Химическое строение полисахаридов известковых красных водорослей семейства кораллиновых (Corallinae, Rhodophyta) тема автореферата и диссертации по химии, 02.00.10 ВАК РФ

ВВЕДЕНИЕ.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ: «Биохимические аспекты процесса кальцификации у водорослей: состав и строение полисахаридов, и их связь с кальцификацией»

Введение.

1. Внеклеточная и межклеточная кальцификация

1.1 внеклеточная кальцификация.

1.2 межклеточная кальцификация.

1.3 кальцификация чехла.

1.4 кальцификация чехла у сине-зеленых водорослей.

2. Кальцификация клеточных стенок.

3. Внутриклеточная кальцификация.

3.1. полисахариды кокколитов Р/емгос/г^и саПегае.,Ъ%

3.2. полисахариды кокколитов ЕтШата Ь,их1еу1.

Красные водоросли (ШюёорЬ^а) являются древним, резко обособленным отделом морских растений. Они сильно отличаются от всех прочих растений по своему химическому составу, в том числе и по составу и строению полисахаридов. Главными структурными полисахаридами клеточных стенок красных водорослей являются сульфатированные галактаны. Такие полисахариды не встречаются ни в других водорослях, ни в наземных растениях. Они имеют лишь некоторое сходство в общем плане построения с сульфатированными мукополисахаридами соединительной ткани животных, которые, хотя и состоят из других моносахаридов, но, подобно галактанам красных водорослей, содержат дисахаридные повторяющиеся звенья и многочисленные сульфатные группы. Наиболее важным физическим свойством некоторых галактанов (агаров и каррагинанов) является способность их водных растворов к превращению в прочные гели, что находит широкое применение в пищевой промышленности, биотехнологии и медицине. Негелеобразующие галактаны представляют интерес как биологически активные вещества.

Работы по установлению химического строения сульфатированных галактанов продолжаются уже более 60 лет. За это время накоплен обширный материал по структурам полисахаридов, выделенных из многих десятков видов водорослей, сформулированы общие принципы построения молекул галактанов, предложена номенклатура, основанная на химическом строении этих полимеров, и разработан ряд специальных методов структурного анализа, особенно эффективных для этого класса полисахаридов. Выяснены главные требования к структуре полисахаридных цепей, при выполнении которых полимер приобретает хорошие гелеобразующие свойства. Получены интересные данные о корреляциях между структурой галактанов и принадлежностью водоросли к тому или иному крупному таксону - порядку или семейству. В то же время, поскольку, согласно существующей биологической классификации, красные водоросли насчитывают несколько тысяч видов, вопрос о возможном структурном разнообразии в рассматриваемом классе полисахаридов все еще далек от полного разрешения.

В частности, в течение длительного времени не было надежных сведений о полисахаридах так называемых известковых красных водорослей, относящихся к семейству и порядку кораллиновых (СогаШпасеае, Сога1Нпа1ез). Отличительной особенностью этих растений является их способность к кальцификации, т.е. к отложению в клеточных стенках кристаллов карбоната кальция. В результате этого процесса 8090% биомассы кораллиновых водорослей представлено минеральными веществами. Вместе с кораллами известковые водоросли участвуют в образовании коралловых рифов, так что их жизнедеятельность приводит к явлениям геологического масштаба. Механизм кальцификации у кораллиновых водорослей (равно как и у представителей других групп известковых растений) детально не изучен, однако в последние годы этот вопрос привлекает внимание многих исследователей в связи с оценкой возможной роли Мирового океана в компенсации «парникового эффекта», возникающего за счет антропогенного обогащения атмосферы углекислым газом, что может послужить причиной глобального потепления климата.

