec

NGGGLDTNN-DE—LDMQK-DS—FNLDI-DS—FDLEK-NG-AFDPAG-TT—WNPNN-TT—WDPSD-HS—FNKGS-NSHQLNPKH-NGGNLAD---

NSLDTS----

lgEEBB1*' ■LABggSw

■MYggYgW

—WNYEVS-MYI -WNHEST-LG[ —VüEHEMT-AC

—wqhent-l; -~wnyevs-my|

--YQIGVS-AW -YQIEVS-AW¡ -YKIECS-AW

—WHHE1T-CW[_

- RWN FE LG-CNgwgjN -KWNFETGNNNgwj- '

FQVYTND-KSNVYTNN FEWYTNS-RYNSYTED FEYYTNN-RSNSYVRD FQYYNNN-RTNS FTHS VQAYVrD ARNIFTRN FQVYTPE-PSNLFVRD FQVFTPE-PSNI.i-VRN FQVYVNE-PSNLYARG FQMYTPE-AANTYZKN LQCYTDNRGANARQE D LECY77S-SNNVRVEN

KLFLKPTKTVDDPRWDENFLH.SGVMDVAOIWo--Y^QSAQYBHHRE 93 FLYIKPTLLAD- -ENGEDFLSSGOLpINGGS PAÜE@N PQWyHart 113 klfikp?lttd--kixjegslssgtldi.wgsspaniHgnawyhsrt 91

RLFlRPSLKSD--QFGEQFI>SSGHLNVF.GGAPADRgNP0Wh®2RT 91

ÜLFlKPTbTTDHPNYNDGNgNSATMDLTALYG Y^NACRY^IRE 92

SLYIXPTbTRDSRHrrOGNLYYGTMDLYHLWN- - KgQHDNNgQKH 89

I.'LYIKPT FTRDSAH FNDGSLYYGTMDVN S I,WH - - РЩОН DNNQHKQ Й 9

HFYLKPTI.TTDDPRYDDNRLYHGQMKVTDrCGGGPraQSANWgDRT 92 VLY¿KPTFTAD- KFGDDFFQHGVLDVKQQWG- -SQAAQONQRRQ 89

KLV1SAVREWKGDGVNPD--------------------------------------------------------64

NLVIEARRENV-OGCS-----------------------------— 61

▼ ▼

L.sitkana

T.molitor

S.purpuratus

H. armígera

P. sachalinensis

C.albidus

M. yessoensis

P. viridis

H.discus

C. antarcticus

B.xylophilus

---GKNGI

--GTADNY —GSNDNL —GSPSNI

---GRNGI

SYGGNSEI SYGGDSEI AVNGN—Vj

---GA~QIP|

---------KEFT

-----------FT

KVKSKP--VLKY ARLRSL.YSLSFKY ARLRTVE S FS FKY ARIRTVNSFSFRY iKIKSKK—TIRF IKITTNF—AMTY IKITTNF—AMTY 3KVTTNA--AIRY SKVFSVA—SITH ARMTT--KANWLH

irihtrgkfdfky

TVEVRARI KVEVRAK1 RLEVEAKL RVEVR KVEARCRI RVNVRAKI RVNVRAKI TVTVRARI RVEWAKI KFEMRARI TIEARIKi

DSHYGGffiRSj --WNQYSGffilSj_ .

HNGYGE®ASggl --YTTYGTfgASSl .—DSVYG^RSP" MLSR--DRSYGGggRS¡ ML@R--DWSYGGfflRS -DWKYGG^§RS| ¡PGWPWKYGAggASggl

' >—NSEYGGggRSE

MLG----АЕЗЫ'ГЩООЭЗЧ

GNVRASG-----HGVNEVSSTLgWGTSAGDNHYGQTTH—AKQAADW 198

GNADLVNASGANIGSKLVSSTlflWGPAWNINMYMMTHVESSNPAG-F 227

gnadikdadglsagvdqmgstm|wgpfwplngypkthat--------198

GNRAMT-FNGVHIGTHEAGSTígYGPYPAMNGWERAHWIRRNTAG-Y 204

GNTVARDGSGHNHGVNEVG-HLfflWDQMPVIIDSVRRT---GDLDGDW 200

GNTKAVLW-GQNSGVNYVASTlgWGPDFNNNRFQKTHGSKRKSGGAD 203 GNTKAILG-GQNSGVNYVASTlgHGPAYNHNAFAKTHASKRKYGGDD 203 CNSYMKCG-SNLEGVQEVASTLgjWGPDAGQNRFYKTHGELDKGSGDW 204 GNVHLSEANGATQGVDRVLSTlgYGASPSQHRQQGDSK-TSKTGTTW 200

--------GQRPQQILGTLgFGAAPDNKGDVGTGE--RDFPIDF 157

AG----VADAIAAGNVNKEILGTFfwSNN-GQHAQYGTN---YVAPNDL 158

L.sitkana

T.molitor

S.purpuratus

H.armígera

P.sachalinensis

C.albidus

M.yessoensis

P.viridis

H.discus

C.antarcticus

B.xylophilus

SNSFgTWRLEggTHDHIATFV DADWgNYQMTBTENDISFSI — KFYV

NSNF SHAM WHGW WHGW ADGF ADSF SAOE TTDE

RYQLEfflTPDYLRFSI TYRLDgTIDHIQVFV TYSLDjjTAGHIVTYV tysldStadhiityv TYKLEgDANHIRVTV TYSVDgTAGHIRMDI TFGLCjjSPDSMQWLL

vykltHsqseikmfi

NQQILRVTPPSGGFSELGHTS------N-IWAGND-KMA®)KE YAIF

DALLGTFAPPDGG FWEWGDLD— SSG FAN PWRTSKSEMAgfPOE Y LLI DELLLNVDPATG-FWDLGEFENDAPGIDNPWAYNPNKLTgDQE YLIL DLELGRVTPGNGGFWEFGGFNS-NPNIENPWRYG-SKMAfflDEK YLII

NRHIMNIPQSRKVFGSLEDLV------DPI FGAVEPKAA§¡PKQ§YLIL

NVEIMRITTPSQSFWGWGAFS------GNNIWASGGKNAg|DKPgHLIL

NVEMMRINTPSQSFWGWGGFD------GNNlWASGGKNAg|DKPgHLII

GRQILYVSTPGNSYWGWGGFG------GSNPWAGGGRDASOQY§QLIL

NQPVMAWTTPSQGYWSYSHQS------GTNVWSQGGNDA®DGKMSLIL

DQVYHTESLQRNFWDGV----------------YNONGSBBDKNHFIIL

DIQYMVFDITP--------------------------LPVgQKNgYVLL

ítngffpenw-dygyf'BBBsntsphaaodw^ngrskHessBc^d- 308 jMA- YFPDDV-TN PGG^SNT3 PTAST DfflKGR DCfflLPfflK LET 34 3 jVN-YFGDGL-TYTPAg0¡SN DSPTASKDjgSDFNTflYPMNgE- 298 Ítngffpdgv-snpnp^^ngsptaatg^grwg|lpMnlgv 321 iTNGFFPDNW-TYDQQ^gFSNSPTELQDHNARFQHLQfflHBp- 312 j—DFFADG--DYDVPggfflGGHNPMR—sHeaRHSHenHkBO- 310 I--DYFGNG—EYDVPgB8GNHNPMR--Sl3ÜF.ARHSSEHBS0BD- 310 |—QYFPQGC-AYNHPR®HDGSPRQEAE§YEKKSEBLSHh|e- 314 __ >TNGYFQDSWHNTPHA®jKNNSPTAMMD®KSKQOEQS¡HHÍE- 313

V@g--NFFGGEPFDPSESDGHñKN------------------------ 236

V@§--NFPN--IHDAGAVTAPLPG-----------------------225

L. sitkana ----KVAMEIgHlEMRYL-----------322

T_molitor D---TAAFKlggVKIWAL-----------358

S.purpuratus ----EAAMQVN§VRVYXEPGQTTYXLRDR 323

H. armígera NDGQDASLQVgHVRIWAL-----------339

P. sachalinensis ----DVAMECHÍVEMTQY-----------326

C.albidus ----EVAMVV®ÍEMIPH-----------324

M. yessoensis ----EVALVlSglEMIPH----------- 324

P.viridis ----RAAMVIHVEMVQA-----------328

H.discus ----DVAMKVKSVKMIQY-----------327

C. antarcticus ------TFEVggVKKWTWN----------- 24 9

B.xylophilus ------QMLVffllKVTQ------------236

Рисунок 5 - Множественное выравнивание аминокислотных последовательностей эндо-1—>3-(3-0-глюканаз беспозвоночных. В скобках указаны номера последовательностей в базе данных вепВапк. Черным цветом выделены идентичные а.о., серым -гомологичные а.о. Т - каталитические а.о., • - остатки триптофана, входящие в активный центр и участвующие в связывании субстрата

Исследование влияния групп-специфических реагентов на активность эндо-1-»3-ß-D-глюканазы Gl позволило сделать некоторые заключения о роли отдельных функциональных групп. Как и для большинства 1->3-р-0-глюканаз различного типа действия, окисление аминокислотных остатков триптофана N-бромсукцинимидом в слабокислой среде приводило к полной потере активности эндо-1->3-р-0-глюканазы из L. sitkana. Эти данные согласуются с исследованием структуры фермента: остатки триптофана расположены в молекуле вблизи каталитического участка и участвуют в связывании субстрата. Ацетилимидазол, взаимодействующий с остатками тирозина и гистидина, вызывал 40 %-ое ингибирование фермента. Вероятно, модификация затрагивает важный остаток тирозина, так как реагент на гистидин, диэтилпирокарбонат, почти не влиял на активность фермента. Реагент на SH-rpynny, N-этилмалеимид, не понижал активность эндо-1->3-р-0-глюканазы из L. sitkana. Вероятно, в молекуле глюканазы нет свободной SH-группы, принимающей участие в каталитическом акте.