У большинства известковых водорослей кальцификация каким-то не вполне пока понятным образом связана с их полисахаридным составом. Можно было ожидать, что кораллиновые водоросли, столь резко отличающиеся от представителей других семейств красных водорослей по составу биомассы и условиям обитания, содержат и необычные структурные полисахариды. Исходя из этих соображений, мы посвятили свою работу систематическому исследованию полисахаридов красных морских водорослей семейства кораллиновых. Изложению собственных результатов предпослан обзор литературы о строении и свойствах полисахаридов, входящих в состав тех разнообразных групп водорослей, для которых характерны процессы минерализации талломов. Во второй главе диссертации представлены и обсуждены полученные нами данные, а третья глава содержит конкретное описание проведенных экспериментов.

Обзор литературы Биохимические аспекты процесса кальцификации у водорослей: состав и строение полисахаридов, и их связь с кальцификацией

Введение

Образование и накопление минералов живыми организмами широко распространено в природе. Порядка 40 различных минералов образуется в биосфере под действием тех или иных биологических процессов [1]. Механизмы минерализации варьируют у разных групп организмов в царствах бактерий, грибов, растений и животных. В одних случаях живые объекты лишь косвенно вовлечены в процесс отложения минеральных солей, меняя, например, условия окружающей их среды. У других же организмов существуют специальные метаболические пути, приводящие к накоплению минералов.

Примерно половина биогенных минералов являются солями кальция, именно поэтому процессы кальцификации изучаются наиболее широко. В царстве растений явление кальцификации особенно распространено среди различных групп водорослей. При этом они накапливают в основном карбонат кальция, отсюда и их название -известковые. Большая часть эволюционных исследований водорослей проводится именно на ископаемых известковых формах.

Карбонат кальция откладывается в водорослях в виде двух различных кристаллических модификаций - кальцита и арагонита. При этом арагонит чаще всего обнаруживается у морских форм, а кальцит - у пресноводных. Два исключения составляют, во-первых, морские красные водоросли семейства СогаШпасеае, а, во-вторых, представители примнезиофитов (Ргушпе81орЬу1а=Нар1орЬу1а) семейства

Соссо1 кЬорИогасеае (кокколитофориды), образующие кальцит. Обычно считается, что наличие кальцита или арагонита является систематическим признаком, и в норме каждое семейство водорослей содержит лишь одну из кристаллических модификаций СаС03 [2]. Недавно, однако, было показано (по крайней мере, на примере красной (ЮюёорЬ^а) водоросли Ряеис1о ШкорИуИит ехратит семейства СогаШпасеае), что присутствие кальцита, арагонита, их смеси, а также других минорных минеральных компонентов может зависеть и от микроклиматических условий произрастания водоросли [3]. Наличие одновременно кальцита и арагонита, либо их чередование в зависимости от сезона сбора наблюдали и среди водорослей рода Оа1ахаига (№таНа1е8, Шюс1ор11)4а) [4]. Интересен также тот факт, что представитель кокколитофорид ЕтШата ких1еу\ (СоссоНШорЬогасеае) в условиях дефицита азота откладывает арагонит, а не кальцит [5].

Обызвествление таллома (т.е. вегетативного тела) водоросли может нести различную функциональную нагрузку. Предполагают, что у некоторых видов отложение СаС03 происходит в результате нейтрализации избытка ионов ОН", образующихся в результате поглощения НСОз" из окружающей среды (например, у харовых водорослей (СЬагорЬусеае) [6] и кокколитофорид [7]):

1. НС03~о>С02 + ОН" (фотосинтез)

2. Са2+ + НС03" <-» СаС03 + Н+ (кальцификация) 2НС03~ + Са2+ С02 + СаСОз + Н20

В других случаях известковый "скелет" может служить защитой от выедания водорослей рыбами и беспозвоночными. И, наконец, он выполняет механическую функцию, позволяя отдельным видам обитать в условиях интенсивного воздействия.