2 Сравнительный анализ каталитических свойств эндо-1-*Зф-0-глюканаз, выделенных из L. sitkana и Р. sachalinensis

Сравнительные исследования особенностей реакции трансгликозилирования, протекающей одновременно с гидролизом ламинарана, проведены для близких по специфичности эндо-1—»З-р-О-глюканаз Gl из L. sitkana и LIV из Р. sachalinensis. Ферментативные реакции проводились с использованием глицерина в качестве акцептора. Продукты реакций гидролиза и трансгликозилирования ферментами Gl и LIV на различных стадиях анализировали методами - МАПДИ и ИЭР MC, а также методом ВЭЖХ. Согласно данным масс-спектрометрии, при гидролизе ламинарана под действием фермента Gl накапливались, главным образом, олигосахариды, состоящие из 3, 4 или 5 остатков глюкозы. В случае гидролиза глюканазой LIV накапливались преимущественно олигосахариды со степенью полимеризации 3-7. С первых минут реакции гидролиза обоими ферментами в продуктах появлялась глюкоза. Масс-спектрометрические данные качественного состава продуктов полностью согласовывались с результатами, полученными методом ВЭЖХ. Идентифицированы продукты гидролиза ламинарана глюканазой Gl: Glc - 44 %, Glc2 - 17,2 %, Glc3- 22,2 %, Glc4 - 9,0 %, Glc5- 7,6 %, и продукты гидролиза глюканазой LIV: Glc-27,2 %, Glc2-26,8 %, Glc3-26,0 %, Glc4- 10,8 %, Glc5-9,2 %.

Методом ИЭР MC исследовали кинетику реакций гидролиза и трансгликозилирования, одновременно катализируемых глюканазами Gl и LIV. В качестве акцептора использовали глицерин в концентрации 0,1, 0,5 и 1 М. В масс-спектрах (рис. 6) присутствовали следующие сигналы продуктов гидролиза: [Glc+Na]+ с m/z 203,01, [Glc2+Naj+ с m/z 365,11, [Glc3+Nar с m/z 527,17, [Glc4+Na]+ с m/z 689,23, [Glcs+Naf с m/z 851,28, [Glc6+Nar с m/z 1013,34, [Glc7+Na]+ с m/z 1175,4, [Glce+Naf с m/z 1337,46, и трансгликозилирования: [GlyGlc+Na]+ с m/z 277,1, [GlyGlc2+Na]+ с m/z 439,4, [G!yGlc3+Na]+ с m/z 601,6, [GlyGICi+Naf с m/z 763,8 , [GlyGlc5 +Na]+ с m/z 925,4, [GlyGICs+Naf с m/z 1088,1, [GlyGlc7+Naf с m/z 1250,3, [GlyGlc8 +Na]* с m/z 1412,4. При действии глюканазы LIV скорость гидролиза была выше, чем скорость реакции трансгликозилирования (рис. 6 А). При действии глюканазы Gl, напротив, реакция трансгликозилирования протекала более эффективно (рис. 6 Б). Скорость гидролиза у Gl была преобладающей лишь на начальных стадиях реакции при небольших концентрациях глицерина.

• - продукты реакции гидролиза

• - продукты реакции трансгликозилирования

1ЫЬ1

iL.Jil.jj [„!<, I,.

шЬл.Ц.Ии [Ць. 1и

ЛИ

Рисунок 6- ИЭР масс-спектры продуктов реакций гидролиза и трансгликозилирования, катализируемых эндо-1-»3-р-0-глюканазами О! (А) и И\/ (Б), с использованием ламинарана (5 мг/мл) в качестве донора и глицерина (1,0 М для & и 0,5 М для (_1\/) в качестве акцептора

Из масс-спектров продуктов гидролиза и трансгликозилирования, образовавшихся на начальных стадиях реакции, были рассчитаны суммарные интенсивности сигналов. Для расчета использовали интенсивности сигналов ионов глюкозы и олигосахаридов или олигозидов со степенью полимеризации 2-5, полученных при концентрациях глицерина 0,1, 0,5 и 1 М. Значения суммарной интенсивности сигналов продуктов представлены в виде графиков на рисунке 7. На графиках видно, что для фермента продукты реакции трансгликозилирования продолжали накапливаться до концентрации глицерина 1 М (рис. 7 А), в то время, как количество продуктов гидролиза резко падало уже при концентрации глицерина 0,1 М. Количество продуктов реакции трансгликозилирования для 1_1\/ возрастало с увеличением концентрации глицерина до 0,5 М. Количество продуктов гидролиза уменьшалось при концентрации глицерина выше 0,5 М (рис.7 Б).

£ Э18ПОСО

§ I

§ ¡^псосо I ф £ I

^ >500000

* £ш>»

? 5 5ЯК0 8" ° 40000

= гкум и о » >■ о

Глицерин, М Глицерин, М

Рисунок 7 - Продукты трансгликозилирования (пунктир) и гидролиза (сплошная линия) ламинарана, полученные при действии эндо-1-»3-р-Э-глюканаз & (А) и 1_1\/ (Б)

Анализ динамики накопления продуктов реакций гидролиза и трансгликозилирования, катализируемых 1_1\/, позволил нам сделать предположение, что фермент частично инактивируется в интервале концентраций глицерина 0,5-1 М. Исследование свойств показало, что фермент обладает более высокой способностью катализировать реакцию трансгликозилирования, чем гидролиза. По всей видимости, акцепторный участок обладает большим сродством к глицерину, чем к воде. Накопление продуктов реакции гидролиза в присутствии глицерина, измеренное методом Нельсона (регистрация продуктов по содержанию восстанавливающих Сахаров), подтвердило полученные выше данные: продукты

гидролиза практически не образовывались в присутствии глицерина в концентрации >0,1 М.

Отношение констант скорости реакций трансгликозилирования /стракс (перенос на глицерин) и гидролиза /сгидр (перенос на воду) было рассчитано на основе масс-спектрометрических данных:

а = /СтрансДгидо = /транс//гидр X [Н20]/[Гл ИЦврИ н]

где /транс и /гидр максимальные суммарные интенсивности продуктов гидролиза и трансгликозилирования. Для LIV значения /транс и /гидр оказались максимальными при концентрации глицерина 0,5 М а = 80. Для GI а = 225 при концентрации глицерина 1 М. Полученное нами значение а для LIV оказалось близким к значениям, рассчитанным ранее другими методами.

3 P-D-Глюкозидаза GII из L. sitkana

В печени моллюска L. sitkana было обнаружено несколько гликозидаз различной специфичности. Наше внимание привлекла P-D-глюкозидаза GII, обладающая необычной для гликозидаз (олигосахаридгидролаз) способностью к гидролизу полимерного субстрата - ламинарана. Фермент с удельной активностью 2,4±0.1 ед/мг был выделен с выходом 0,9 % согласно схеме, представленной в таблице 4.

Таблица 4 - Схема выделения P-D-глюкозидазы GII из печени L. sitkana

Стадия очистки Белок, мг Общая активность,* ед Удельная активность, ед/мг Степень очистки Выход, %

Экстракт после диализа 1174 55 0,05 1 100

Хроматография на ДЭАЭ-целлюлозе 201,6 23 0,11 2,2 41,8

Рехроматография на ДЭАЭ-целлюлозе 62,3 16,5 0,26 5,2 30

Ультрафильтрация 32 11 0,34 6,8 20

Гельфильтрация на сефакрил S-300 2,3 1 0,43 8,6 1,8

ВЭЖХ TSK: DEAE-5PW 0,2 0,48 2,4 48 0,9

* л-нитрофенил-р-Р-глюкопиранозид в качестве субстрата

Молекулярная масса GII, согласно данным ДСН-электрофореза составила 200 кДа (рис. 8). P-D-Глкжозидаза GII проявляла наибольшую активность при значении рН 5,4, что практически не отличалось от значения рН, полученного для GI. Температурная стабильность GII была ниже, чем у GI: фермент быстро терял свою активность в интервале температур от 30 °С до 40 °С.

Исследование специфичности GII было проведено на различных субстратах, характеристика которых представлена в табице 2. Показано, что фермент с высокой скоростью гидролизовал растворимые глюканы ламинаран и транслам, а также низкомолекулярный субстрат - п-нитрофенил p-D-глюкопиранозид.

Значение Кт гидролиза ламинарана составило 0,34 мг/мл. Фермент не действовал на периодатно-окисленный ламинаран, зимозан, ксилан, амилопектин, пустулан, КМ-целлюлозу и незначительно гидролизовал лихенан (0,06 %).

Рисунок 8-10 % ДСН-электрофорез P-D-глюкозидазы из L. sitkana:

(1) p-D-глюкозидаза,

(2) белковые маркеры

Методами поляриметрии и 13С ЯМР спектроскопии исследован механизм реакции гидролиза ламинарана ферментом GII. Согласно поляриметрическим данным, процесс гидролиза происходит с сохранением конфигурации расщепляемой связи. 13С ЯМР спектры продуктов ферментативной реакции не отличались от спектров продуктов, полученных при исследовании GI (рис. 3).

Продукты реакции гидролиза ламинарана ферментом GII исследовали методами ВЭЖХ и МАЛДИ МС. В качестве продукта реакции идентифицировали глюкозу. В МАЛДИ масс-спектре присутствовал единственный сигнал с m/z = 203,01, который соответствовал иону [Glc+Na]'f.

Проведены исследования каталитических свойств GII, характерных для P-D-гликозидаз (КФ 3.2.1.21). Методом ВЭЖХ было показано, что скорость гидролиза ламинариолигосахаридов исследуемым ферментом уменьшалась с увеличением их степени полимеризации. GII обладал способностью гидролизовать p-D-глюкобиозы с различным типом связи. Помимо р-1-»3-связей (ламинарибиоза) фермент гидролизовал р-1—>4- (целлобиоза) и (3-1—>6-связи (гентиобиоза). Относительная скорость гидролиза этих дисахаридов составила 100 %, 24 % и 2 % соответственно. Глюкозидаза GII также катализировала гидролиз гликозидов и малонилгликозидов изофлавоноидов из клеточной культуры высшего растения Maakia amurensis.

Показана способность p-D-глкжозидазы GII к трансгликозилированию. При исследовании этой реакции использовали ламинаран как донор и метил-p-D-глкжопиранозид как акцептор. Анализ МАЛДИ МС показал присутствие в продуктах реакции следующих ионов [Glc+Na]+ с m/z 203,0, [Glc2OMe+Na]+ с m/z 379,1 и [Glc3OMe+Na]'f с m/z 541,2, которые соответствуют продуктам трансгликозилирования - метилглюкобиозиду и метилглюкотриозиду.

На основании результатов исследования свойств и специфичности мы классифицировали GII как p-D-глюкозид глюкогидролазу (КФ 3.2.1.21), обладающую необычной способностью катализировать гидролиз ламинарана.

4 Влияние эффекторов природного происхождения на активность ферментов GI и GII из морского моллюска L. sitkana

Наличие ингибирующей активности у некоторых веществ объясняется сходством структуры этих соединений с природным субстратом фермента. Субстратоподобные ингибиторы часто используют в исследованиях О-гликозидгидролаз, в частности при установлении типа действия фермента. К таким соединениям относятся хорошо известные природные ингибиторы - кастаноспермин, нойримицин и глюконолактон. В дополнение к этим ингибиторам нами было исследовано влияние на активность ферментов моногалактодиацилглицерина -вещества, выделенного из бурой водоросли F. evanescens (табл. 6). Нойримицин и глюконолактон проявили ожидаемую для этих соединений активность: ингибировали p-D-глюкозидазу со значением l¡o 25 и 50 мкМ соответственно. Действие этих веществ на эндо-1-»3-р-0-глюканазу было на порядок менее эффективным: /50 для нойримицина составило 287 мкМ и для глюконолактона - 300 мкМ. Кастаноспермин, являющийся специфичным ингибитором глюкозидаз, не действовал на глюканазу GI. Ингибирующее действие моногалактодиацилглицерина оказалось сходным с действием нойримицина и глюконолактона (таб. 5).

Таблица 5 - Влияние некоторых ингибиторов на активность эндо-1->-3-Р-0-глюканазы GI и p-D-глюкозидазы GII из L. sitkana_

Ингибитор /5о, мкМ

GI GII

Нойримицин 287 25

Глюконолактон 300 50

Кастаноспермин - 40

Моногалактодиацилглицерол 280 75

5 Сульфатазы из L. sitkana и Т. chrysostomus

Проведен анализ содержания сульфатазной активности в пищеварительных органах некоторых видов морских моллюсков (11 видов двустворчатых и 2 вида брюхоногих), обитающих в бухте Троицы залива Посьета Японского моря.

Высокий уровень активности был обнаружен в печени брюхоногих моллюсков: Tectonatica janthostoma и Littorina sitkana - он превышал активность сульфатаз двустворчатых моллюсков в 2-4 раза. Активность сульфатаз была также определена в 5 видах брюхоногих моллюсков, распространенных в Южно-Китайском море у побережья Республики Вьетнам. Низкий уровень активности фермента наблюдался только у хищного моллюска Conus rexilum, растительноядные виды содержали высокоактивные сульфатазы.

Для выделения и изучения свойств сульфатаз были выбраны брюхоногий моллюск L. sitkana, собранный на литорали Японского моря, и Т. chrysotomus, обитающий в береговой зоне республики Вьетнам (Ю-Китайское море).

5.1 Арилсульфатаза из морского моллюска и. зИкапа

Сульфатаза из печени £_. вНкапа была выделена с помощью методов осаждения (ЫН^ЗСи, ультрафильтрацией, ионообменной хроматографией на КМ-целлюлозе и гель-фильтрацией на БерИагозе СЫЗВ. Молекулярная масса фермента согласно данным ДСН-электофореза в полиакриламидном геле составила 45±1 кДа. Значение Кт гидролиза п-нитрофенилсульфата калия было равным 8,7+1 мМ. Оптимальное значение рН фермента, при котором изучались его свойства, был равен 5,4. Время полуинактивации фермента при 60 °С составило 20 мин, а полная потеря активности наблюдалась при 70 °С за то же время.

Специфичность фермента исследовали на природных сульфатированных соединениях различной структуры. Согласно данным 13С ЯМР спектроскопии и электрофореза сульфатаза не действовала на фукоидан из Г. еуапезсвпБ и на сульфатированные производные фукозы. Ингибирующей способностью по отношению к сульфатазе эти соединения не обладали. Для изучения специфичности сульфатазы также использовали сульфатированные полиоксистероиды и их гликозиды, богатая коллекция которых была предоставлена Лабораторией химии природных соединений ТИБОХ ДВО РАН. Прежде, чем использовать эти вещества в качестве субстратов, было изучено их ингибирующее действие по отношению к сульфатазе. Исследование действия 17 соединений на активность сульфатазы из зИкапа в присутствии субстрата, п-нитрофенилсульфата, показало, что наиболее сильным ингибирующим действием (/5о~10"5 М) на фермент обладали стероидные дисульфаты, подобные тем, что встречаются в офиурах. Астеросапонины, содержащие сульфаты в агликоновой части молекулы, обладали слабым ингибирующим действием (/5о~Ю"3 М). Сульфатаза из вИкапа не катализировала десульфатирование полиоксистероидов, имеющих сульфатную группу в стероидном ядре, а также гликозида № 3, сульфатированный остаток З-О-Ме-ксилозы которого расположен в боковой цепи (табл. 6, рис. 9).