Процесс кальцификации у живых организмов протекает в органическом матриксе, который в большинстве случаев представляет собой набор макромолекул полианионного характера. У животных (кости позвоночных, раковины моллюсков и т. д.) это в основном белки и гликопротеины, т. е. образование тех или иных структур генетически детерминировано. Большинство ученых едины во мнении, что органические макромолекулы являются не только матриксом для отложения кристаллов СаСОз, но и принимают непосредственное участие в самом процессе кальцификации. У водорослей кристаллы карбоната кальция во многих случаях ассоциированы с полианионами, которые имеют полисахаридную природу. Поэтому, предполагают, что в данном случае именно состав и строение полисахаридов оказывают влияние на тот или иной тип кальцификации.

По одной из классификаций существует три принципиально различных типа кальцификации у водорослей [8]:

выводы

1. Проанализирован полисахаридный состав 22 образцов растений, относящихся к 11 видам известковых красных водорослей семейства Corallinaceae. Показано, что по набору полисахаридов представители этого семейства представляют собой достаточно однородную группу растений, но сильно отличаются от других групп красных водорослей, в первую очередь наличием полиуронидов.

2. Индивидуальные полиурониды выделены из пяти видов водорослей (Corallina pilulifera, Bossiella cretacea, Clathromorphum nereostratum, Amphiroa fragilissima, Corallina mediterráneo). Показано, что по своему строению эти полисахариды являются альгиновыми кислотами, сходными с аналогичными биополимерами, содержащимися в бурых водорослях. Преобладание остатков гулуроновой кислоты над остатками маннуроновой кислоты и блочное распределение этих мономеров вдоль полимерной цепи свидетельствует о высоком сродстве выделенных альгиновых кислот к ионам кальция и позволяет предположить их активную роль в процессе кальцификации клеточных стенок.

3. Из трех видов водорослей (Corallina pilulifera, Bossiella cretacea, Clathromorphum nereostratum) выделены сульфатированные ксилогалактаны, строение которых установлено химическими и спектральными методами. Показано, что эти полимеры имеют главную цепь из чередующихся остатков 3-связанной (З-Б-галактозы и 4-связанной a-L-галактозы, т.е. являются полисахаридами группы агара, однако по ряду структурных особенностей (наличие большого количества единичных ответвлений от главной цепи в виде остатков (3-D-ксилопиранозы, расположение неуглеводных заместителей — сульфатных и О-метильных групп) сильно отличаются от типичных представителей этой группы полисахаридов.

13 1

4. Расшифрованы спектры ЯМР С и Н сульфатированных ксилогалактанов и продуктов их химической модификации (десульфатирования и расщепления по Смиту). Полученные таблицы с отнесением отдельных сигналов можно использовать для идентификации близкородственных полисахаридов, выделяемых из новых источников.

5. Для количественного определения альгиновых кислот предложен вариант спектрофотометрической методики по реакции с конц. серной кислотой и 3,5-диметилфенолом в присутствии бората, малочувствительный к изменениям соотношения мономеров в исходном полимере. Для определения этого соотношения предложена методика предварительного восстановления карбоксильных групп в эфирах альгиновых кислот с последующим гидролизом и определением нейтральных моносахаридов в гидролизатах в виде ацетилированных альдононитрилов методом ГЖХ.

1. H.A. Lowenstam. 1981. Minerals formed by organisms. Science V. 211, 1126-1131.

2. M.A. Borowitzka. 1977. Algal calcification. Oceanogr. Mar. Biol., Annu. Rev. V.15, 189-223.

3. D. Medacovic, S. Popovic, N. Zavodnik, B. Grzeta and M. Plazonic. 1995. X-ray diffraction study of mineral components in calcareous algae (Corallinaceae, Rhodophyta). Mar. Biol. V. 122(3), 479-485.

4. M. Okazaki and K. Furuya. 1977. 3rd Int. Symp. Mech. Biomineralizat. the Invertebr. Plant., Kashikojima, Japan (Abstract).

5. K.M. Wilbur and N. Watabe. 1963. Experimental studies of calcification in molluscs and the alga Coccolithus huxleyi. Ann. N. Y. Acad. Sci. V. 109, 82112.

6. W.J. Lucas. 1979. Alkaline band formation in Chara corallina. Due to OFT efflux or H+ influx? Plant Physiol. V.63, 248-254.