Таблица 6 - Специфичность действия сульфатазы из /_. вНкапа и влияние природных

№ Соединение Десульфатирование* Ингибирование /so, М

1 Челиферозид L, - 1x10J

2 Луридозид А - 6x10"3

3 Астеросапонин Р, - 1x10"4

4 Пикноподиозид С - 1x10"

5 Фрондозид А + 4x10"

6 Кукумариозид G, + 1x10J

7 Псевдостихопозид А + 1X10"л

* - в качестве субстратов вещества использовали в концентрациях ниже /50

Рисунок 9 - Структура природных гликозидов. Номера формул соответствуют названиям соединений, приведённым в таблице 6

Тритерпеновые гликозиды голостанового ряда (№ 5-7) (табл. 6, рис. 9), ингибировали сульфатазу со знамениями /бо-Ю"4 М. Реакцию ферментативного десульфатирования этих веществ проводили в растворах, где их концентрация была ниже величины /50. Показано, что сульфатаза обладала десульфатирующей активностью по отношению к исследуемым гликозидам. В качестве продуктов реакции были получены десульфатированные производные этих соединений с выходом около 50 %. Структуру десульфатированных гликозидов подтверждали данными 13С ЯМР спектроскопии. Сравнение 13С ЯМР спектров нативных тритерпеновых гликозидов и обработанных сульфатазой показало, что фермент катализировал отщепление сульфатной группы от С4 остатка ксилозы. Согласно свойствам и специфичности сульфатаза из Бйкапа была отнесена к арилсульфатазам (КФ 3.1.6.1).

5.2 Арилсульфатаза из морского моллюска Т. сЬгузоэ^тиз

Из печени моллюска Т. сЬгузо1отиз нами была выделена сульфатаза, эффективно катализирующая расщепление л-нитрофенилсульфата калия. Схема выделения сульфатазы включала комбинацию методов осаждения (NN4)2804, ультрафильтрации, гидрофобной хроматографии на колонке с РЬепуиэерЬагоБе и ионообменной хроматографии на Есопо Рас О. Сульфатаза была получена со степенью очистки в 300 раз и не содержала сопутствующих О-гликозидгидролаз. Удельная активность фермента составила 7,2*102 ед/мг.

Наибольшую активность при действии на л-нитрофенилсульфат сульфатаза из Т. с/нузозЬтиз проявляла при значении рН 7. Согласно данным гель-фильтрации молекулярная масса сульфатазы была равна 35 кДа. Значение Кт гидролиза п-нитрофенилсульфата составило 10 мМ. Фермент был относительно термостабильным. Время его полуинактивации при 60 °С составило 30 мин.

Специфичность фермента исследовали с помощью коллекции сульфатированных соединений из морских источников, предоставленной Лабораторией химии природных соединений ТИБОХ ДВО РАН. Анализ продуктов реакции методом электрофореза показал, что сульфатаза из Т. с1иузоз(отиз не

катализировала десульфатирование полимерных субстратов, декстран сульфата и фукоидана из бурой водоросли Р. evanescens. По данным масс-спектрометрии сульфатаза также не действовала на фукозу, сульфатированную в С4 положении. Ингибирующим действием эти вещества не обладали.

Влияние тритерпеновых гликозидов и сульфатированных полиоксистероидов на активность сульфатазы из Т. сЬгуБОБ^тиз исследовали с использованием в качестве субстрата п-нитрофенилсульфат калия (табл. 7, рис. 10). Установлено, что гликозиды (№ 12, 14, 15), сульфатированные по агликону, ингибировали активность сульфатазы со значением /50-10"8 М. Ингибитором сульфатазы также являлся астеросапонин N2 11, который содержал сульфатную группу в моносахаридном остатке. Отсутствие ингибирующего действия гликозида № 13 в сравнении с другими гликозидами морских звёзд может быть связано с наличием в его молекуле более протяженной углеводной цепи, представленной гексасахаридным фрагментом. Гликозиды голотурий увеличивали активность сульфатазы на 50 % в интервале концентраций 3,5хЮ"10-8хЮ"10 М. Исключение составлял голотурин А (№ 1), который не влиял на активность фермента. Особенностью структуры этого вещества является наличие в полициклической системе дополнительных эпоксидной группы и ОН-групп.

Действие сульфатазы на сульфатированные природные гликозиды (табл. 7, рис.

10) из морских звёзд и голотурий оценивали с помощью тонкослойной хроматографии, используя в качестве стандартов соответствующие десульфатированные гликозиды. Результаты эксперимента показали, что действию сульфатазы не подвергались гликозиды морских звёзд (№ 12-15) и астеросапонин (№

11), имеющий сульфатную группу в остатке З-О-Ме-ксилозы, расположенном в боковой цепи. Фермент катализировал отщепление сульфатной группы, находящейся при С4 первого моносахаридного остатка ксилозы в углеводной цепи тритерпеновых гликозидов голотурий: голостанового (№ 1-7), ланостанового (N2 10) и норланостанового (№ 9) рядов. Десульфатирование голотурина (№ 1) сульфатазой из Т. с>1гузоз1отиз дополнительно подтверждено методом ВЭЖХ, а псевдостихопозида В (№ 3) - методом масс-спектрометрии.

Таблица 7 - Специфичность действия сульфатазы из Т. сЬгузоз(отиз и влияние природных гликозидов в концентрации 0,05-1 мг/мл на активность фермента

№ Соединение Десульфатирование Ингибирование /50. М Активация А60, М

1 Голотурин А + - -

2 Псевдостихопозид А + - 3,5x10"'"

3 Псевдостихопозид В + - 7,9x10"'"

4 Кукумариозид Н + - 7,5x10"'"

5 Кукумариозид Н2 + - 7,4x10"'"

6 Кукумариозид Н5 + - 7,5х10"1и

7 Охотозид В2 + - 7,4x10*'"

8 Охотозид В3 - - 7,4x10"'"

9 Кореозид А + - 3,5x10"'"

10 Фрондозид А7-3 + - 6,6x10"'"

11 Астеросапонин Р! - 1,8*10"° -

12 Торнастерозид А - 2,9x10° -

13 Астериидозид А - -

14 15-О-сульфат эхиностерозида С - 2,2x10 е -

15 Левиускулозид О - 2,1x10° -

(-) - отсутствие десульфатирования или влияния на активность фермента;

(+) - наличие десульфатирования

Таким образом, из морского моллюска Т. chrysostomus выделена новая арилсульфатаза (КФ 3.1.6.1), определены некоторые её свойства, установлена специфичность действия. Фермент катализировал отщепление сульфатной группы в положении С4 остатка ксилозы, входящего в состав углеводных цепей тритерпеновых гликозидов голостанового, ланостанового и норланостанового рядов.

5.3 Сравнение каталитических свойств сульфатаз, выделенных из L. sitkana и Т. chrysostomus

Сульфатазы, выделенные из брюхоногих моллюсков L. sitkana и Т. chrysostomus, обладали высокой термостабильностью и имели близкие значения молекулярных масс и Кт. Однако рН-оптимумы этих ферментов значительно различались: 5,4 - для сульфатазы из L. sitkana и 7 - для сульфатазы из Т. chrysostomus. Интересные результаты были получены при изучении специфичности этих ферментов. Оба фермента оказались неактивными по отношению к фукоидану из бурой водоросли F. evanescens и к сульфатированным производным фукозы. Исследования сульфатированных природных гликозидов в качестве субстратов показали, что сульфатазы из морских моллюсков L. sitkana и Т. chrysostomus обладают специфичностью к сульфатной группе в положении С4 остатка ксилозы, входящего в состав углеводных цепей гликозидов голостанового ряда.

Несмотря на сходство в специфичности исследуемых сульфатаз, влияние природных полиоксистероидов на их активность существенно различалось. Значения /so для сульфатированных полиоксистероидов и их гликозидов варьировало от 10"3 до 10'8 М по отношению к изучаемым сульфатазам. Тритерленовые гликозиды голотурий не оказывали ингибирующего действия на активность сульфатазы из Т. chrysostomus. Для этого фермента также необычным явилось то, что халистанолсульфат и некоторые гликозиды в концентрациях (~10"1° М) увеличивали активность фермента.

6 Тирозилпротеин сульфотрансфераза из L. sitkana

Тирозилпротеин сульфотрансферазы, катализирующие сульфатирование остатков тирозина в белках и пептидах, найдены у многих видов позвоночных. Известно, что все млекопитающие содержат две изоформы фермента, ТПСТ-1 и ТПСТ-2, которые являются трансмембранными белками, ассоциированными с аппаратом Гольджи. Аминокислотные последовательности ТПСТ животных имеют высокую степень гомологии. Используя различные базы генетических данных, мы нашли частичные последовательности мРНК и ДНК, кодирующие ТПСТ, в четырёх видах морских моллюсков: головоногом Idiosepius paradoxus, брюхоногих Crepiduia fornicate и Lottia gigantean и двустворчатом Crassostrea gigas. Геном последнего недавно был секвенирован и содержал ген, кодирующий ТПСТ, структурно близкий к изоформе ТПСТ-2 .

Поскольку информация о выделении ТПСТ из морских моллюсков отсутствует, нами были опробованы три способа экстракции мембранных белков (рис. 11). Подготовку одного из экстрактов проводили в градиенте сахарозы. Экстракцию двумя другими способами проводили буфером А (50 мМ Трис-HCI, рН 6,8, с содержанием 4 % ДСН, 3 % 2-меркаптоэтанола, 20 % глицерина и бромфенолового синего) и буфером Б (50 мМ Трис-HCI, рН 7,4, с содержанием 1 % NP-40, 0,25 % дезоксихолата натрия, 1 мМ ЭДТА, 1 мМ PMSF, 1 мМ NaF, ингибиторов протеаз, 20 мкп/мл) с последующим осаждением ацетоном. Последний способ экстракции был выбран для поиска ТПСТ в морских беспозвоночных методом Вестерн-блота. Поиск ТПСТ в 11 видах беспозвоночных Атлантического побережья Франции был проведён с использованием поликпональных мышинных антител к ТПСТ-1. Присутствие ТПСТ было зафиксировано в экстрактах печени моллюска Mytiius edulis и глаз креветки Pandalus sp. в виде белковых полос в области 50 кДа, а также в экстракте печени моллюска Mercenaria sp. в виде полосы белка - 60 кДа (рис. 11, 12).

2- >• -J Ц» l" W—t * . >

Рисунок 12 - Вестерн-блот экстрактов печени морских моллюсков и глаз креветки с использованием антител к ТПСТ-1, где 1 -маркеры; 2 - рекомбинантный ТПСТ-1 человека; 3 - Pandalus sp.; 4 - V. verrucosa; 5 - Mercenaria sp.; 6 - Neptúnea sp.; 7 - P. Maximus; 8 - Glycymeris sp; 9 - Littorina sp.; 10 - C. grandis

Полученные результаты позволяют сделать вывод о наличии ТПСТ в некоторых видах морских беспозвоночных, однако не исключено, что этот фермент присутствует и в других видах.

С целью установления первичной структуры фермента был проведён поиск гена, кодирующего ТПСТ, в геноме морского моллюска L. sitkana. Амплификацию кДНК методом ПЦР проводили с использованием вырожденных олигонуклеотидных праймеров, которые были созданы на консервативные участки аминокислотных последовательностей ТПСТ человека и некоторых видов морских моллюсков. Методом быстрой амплификации кДНК концов (RACE метод) установлена полная последовательность кДНК, кодирующей ТПСТ L. sitkana. Анализ этой последовательности показал, что кДНК содержит одну протяжённую рамку считывания длиной 1224 п.н., которая кодирует белок, состоящий из 407 а.о. Расчётная молекулярная масса белка без посттрансляционных модификаций составляет 46,63 кДа, изоэлектрическая точка - 8,94.

Сравнение аминокислотной последовательности ТПСТ из L. sitkana с последовательностями двух изоформ ТПСТ человека и некоторых видов беспозвоночных выявило высокую степень структурной гомологии - 70-85 %. Наибольшая степень гомологии наблюдалась с белком из С. gigas (85 %), гомология с ТПСТ позвоночных составила 74-81 %. Степень идентичности аминокислотной последовательности ТПСТ из L. sitkana и аминокислотной последовательности брюхоногого моллюска С. fornicate составила 85 %.

С помощью сервера InterProScan показано, что участок ТПСТ из L. sitkana с 5 по 355 а.о. соответствует каталитическому домену ТПСТ-2. Множественное выравнивание аминокислотных последовательностей ТПСТ-1 и ТПСТ-2 человека и некоторых беспозвоночных: насекомых Drosophila meianogaster и Culex quinquefasciatus, двустворчатого моллюска С. gigas , нематоды Caenorhabditis elegans и асцидии Haiocynthia roretzi, представлено на рисунке 13.

Рисунок 11 - Вестерн-блот экстрактов печени двустворчатых моллюсков С. дідав (2, 5, 8) и М. edulis (3, 6, 9) и печени мыши (4, 7, 10), с использованием антител к ТПСТ-1, где 1 -маркеры; 2, 3, 4 - экстракция в градиенте сахарозы; 5, 6, 7 - экстракция буфером А; 8, 9, 10 - экстракция буфером Б

ТРЗТ2_НиМАЫ (060704) ТРЗТ1_НиМАЫ (060507) D.melanogaster (ААМ94031) С.ди!лдиеГазс1аСиз(ЕР340555) С.е1едапг (077081) Ь.згЬкапа С.дхдаг (ЕКС35269) Н.гогеСг1 (ААМ09087)

------МКЬ5УЯНУЬЬДАССАЬУЬУ1АУ0ЬС00УЬЕСКАУЬАСЬКЗРКСА 4 4

------МУСКЬК0ЫЬЬЬАСЬУ133УТУГУЬС0НАМЕСННК1ЕЕЯ30РУКЬ 4 4

---MRLPYRNKKVTLWVLFGIIVITMFLFKFTELRPTCl■FKVPAANELSS 4 7

-------1^№К1УЬСУАСАА1Ы.ЬМУГГКСТЕЬСАВСЬАМСССЗ---УС 4 0

-------МККЫКЕЬЬЬУЬГЬУУЕ1ЬГУЕ1ТАКТАРРРУУЗЫНКЕК—ГЫй 41

---МАЦ^ОЗТКВКЫ.ЬССЬАУТУЬУЕЕУХЗАРСРОКЗОУ----------37

МСЬСТАС16СУ10*1ЯИ13ШЬ1.Т1УГТУ1|УЗЗСУРКЕСКМ6ТЗЕ1ЫКР1М 50

ТРЗТ2_НиМАЫ ТР5Т1_НиМАЫ О.те1апода вСег С.ди1пдие£азс1аС С.е1едапз Ь.зхскапа С.д1дав Н.гогеСг1

ТРЗТ2_НиМАЫ ТРЗТ1_НиМАЫ й.те1аподаз1ег С. ди1пдие£азс1а Си. С. е1едапв Ъ.яхСкапа С. дхдав Н. гогесг1

ТРЗТ2_НиМАЫ Т РЭТ1_НиМАЫ 0.те1аподазСег С.quinquefasciatus С. е1едапз L.sitkana С. д1даз Н.roretzi

МЯРЕОЕЕЬУМУСТК----НУЕУКУСКАМРЫ Е"УССУ|

ЕБТЕТТУКТСЬРЬКА---ЫКТГАУНКРМРЫИС*

ОМУЯУЕКУЬТОО^-----КУУЗУШЕМРЫЕ1С<

ЕМУВСЕТСЗССЕРР6НСЬССЗУКУНВЫМР1.1Г1ССУ АААРРСРЕЗЬРГНОЬТЗУРЗРРСУЫКТЗРГ^Ш 1МУРКЕКЫНП УРБКЫ---ЙА1РУ2Е0МЕ11Г\'С

МУКЫЗОЕУОУЫЭУРОК—РТЬУКЫР0РМРЫГ1ССМ[

ТРЕМЬРА{ 'ТРЕИЬОЗШМОА! [ХТКЕЙМЫЗИХАОИ

(УТСЕИХЫЫВ! ЭБ | 'тсеЯЬОБВУВД [гыоашюзИУЗА

¡ГЬРКЩЬООЙУЗСН

ызкгьшуН макеъьмуИ

ЫАКГШ-И'Я! ЕАКЕЪГМУН МАКУЬЬМ1Н

кзкпешЙ ЫАКПЬМШ ^АКПЬМЩ

ТР8Т2_НиМАЫ ТРЗТ1_НиМАЫ О. лleIaлogaster C. guiлguefasciatu. С.е1едапв Ь.вхскапа

Н.гогеСг!

(ЬЫЗУРРОлЛш ЪЗЗУЙОСМОЩЫН ¡ЬЗМУВОСМТЩЫО

¡ьыргкасмтЩыА (ЬКЗУЙМСЬоГ

!ЬКЫРКМСЬЕЩЫТ

¡1тзурруьтЩЫК

№2 240 Во 241 ДО 242 ШО 24 0 Во 241 00 234 НО 165 Вт 24 8

ТРЗТ2_НиМАЫ ТРЗТ1_НиМАЫ D.melanogasteг С.ди1паие£азс1аЬи. С. е1едапз Ь. скапа С.дхдав

КНЗЬКЫЬР] :ERWMRTLLкJ ЕЕИМКК||ЬК^ДРУР( ЕЕЧМКК1ЬС! еаомке1ТЕ| КЕШМк|рк| еуимнкЩЬЕГ 'Оеткрхгт|

И01р

001?