7. N.A. Nimer and M.J. Merret. 1993. Calcification rate in Emiliania huxleyi Lohman in response to light, nitrate and availability of inorganic carbon. New Phytol. V.123(4), 673-677.

8. M.A. Borowitzka. 1982. Morphological and cytological aspects of algal calcification. Int. Rev. Cytol. V.74, 127-162.

9. M.A. Borowitzka and A.W.D. Larkum. 1977. J. Phycol. V. 13, 6-16.

10. H. Nakahara and G. Bevelander. 1978. The formation of calcium carbonate crystals in Halimeda incrassata with special reference to the role of the organic matrix. Jpn. J. Phycol. V. 26, 9-12.

11. E.L. Boehm. 1973. Composition and calcium-binding properties of the water-soluble polysaccharides in the calcareous alga Halimeda opuntia (Chlorophyta, Udoteaceae). Int. Rev. Gesamten Hydrobiol. V. 58(1), 117126.

12. E.L. Boehm, and T.F. Goreau. 1973. Rates of turnover and net accretion of calcium and the role of calcium-binding polysaccharides during calcification in the calcareous alga Halimeda opuntia (L.). Int. Rev. Gesamten Hydrobiol. V. 58(2), 723-740.

13. P.R. Jensen, R.A. Gibson, M.M. Littler and D.S. Littler. 1985. Photosynthesis and calcification in four deep-water Halimeda species (Chlorophyta, Caulerpales). Deep-Sea Res., Part A. V. 32(4A), 451-464.

14. E.L. Boehm. 1973. Mineral content of calcareous algae. Bull. Mar. Sci. V. 23(2), 177-190.

15. А.И. Усов, И.М. Добкина. 1991. Полисахариды водорослей. 43. Нейтральный ксилан и сульфатированный ксиломаннан из красной водоросли Liagora valida. Биоорган, химия. Т. 17(8), 1051-1058.

16. А.И. Усов, С.В. Яроцкий, M.JI. Эстевес. 1981. Полисахариды водорослей. XXXII. Полисахариды красной водоросли Galaxaura squalida Kjellm. Биоорган, химия. Т. 7(8), 1261-1270.

17. А.И. Усов, С.В. Яроцкий. 1975. Полисахариды водорослей. XXI. Щелочная деградация сульфатированного маннана из красной водоросли Nemalion vermiculare Sur. Биоорган, химия. Т. 1(7), 919-922.

18. М.С. Matulevich and A.S. Cereso. 1987. Water-soluble sulfated polysaccharides from the red seaweed Chaetangium fastigiatum. Analysis of the system and the structures of the a-D-(l—>3)-linked mannans. Carbohydr. Polymers. V. 7, 121-132.

19. K. Zetsche. 1967. Differences in the composition of the cell wall of the stalk and cap of Acetabularia mediterranea. Planta. V. 76, 326-334.

20. E. Percival and B. Smestad. 1972. Carbohydrates of Acetabularia species. Part II. Acetabularia crenulata acid polysaccharide. Carbohydr. Res. V. 25, 299-304.

21. EJ. Bourne, E. Percival, and B. Smestad. 1972. Carbohydrates of Acetabularia species. Part 1. Acetabularia crenulata. Carbohydr. Res. V. 22, 75-82.

22. W. Herth, A. Kuppel and W.W. Franke. 1975. Cellulose in Acetabularia cyst walls. J. Ultrastruct. Res. V. 50(2), 289-292.

23. A. Pentecost and R. Riding. 1986. Calcification in cyanobacteria. In: (B.S.C. Leadbeater and R. Reading, eds) Biomineralization in Lower Plants and Animals. Clarendon Press, Oxford, pp. 73-90.

24. S. Golubic and J.W. Focke. 1978. Phormidium hendersonii Howe: identity and significance of a modern stromatolite building microorganism. J. Sediment. Petrol. V. 48, 751-764.