:: : Я

: :Я

ЫЕТМ

' И

БОНН

РЫСКРСбУЗИ ЕМ|СКАССУЗI ЕГХЫКРЫСУР| ЕГСЫКЕШУА | ОЬХСКР—1Б|

РИС—ркгг

РЕ#ЗКРССАЗ КУЗиР---РХСЙ

ТРЗТ2_НиМАЫ ТРЗТ1_НиМАЫ Р.те1аподазСег С. ди1лдие/аяс1а(:и. С. е1едапз Ь.гхскапа

Н.гогеСг1

Н1РСРУУВЩ К1РРРУЬОщ 1о1РСРУУвГ ¡УЙнхреруувц увтхрерууаВ ¡уйыхррруукщ

|РУЗРЕ1ТАШ |Н1РЕШЕКИ

|РЕ 340 ¡РК 341 342 |ТУ 340 ВЕЬ 339 |А0 332 ВРК 265 |ЕЕ 345

Рисунок 13 - Множественное выравнивание аминокислотных последовательностей ТПСТ человека и некоторых видов беспозвоночных. В скобках указаны номера последовательностей в базе данных ОепВапк. Черным цветом выделены идентичные а.о., серым цветом - гомологичные а.о. Подчёркивание - трансмембранный участок; (*) отмечен участок связывания ФАФС; (|) - каталитические а.о.; (0) - а.о. субстрат-связывающего участка; (Т) - а.о., участвующие в стабилизации фермента во время катализа. Все а.о., участвующие в катализе, отмечены для ТПСТ-2 человека

Анализ множественного выравнивания показал, что консервативной является последовательность РКЭОТТЬМ, остатки аминокислот которой входят в участок связывания с ФАФС. Мембранный участок с 12 по 30 а.о. определён с помощью сервера МегРгоЭсап и совпадает с трансмембранными участками ТПСТ других животных. Показано также, что ТПСТ из ¿_. вНкапа содержит шесть остатков цистеина

(С31, С90, С150, С204, С219, С227) (здесь и далее а.о. нумерованы для ТПСТ из L sitkana), которые являются консервативными и участвуют в образовании трёх дисульфидных связей, вероятно необходимых для стабилизации молекулы. На основе данных мутационного анализа, полученных для ТПСТ-2 человека, было показано, что консервативные остатки R72 и Е93 принимают непосредственное участие в катализе, а К152 и S277, также являясь консервативными, необходимы для стабилизации переходного состояния фермента. Положительно заряженные консервативные остатки: R95, R99, R116, К158, К109, гомологичная замена R276, а также остаток Т192, согласно данным направленного мутагенеза ТПСТ-2 человека, входят в субстрат-связывающий участок, где взаимодействуют с кислыми аминокислотными остатками молекулы акцептора. Во всех ТПСТ животных участок от трансмембранного до каталитического домена отличается низкой степенью гомологии, и его часто называют неструктурированным. Имеются предположения, что этот участок совместно с некоторыми консервативными а.о. каталитического домена играет роль в формировании специфичности фермента.

ВЫВОДЫ

1. Выделена новая эндо-1->3-р-0-глюканаза GI (КФ 3.2.1.39) из печени Littorina sitkana с молекулярной массой 39,3 кДа. Фермент проявлял наибольшую активность при рН 5,4 и 40 °С, Кт гидролиза ламинарана - 0,13 мг/мл. Показано, что GI катализирует гидролиз р-1-»3-связи в глюканах и осуществляет синтез как р-1-»3-, так и р-1->4-гликозидных связей. Установлена первичная структура GI.

2. Изучена кинетика одновременного протекания реакций гидролиза и трансгликозилирования, катализируемых эндо-1-»3-р-0-глюканазами из L. sitkana и Pseudocardium sachalinensis (LIV) методами масс-спектрометрии и ВЭЖХ. Глюканаза GI (сг=225) обладала более высокой способностью к реакции трансгликозилирования, чем LIV (а=80).

3. Выделена новая p-D-глюкозидаза GII (КФ 3.2.1.21) из печени L. sitkana с молекулярной массой 200 кДа. Показано, что фермент обладает необычной для гликозидаз способностью катализировать гидролиз ламинарана (Кт - 0,34 мг/мл). Глюкозидаза предпочтительно катализировала гидролиз р-1-»3-гликозидных связей, скорость гидролиза глюкозидазой Р-1-+4- и р-1-»6-связей была соответственно в 4 и 50 раз меньше, чем р-1->3-связи. Фермент GII проявлял трансгликозилирующую активность.

4. Исследовано влияние некоторых природных ингибиторов на активность ферментов GI и GII из L. sitkana. Показано, что моногалактодиацилглицерин из Fucus evanesœns ингибировал p-D-глюкозидазу более эффективно (ko=75 мкМ), чем эндо-1->3-р-0-глюканазу (/50=280 мкМ).

5. Выделены новые арилсульфатазы из L. sitkana и Turbo chrysostomus, катализирующие гидролиз л-нитрофенилсульфата со значениями Кт 8,7 и 10 мМ соответственно. Ферменты сохраняли свою активность при 60 °С. Показано, что гликозиды морских звёзд, содержащие сульфатные группы в агликоновой части молекулы, ингибировали активность арилсульфатаз. Некоторые гликозиды голотурий в интервале концентраций 3,5хЮ"8-10"10 M увеличивали активность фермента из L. sitkana на 50 %.

6. Арилсульфатазы из L. sitkana и T. chrysostomus катализировали гидролиз сульфатной группы в положении С4 остатка ксилозы, входящей в состав углеводных цепей гликозидов голостанового ряда. Ферменты неактивны по отношению к фукоидану из F. evanescens и к сульфатированным производным фукозы.

7. В морских моллюсках проведён поиск тирозилпротеин сульфотрансфераз с использованием Вестерн-блота. Впервые установлена аминокислотная последовательность ТПСТ в моллюске L. sitkana. Проведена идентификация аминокислот, участвующих в связывании фермента с субстратами.

Список публикаций по теме диссертации

1. Кусайкин М.И., Песенцева М.С., Сильченко А.С., Авилов С.А., Сова В.В., Звягинцева Т.Н., Стоник В.А. Арилсульфатаза с необычной специфичностью из печени морского моллюска Littorina kurila // Биоорган, химия. - 2006. - Т. 32. С. 71-79.

2. Pesentseva M.S., Kusaykin M.I., Anastyuk S.D., Sova V.V., Zvyagintseva T.N. Catalytic properties and mode of action of endo-(1—>3)-p-D-glucanase and P-D-glucosidase from marine mollusk Littorina kurila II Carbohydr. Res. - 2008. - Vol. 343. - P. 2393-2400.

3. Песенцева M.C., Сова В.В., Сильченко Александра С., Кича А.А., Сильченко Артём С., НаегНё Т., Звягинцева Т.Н.. Новая арилсульфатаза из морского моллюска Turbo chrysostomus И Химия природ, соедин. - 2012. - Т. 48. - С. 853859.

4. Pesentseva М. S., Kovalchuk S.N., Anastyuk S.D., Kusaykin M.I., Sova V.V., Rasskazov V.A., Zvyagintseva T.N. Endo-(1-»3)-p-d-glucanase Gl from marine mollusk Littorina sitkana: Amino acid sequence and ESIMS/MS-estimated features of transglycosylation and hydrolysis reactions in comparison to analogous enzyme LIV from Pseudocardium sachalinensis II J. Mol. Cat.B: Enzymatic. - 2012. - Vol. 75. -P. 73-79.

5. Сова В.В., Песенцева М.С., Захаренко A.M., Ковальчук С.Н., Звягинцева Т.Н. Гликозидазы морских организмов II Биохимия. - 2013. - Т. 78, вып. 7. С. 962-976.

6. Kusaykin M.I., Pesentseva M.S., Anastyuk S.D., Sova V.V., Zvyagintseva T.N. Laminarinase from the gastropodean marine mollusk Littorina kurila II Book of abstracts 4,h «European conference on marine natural products». France. - 2005. -

7. Pesentseva M.S., Kovalchuk S.N., Zvyagintseva T.N., Rasskazov V.A., Haertle T. Amino acid sequence of tyrosylprotein sulfotransferase from the marine gastropod Littorina sitkana II «1sl Symposium on Marine Enzymes and Polysaccharides», Vietnam. - 2012. - P. 57.

8. Pesentseva M.S., Zakharenko A.M., Kusaykin M.I., Sova V.V., Zvyagintseva T.N. Features of passing transglycosylation and hydrolysis reactions of polysaccharides catalyzed by endo-1,3-ß-D-glucanases from marine mollusks of Sea of Japan and South Chine Sea // «1sl Symposium on Marine Enzymes and Polysaccharides», Vietnam.-2012.-P. 25.

P. 11.

Соискатель

Песенцева M. С.

Песенцева Мария Сергеевна

Ферменты морского моллюска Littorina sitkana:

1 —>3-ß-D-rfllOKAHA3A, ß-D-ГЛЮКОЗИДАЗА, СУЛЬФАТАЗА И ТИРОЗИЛПРОТЕИН СУЛЬФОТРАНСФЕРАЗА

Автореферат диссертации на соискание ученой степени кандидата химических наук

Подписано в печать 25.07.2013 г. Формат 60x84 1/16. Усл. п. л. 1,39 Тираж 120 экз. Заказ 443 Отпечатано в Типографии ДВФУ 690990, г. Владивосток, ул. Пушкинская, 10.

Федеральное государственное бюджетное учреждение науки Тихоокеанский институт биоорганической химии им. Г.Б. Елякова Дальневосточного отделения Российской академии наук

Национальный институт агрономических исследований (Нант, Франция)

На правах рукописи

Песенцева Мария Сергеевна

Ферменты морского моллюска ЬШоппа БШапа:

1—>3-[3-0-глюканаз а, (3-о-глюкоз ИД аз а, сульфат аза и тирозилпротеин сульфотрансфераза

02.00.10 - Биоорганическая химия

О

ю

00 Диссертация на соискание ученой степени

рг) кандидата химических наук

СО II

со я

ст>

о °

^^ СО Научные руководители:

^^ ^ д.х.н., профессор

Звягинцева Татьяна Николаевна профессор Эртле Тома

ВЛАДИВОСТОК - 2013

Благодарности. Автор выражает глубокую признательность своим научным руководителям д.х.н. Звягинцевой Т.Н. и профессору Эртле Тома. Особую благодарность автор выражает к.х.н. Сова В.В., к.х.н. Ермаковой С.П. и к.б.н. Ковальчук С.Н. за консультации и помощь в работе. Автор благодарит своих коллег к.б.н. Кусайкина М.И., к.х.н., Шевченко Н.М. и всех сотрудников лаборатории химии ферментов ТИБОХ. Искреннюю признательность автор выражает коллегам из других лабораторий ТИБОХ: д.х.н. Макарьевой Т.Н., Кича A.A., к.х.н. Сильченко A.C. и к.х.н. Иванчиной Н.В. за предоставленные вещества, консультации и помощь в эксперименте; к.х.н. Денисенко В.А. за получение ЯМР спектров; к.х.н. Анастюка С.Д. и к.х.н. Дмитренка П.С. за получение масс-спектров. Также автор благодарит зав. отделом информации Бабко В.А. за помощь в поиске необходимой литературы.

оглавление

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ.......................................................................................................6

¡.ВВЕДЕНИЕ..............................................................................................................................7

2. ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР...................................................................................................9

2.1 О-Гликозидгидролазы - ферменты, катализирующие гидролиз и трансформацию олиго- и полисахаридов..............................................................................9

2.1.1 Общие сведения.................................................................................................................9

2.1.2 Классификация О-гликозидгидролаз.........................................................................10

2.1.3 1-»3-Р-0-Глюканазы морских беспозвоночных......................................................11

2.1.4 Субстраты 1—»З-Р-О-глюканаз....................................................................................14

2.1.5 Каталитические свойства 1^3-Р-В-глюканаз из морских источников.............17

2.1.5.1 Особенности реакции гидролиза..............................................................................17

2.1.5.2 Реакция трансгликозилирования..............................................................................19

2.1.6 Структура эндо-1-»3-|3-0-глюканаз морских моллюсков.....................................28

2.1.7 Влияние эффекторов природного происхождения на активность О-гликозидгидролаз.................................................................................................................33

2.2 Сульфотрансферазы и сульфатазы - ферменты, катализирующие сульфатирование и десульфатирование природных соединений..................................38

2.2.1 Тирозилпротеин сульфотрансферазы как представители сульфотрансфераз ..40

2.2.1.1 Тирозилпротеин сульфотрансферазы различных организмов. Их распространение и особенности............................................................................................41

2.2.1.2 Структура тирозилпротеин сульфотрансфераз.....................................................43

2.2.2 Сульфатазы.......................................................................................................................47

2.2.2.1 Механизм действия сульфатаз..................................................................................47

2.2.2.2 Разнообразие сульфатаз в морских беспозвоночных..........................................48

2.2.2.3 Свойства сульфатаз.....................................................................................................50

2.2.2.4 Специфичность и классификация сульфатаз........................................................51

3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ............................................................................53

3.1 Эндо-1->3-Р-0-глюканаза из Ь. зЫкапа.........................................................................53

3.1.1 Выделение и очистка 1—»З-Р-О-глюканазы ........................................................53

3.1.2 Физико-химические свойства 1—»З-Р-Б-глюканазы 01.........................................55

3.1.3 Субстратная специфичность глюканазы ..............................................................57

3.1.4 Исследование стереохимии гидролиза и характера действия 1—>3-(3-D-глюканазы GI.............................................................................................................................59

3.1.5 Исследование трансгликозилирующей активности

эндо-1 —»3 - (3-D-люканазы.........................................................................62

3.1.6 Сравнительный анализ каталитических свойств эндо-1—>-3-|3-0-глюканаз, выделенных из L. sitkana и Р. sachalinensis........................................................................65

3.1.7 Установление первичной структуры эндо-1—»3-(3-0-глюканазы........................70

3.2 P-D-Глюкозидаза mL. sitkana.........................................................................................75

3.2.1 Выделение и очистка (З-Б-глюкозидазы GII.............................................................75

3.2.2 Физико-химические свойства P-D-глюкозидазы GII..............................................76

3.2.3 Субстратная специфичность и каталитические свойства P-D-глюкозидазы....78

3.3 Влияние эффекторов природного происхождения на активность эндо-1—>3-(3-D-

глюканазы и P-D-глюкозидазы из морского моллюска/,, sitkana.................................82

3.4. Сульфатазы из L. sitkana и Т. chrysostomus.................................................................83

3.4.1 Поиск источников сульфатаз среди морских моллюсков Японского и ЮжноКитайского морей.....................................................................................................................83

3.4.2 Арилсульфатаза из морского моллюска/,. sitkana..................................................85

3.4.2.1 Выделение и физико-химические свойства сульфатазы....................................85

3.4.2.2 Субстратная специфичность ари л сульфатазы и влияние природных гликозидов на активность фермента....................................................................................85

3.4.3 Арилсульфатаза из морского моллюска Т. chrysostomus.......................................88

3.4.3.1 Выделение, очистка и физико-химические свойства сульфатазы....................88

3.4.3.2 Субстратная специфичность арилсульфатазы и влияние природных гликозидов на активность фермента....................................................................................89

3.4.4 Сравнение каталитических свойств сульфатаз, выделенных из L. sitkana и

Т. chrysostomus...........................................................................................................................93

3.5 Тирозилпротеин сульфотрансфераза из L. sitkana......................................................94

3.5.1 Поиск тирозилпротеин сульфотрансфераз в морских моллюсках......................94

3.5.2 Установление аминокислотной последовательности ТПСТ из L. sitkana.......98

4. ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ................................................................................103

4.1 Материалы.........................................................................................................................103

4.2 Оборудование....................................................................................................................104

4.2 Оборудование..........................................................................................................104

4.3 Методы.....................................................................................................................105

5. ВЫВОДЫ...................................................................................................................116

6. СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ........................................................................................118

список сокращений

а.о. - аминокислотный остаток

БСА - бычий сывороточный альбумин

ВЭЖХ - высокоэффективная жидкостная хроматография

ДИС - диссоциация, индуцированная столкновением

ДСН - додецилсульфат натрия

ДЭАЭ-целлюлоза - диэтиламиноэтилцеллюлоза

ИПТГ - изопропил-(3-Б-тиогалактозид

ИЭР МС/МС - тандемная масс-спектрометрия с ионизацией электрораспылением КМ-целлюлоза - карбоксиметил целлюлоза КФ (ЕС) - комиссия по ферментам

МАЛДИ - матрично-активированная лазерная десорбция/ионизация

п.н. - пара нуклеотидов

ТПСТ - тирозилпротеин сульфотрансфераза

Трис - трисгидроксиметиламинометан

ФАФС - 3'-фосфоаденозин-5'-фосфосульфата

ЭДТА - этилендиаминтетраацетат

ЯМР - ядерный магнитный резонанс

CATH (Class, Architecture, Topology and Homologous) - иерархическая классификация белковых доменов

CAZy Carbohydrate Active Enzyme) - база данных по ферментам, катализирующим гидролиз и трансформацию углеводов DHB - 2,5-дигидроксибензойная кислота PBS - натрий-фосфатный буфер

RLCP (Reaction Ligand Catalysis Proteins) - иерархическая классификация белков по их механизму катализируемых реакций PMSF - фенилметилсульфонилфторид

SCOP (Structural Classification of Proteins) - структурная классификация белков SFLD (Structure Function Linkage Database) - база данных белков, классифицирующая их по структуре и функциям

1. введение

Морские беспозвоночные играют важную роль в метаболических процессах морских экосистем. Они являются уникальными источниками разнообразных природных соединений. Так называемое «химическое биоразнообразие» привлекает всё больший интерес исследователей к продуцентам этих соединений. Морские организмы, обитающие в условиях высокой солености океанических вод и повышенного гидростатического давления, подвергающиеся воздействию экстремальных температур и изменению освещенности, продуцируют эффективные и устойчивые ферменты, необходимые не только в научных исследованиях, но и в различных отраслях современной промышленности. Накопленные знания в этой области свидетельствуют о том, что морские беспозвоночные часто служат объектами для выделения биоактивных низкомолекулярных соединений и ферментов с уникальной специфичностью, которые не обнаруживаются у наземных организмов, несмотря на более чем вековую историю таких поисков.