25. H.S. Chafetz. 1994. Bacterially induced precipitates of calcium carbonate and lithification of microbial mats. Biostab. Sediments. 149-163.

26. C. Bertocchi, L. Navarini, A. Cesaro and M. Anastasio. 1990. Polysaccharides from cyanobacteria. Part 1. Carbohydr. Polym. V. 12(2), 127-153.

27. R.N. Singh. 1954. Proc. European Congr. Electron Microscopy Ghent. Vandermeerssche, Brussels, 1954.

28. L.V. Leak. 1967. Fine structure of the mucilaginous sheath of Anabaena sp. J. Ultrastruct. Res. V. 21, 61-74.

29. G.F. Somers and M. Brown. 1978. The affinity of trichomes of blue-green algae for calcium ions. Estuaries. V. 1(1), 17-28.

30. S.P. Adhikary, J. Weckesser, U.J. Jurgens, J.R. Golecki and D. Borowiak. 1986. Isolation and chemical characterization of the sheath from the cyanobacterium Chroococcus minutus SAG B.41.79. J. Gen. Microbiol. V. 132(9), 2595-2599.

31. J. Weckesser, C. Broil, S.P. Adhikary and U.J. Jurgens. 1987. 2-O-methyl-D-xylose containing sheath in the cyanobacterium Gloeothece sp. PCC 6501. Arch. Microbiol. V. 147, 300-303.

32. B.E. Tease and R.W Walker. 1987. Comparative composition of the sheath of cyanobacterium Gloeothece ATCC 27152 cultured with and without combined nitrogen. J. Gen. Microbiol. V. 133, 3331-3339.

33. J.H. Dunn and C.P. Wölk. 1970. Composition of the cellular envelops of Anabaena cylindrica. J. Bacteriol. V. 103, 153-158.

34. M. Schräder, G. Drews, J.R. Golecki and J. Weckesser. 1982. Isolation and characterization of the sheath from cyanobacterium Chlorogloeopsis PCC 6912. J. Gen. Microbiol. V. 128, 267-272.

35. S. Schneider and U.J. Jürgens. 1991. Cell wall and sheath constituents of the cyanobacterium Gloeobacter violaceus. Arch. Microbiol. V. 156, 312-318.

36. J. Weckesser, K. Hofmann, U.J. Jürgens, B.A. Whitton and B. Raffelsberger. 1988. Isolation and chemical analysis of the sheaths from filamentous cyanobacteria Calothrix parietina and Calothrix scopulorum. J. Gen. Microbiol. V. 134(3), 629-634.

37. E. Hoiczyk. 1998. Structural and biochemical analysis of the sheath of Phormidium uncinatum. J. Bacteriol. V.180(15), 3923-3932.

38. L.A. Girardelli. 1998. An endolithic cyanophyte in the cell wall of calcareous algae. Bot. Mar. V. 41(4), 367-373.

39. T. Campion-Alsumard. 1979. Les cyanophycees endolithes marines. Systematique, ultrastructure, ecologie et biodestruction. Oceanol. Acta. V. 2, 143-156.

40. J. Cabioch and G. Giraud. 1986. Structural aspects of biomineralization in the coralline algae (calcified Rhodophyceae). In: (B.S.C. Leadbeater and R. Reading, eds) Biomineralization in Lower Plants and Animals. Clarendon Press, Oxford, pp. 141-156.

41. T.J. Painter. 1983. Algal polysaccharides. In: (G.O. Aspinal, ed.) The Polysaccharides, V. 2. Academic Press, New York, pp. 195-285.

42. J.R. Turvey and P.R. Simpson. 1966. Polysaccharides from Corallina officinalis. Proc. Int. Seaweed Symp. 5: 323-328.

43. N.S. Anderson, T.C.S. Dolan and D.A. Rees. 1965. Evidence for a common structural pattern in the polysaccharide sulfates of the Rhodophyceae. Nature V. 205(4976), 1060-1062.