В данной работе рассматриваются отдельные представители О-гликозидгидролаз, сульфатаз и сульфотрансфераз, которые участвуют в трансформации природных веществ. Изучаемые нами О-гликозидгидролазы: 1—>3-Р-Б-глюканазы (ламинариназы) и Р-Б-глюкозидазы, являются ферментами, участвующими в метаболизме углеводсодержащих соединений. К настоящему времени получены данные о структуре и механизме действия нескольких ламинариназ и глюкозидаз из морских беспозвоночных. Интересной особенностью этих ферментов является их способность катализировать с одинаковой эффективностью как реакции гидролиза, так и синтеза О-гликозидных связей в углеводах и углеводсодержащих соединениях. Субстратами ламинариназ являются 1—»З-р-Б-глюканы и смешанные 1—>3;1—>4- и 1—>3; 1 —»6-Р-Б-глюканы, известные как полифункциональные соединения, нередко обладающие иммуномодулирующей, противоопухолевой и радиопротекторной активностью. О-Гликозидгидролазы с установленной специфичностью давно и успешно используются как в качестве инструментов для установления структуры полисахаридов, так и в ферментативном синтезе с целью получения новых веществ и увеличения их биологической активности.

Часть работы посвящена изучению ферментов, участвующих в процессах сульфатирования/десульфатирования природных соединений - сульфатаз, катализирующих гидролиз сульфоэфирных связей, и тирозилпротеин сульфотрансфераз, которые катализируют широко распространенный в организмах процесс переноса сульфатной группы на молекулы белков и пептидов. Сульфатирование биомолекул и их роль в жизнедеятельности морских организмов в настоящее время практически не изучены, несмотря на то, что с участием этих ферментов осуществляется детоксикация ксенобиотиков и белок-белковые взаимодействия, в которых участвуют белки системы гемостаза, хемотаксиса, а также белки, вовлечённые в развитие вирусных инфекций и онкологических заболеваний. Поэтому представляется актуальным поиск и изучение сульфатаз и сульфотрансфераз морских организмов.

Целью работы является изучение специфичности, механизма действия и структуры нескольких гидролаз морских моллюсков Littorina sitkana и Turbo chrysostomus, катализирующих трансформацию углеводсодержащих природных соединений, а также поиск среди морских моллюсков источников тирозилпротеин сульфотрансфераз и исследование этих ферментов.

2. ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР

2.1 О-Гликозидгидролазы - ферменты, катализирующие гидролиз и трансформацию олиго- и полисахаридов

2.1.1 Общие сведения

О-гликозидгидролазы (гликозидазы) - ключевые ферменты метаболизма углеводов. Эти ферменты катализируют расщепление О-гликозидных связей в углеводах и углеводсодержащих соединениях. Участвуя в сложных процессах жизнедеятельности, О-гликозидгидролазы обладают относительно простым механизмом действия, что делает их удобной моделью для решения важных проблем энзимологии [1].

Известно около 1 % всех известных генов, кодирующих гликозидгидролазы и их ближайшие гомологи [2]. Особое место среди О-гликозидгидролаз занимают 1—>3-(3-Б-глюканазы (ламинариназы), которые расщепляют О-гликозидные связи как в простых 1^3-р-0-глюканах, так и в смешанных 1—>3;1—»6- и 1 —>3; 1 —>4-р-0-глюканах. Эти ферменты встречаются у представителей всех царств живой природы от архей и бактерий до эукариот [3-5]. Кроме того, 1—»З-р-О-глюканазы обнаружены в вирусах [6]. Функции 1—»З-Р-Э-глюканаз разнообразные бактериях 1—»З-Р-О-глюканазы принимают участие в деградации полисахаридов, которые используются ими в качестве источника энергии; у грибов эти ферменты осуществляют лизис собственного клеточного матрикса в процессе развития клеток; в растениях они участвуют в клеточной дифференциации, в системе защиты растений от патогенных грибов, в деградации глюканового слоя оболочки семян при их прорастании. Важную роль 1->3-Р-0-глюканазы играют в пищеварении и размножении морских беспозвоночных. На сегодняшний день 1—»З-Р-Б-Глюканазы растений, дрожжей, бактерий и грибов изучены лучше, чем 1—»З-р-Б-глюканазы животного происхождения, большую часть которых составляют ферменты морских беспозвоночных.

2.1.2 Классификация О-гликозидгидролаз

Традиционная номенклатура ферментов, предложенная комиссией по ферментам «КФ» (Enzyme Commission «ЕС») и принятая ИЮПАК, классифицирует ферменты по типу катализируемой реакции и специфичности. Она является общепринятой, но имеет определенные ограничения. Затруднительным является использование этой системы для ферментов, которые проявляют несколько типов активности и не обладают строгой специфичностью, а также для сравнения механизмов ферментативных реакций. Существуют другие типы классификаций, доступные в интернете: иерархические классификации белковых структур (САТН, SCOP, DALI), классификации на основе типа катализируемых реакций, механизма действия и структурных особенностей ферментов (RLCP, SFLD), иерархическая классификация каталитических сайтов гидролаз Варфоломеева [7], а также классификация на основе гомологии аминокислотных последовательностей гликозидаз (CAZy). При описании 1—>3-(3-0-глюканаз (ламинариназ) авторы обычно используют классификацию, принятую ИЮПАК (КФ) и структурную классификационную систему (CAZy).

Согласно КФ номенклатуре, номер КФ 3.2.1.21 присваивается (3-D-глюкозидазам - ферментам, которые катализируют гидролиз О-гликозидной связи между остатком глюкозы и арильным или алкильным агликоном, либо в (5-D-глюкоолигосахаридах. Многие P-D-глюкозидазы имеют широкую субстратную специфичность, скорость гидролиза ими олигосахаридов падает с увеличением степени полимеризации субстрата и они, как правило, не расщепляют полисахариды. Гидролиз гликозидной связи под действием глюкозидаз происходит с сохранением конфигурации С1 [8].

1—»3-P-D-Глюканазы, предпочтительно катализирующие гидролиз полисахаридов, подразделяют на экзо- и эндо-1—>3-(3-Б-глюканазы. Экзо-1—»3-p-D-глюканазы (КФ 3.2.1.58) последовательно отщепляют моно- (реже ди- или олигосахариды) с невосстанавливающего конца молекулы глюкана в подавляющем большинстве случаев с обращением конфигурации гликозидного гидроксила.

Эндо-1—»З-р-Б-глюканазы, катализирующие гидролиз в полимерном субстрате внутренних гликозидных связей с сохранением конфигурации гидроксильной группы при С1 [8], могут быть двух типов: эндо-1 —»3-P-D-

глюканазы (КФ 3.2.1.39), для действия которых необходимым является наличие как минимум двух соседних 1-»3-связанных остатков глюкозы, и менее специфичные эндо-1—»З-Р-Б-глюканазы (КФ 3.2.1.6), которые могут также гидролизовать р-1->4-связи, расположенные рядом с р-1 —>3, как, например, в молекуле лихенана -1 —>3; 1 —»4-р-О-глюкана. Следует заметить, что отнесение эндо-1—»3-Р-Э-глюканазы к одному из этих типов требует доказательств гидролиза Р-1—>4-связи. Обычно такие доказательства не приводятся, и эндо-1—»З-р-О-глюканазы, в частности морских беспозвоночных, имеющие близкие свойства и специфичность, относят к разным типам: КФ 3.2.1.6 [9-13] иКФ 3.2.1.39 [14-16].

2.1.3 1->3~Р-В-Глюканазы морских беспозвоночных

Морские беспозвоночные, представленные большим количеством таксонов, находящиеся на различных ступенях эволюции и отличающиеся друг от друга способом питания и образом жизни, являются богатым и сравнительно доступным источником разнообразных О-гликозидгидролаз, и в частности 1—»З-Р-Б-глюканаз

[17]. На сегодняшний день исследовано около тридцати 1->3-Р-Б-глюканаз животного происхождения, половина которых выделены из морских беспозвоночных. Данные сравнительного анализа уровня 1—»З-Р-Б-глюканазной активности в пищеварительных органах морских беспозвоночных, обитающих в различных регионах Мирового Океана, позволили представить общую картину распределения этих ферментов. Показано, что 1—»З-Р-Б-глюканазы широко распространены в морских организмах, подобно целлюлазам и амилазам в наземных объект