44. H.M. Ozaki, M. Maeda and K. Nisizawa. 1967. Floridean starch of calcareous red alga Joculator maximus. J. Biochem. (Tokyo). V. 61.497-503.

45. M. Okazaki, K. Furuya, K. Tsukayama and K. Nisizawa. 1982. Isolation and identification of alginic acid from a calcareous red alga Serraticardia maxima. Bot. Mar. V. 25, 123-131.

46. E.C.C. Stanford. 1883. On algin: A new substance obtained from some of the commoner species of marine algae. Chemical News, June. V. 1, 254257.

47. A. Linker and R.S Jones. 1964. A polysaccharide resembling alginic acid from a Pseudomonas microorganism. Nature. V. 204,187-188.

48. G.H. Cohen and D.B. Johnstone. 1964. Extracellular polysaccharides of Azotobacter vinelandii. J. Bacteriol. V. 88, 329-338.

49. M.R. Cases, C.A., Stortz and A.S. Cerezo. 1992. Methylated, sulfated xylogalactans from the red seaweed Corallina officinalis. Phytochemistry. V. 31, 3897-3900.

50. M.R. Cases, C.A. Stortz and A.S. Cerezo. 1994. Structure of the "corallinans" sulfated xylogalactans from Corallina officinalis. Int. J. Biol. Macromol. V. 16(2), 93-97.

51. R. Takano, J. Hayashi, K. Hayashi, S. Hara and S. Hirase. 1996. Structure of a water-soluble polysaccharide sulfate from the red seaweed Joculator maximus Manza. Bot. Mar. V. 39, 95-102.

52. R. Takano, Y. Nose, K. Hayashi, S. Hara and S. Hirase. 1994. Agarose-carrageenan hybrid polysaccharide from Lomentaria catenata. Phytochemistry. V. 37, 1615-1619.

53. J.A. Somers, W.F. Long and F.B. Williamson. 1992. Extraction of calcification inhibitor from Corallina officinalis. Biochem. Soc. Trans. V. 20(1), 5S.

54. A.H. Borman, E.W. de Jong, M. Huizinga, D.J. Kok, P. Westbroek and L. Bosch. 1982. The role in CaCÜ3 crystallization of an acid Ca -bindingpolysaccharide associated with coccolihts of Emiliania huxleyi. Eur. J. Biochem. V. 129, 179-183.

55. M.M. Littler and D.S. Littler. 1995. Impact of CLOD pathogen on Pacific coral reefs. Science. V. 267, 1356-1360.

56. W.W. Franke and R.M. Brown. 1971. Scale formation in chrysophycean algae. III. Negatively stained scales of the coccolithophorid Hymenomonas. Arch. Microbiol. V. 77, 12-19.

57. R.M. Brown and D.K Romanovicz. Biogenesis and structure of Golgi-derived cellulosic scales in Pleurochrysis. I. Role of endomembrane system in scale assembly and exocitosis. 1976. Appl. Polym. Symp. V. 28, 537-585.

58. P. van der Wal, E.W. de Jong, P. Westbroek, W.C. de Bruijn and A.A. Mulder-Stapel. 1983. Polysaccharide localization, coccolith formation, and Golgi dynamics in the coccolithophorid Hymenomonas carterae. J. Ultrastruct. Res. V. 85(2), 139-158.

59. M.E. Marsh. 1994. Polyanion-mediated mineralization assembly and reorganization of acidic polysaccharides in the Golgi System of coccolithophorid alga during mineral deposition. Protoplasma V. 177(3-4), 108-122.

60. M.E. Marsh. 1996. Polyanion-mediated mineralization a kinetic analysis of the calcium-carrier hypothesis in the phytoflagellate Pleurochrysis carterae. Protoplasma V. 190(3-4), 181-188.

61. M. Okazaki, T. Sato, N. Mutho, N. Wada and T. Umegaki. 1998. Calcified scales (coccoliths) of Pleurochrysis carterae (Haptophyta): structure, crystallography, and acid polysaccharides. J. Mar. Biotechnol. V. 6(1), 1622.

62. R.M.J. Brown, W.W. Franke, H. Kleining, H. Falk and P. Sitte. 1969. Cellulosic wall component produced by the Golgi apparatus of Pleurochrysis scherffelii. Science V. 166(3907), 894-896.

63. R.M.J. Brown, W.W. Franke, H. Kleining, H. Falk and P. Sitte. 1970. Scale formation in chrysophycean algae. I. Cellulosic and noncellulosic wall components made by the Golgi apparatus. J. Cell Biol. V. 45(2), 246-271.

64. W. Herth, W.W. Franke, J. Stadler, H. Bittiger, G. Keilich and R.M.J. Brown. 1972. Further characterization of the alkali-stable material from the scales of Pleurochrysis scherffelii. Cellulosic glycoprotein. Planta V. 105(1), 79-92.

65. D.K. Romanovicz and R.M.J. Brown. 1976. Biogenesis and structure of Golgi-derived cellulosic scales in Pleurochrysis. II. Scale composition and supramolecular structure. Appl. Polym. Symp. V. 28, 587-610.

66. D.M. Allen and D.H. Northcote. 1975. Scales of Chrysochromulina chiton. Protoplasma V. 83(4), 389-412.

67. D. Klaveness. 1976. Emiliania huxleyi (Lohman) Hay and Mohler. III. Mineral deposition and the origin of the matrix during coccolith formation. Protistologica V. 12(2), 217-224.

68. E.W. de Jong, L.Bosch and P. Westbroek. 1976. Isolation and characterization of Ca -binding polysaccharide associated with coccoliths of Emiliania huxleyi (Lohmann) Kamptner. Eur. J. Biochem. V. 70(2), 611621.

69. A.M.J. Fichtinger-Schepman, J.P.Kamerling, C. Versluis and J.F.G Vliegenthart. 1981. Structural studies of the methylated, acidic polysaccharide associated with coccoliths of Emiliania huxleyi (Lohmann) Kamptner. Carbohydr. Res. V. 93, 105-123.

70. A.H. Borman, E.W. de Jong, R. Thierry, P. Westbroek, L. Bosch, M. Gruter and J.P.Kamerling. 1987. Coccolith-associated polysaccharides from cells of Emiliania huxleyi (Haptophyceae). J. Phycol. V. 23(1), 118-123.

71. K.J. Smetana, M. Stol, M. Novak and J. Danes. 1996. Influence of carboxylate ions containing polymers on calcification: in vitro study. Biomaterial V. 17(16), 1563-1566.

72. D.J. Kok, L.J. Blomen, P. Westbroek and O.L. Bijvoet. 1986. Polysaccharide from coccoliths (CaC03 biomineral). Influence on crystallization of calcium oxalate monohydrate. Eur. J. Biochem. V. 158(1), 167-172.

73. P. Westbroek, E.W. de Jong, P. van der Wal, A.H. Borman, J.P.M. de Vrind, D. Kok, W.C. de Bruijn and S.B. Parker. 1984. Mechanism ofcalcification in the marine alga Emiliania huxleyi. Phylos. Trans. R. Soc. London. Ser.B. V. 304(112), 435-444.

74. K. Sekino and Y. Shiraiwa. 1996. Evidence for the involvement of mitochondrial respiration in calcification in a marine coccolithophorid Emiliania huxleyi. Plant Cell Physiol. V. 37(7), 1031-1033.

75. P. Westbroek, E.W. de Jong, P. van der Wall, Borman, J.P.M. de Vrind, P.E. van Emburg and L. Bosch. 1983. Calcification in Coccolithophoridae -wasteful or functional? Ecol. Bull. V. 35, 291-299.

76. E. Paasche and D. Klavenes. 1970. Arch. Microbiol. V. 73, 143-152.

77. E. de Jong, L. van Rens, P. Westbroek and L. Bosch. 1979. Biocalcification by the marine algae Emiliania huxleyi (Lohmann) Kamptner. Eur. J. Biochem. V. 99(3), 559-567.

78. N. Wada, M. Okazaki and S. Tachikawa. 1993. Effects of calcium binding polysaccharides from calcareous algae on calcium carbonate polymorphs under condition of double diffusion. J. Cryst. Growth V. 132(1-2), 115-121.

79. L. Addadi, J. Moradian, E. Shay, N.G. Maroudas and S. Weiner. 1987. A chemical model for the cooperation of sulfates and carboxylates in calcite crystal nucleation: relevance to biomineralization. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. V. 84(9), 2732-2736.

80. M.A. Borowitzka. 1984. Calcification in aquatic plants. Plant, Cell Environ. V. 7(6), 457-466.

81. A.I. Usov, M.I. Bilan and N.G. Klochkova. 1995. Polysaccharides of algae. 48. Polysaccharide composition of several calcareous red algae: Isolation of alginate from Corallina pilulifera P. et R. (Rhodophyta, Corallinaceae). Bot. Mar. V. 38, 43-51.

82. J.S. Craigie. 1974. Storage products. In: (W.D.P. Stewart, ed.) Algal physiology and biochemistry, Blackwell scientific publication, Oxford, pp.206-235.

83. A.I. Usov and N.G. Klochkova. 1992. Polysaccharides of algae. 45. Polysaccharide composition of red seaweeds from Kamchatka coastal waters (Northwestern Pacific) studied by reductive hydrolysis of biomass. Bot. Mar. V. 35, 371-378.

84. А.И. Усов. 1999. Альгиновые кислоты и альгинаты: методы анализа, определения состава и установления строения. Успехи химии. Т. 68(11), 1051-1061.

85. R.W. Scott. 1979. Colorimetric determination of hexuronic acids in plant materials. Anal. Chem. V. 51, 936-941.

86. Methods in carbohydrate chemistry. 1964. R.L. Whistler, ed., V. IV (Starch), Academic Press, New York, 335 pp.

87. W.B. Neely. 1961. Optical rotatory dispersion studies on polysaccharides. III. Amylose, amylopectin and methylcellulose. J. Org. Chem. V. 26(8), 3015-3016.

88. B. Hassid and R. Dickson. 1979. Starch measurement in plant tissue using enzymatic hydrolysis. Physiol. Plant. V. 47, 151-157.

89. P. Colson, H.J. Jennings and J.C.P. Smith. 1974. Composition, sequence and conformation of polymers and oligomers of glucose as revealed by carbon-13 nuclear magnetic resonance. J. Amer. Chem. Soc. V. 96, 80818087.

90. P. Dais and A.S. Perlin. 1982. High-field 13C-N.M.R. spectroscopy of P-D-glucans, amylopectin and glycogen. Carbohydr. Res. V. 100, 103-116.

91. A.R. Archibald, I.D. Fleming, A.M. Liddle, D.J. Manners, G.A. Mercer and A. Wright. 1961. a-1—»4-Glucosans. Part XI. The absorption spectra of glycogen- and amylopectin-iodine complexes. J. Chem. Soc. 1183-1190.

92. I.R. Siddiqui. 1978. A polarimetric procedure for determination mannuronic acid/ guluronic acid ratios in alginates. Carbohydr. Res. V. 67, 289-293.

93. S.A. Fazio, DJ. Uhlinger, J.H. Parker and D.C. White. 1982. Estimation of uronic acids as quantitative measures of extracellular and cell wall polysaccharide polymers from environmental samples. Appl. Environ. Microbiol. V. 43, 1151-1159.

94. E.F. Jansen and R. Jang. 1946. Esterification of galacturonic acid and polyuronides with methanol-hydrogen chloride. J. Am. Chem. Soc. V. 68(8), 1475-1477.

95. J.L. Cote and L.H. Krull. 1988. Characterization of the exocellular polysaccharide from Azotobacter chroococcum. Carbohydr. Res. V. 181, 143-152.

96. R.L. Taylor and H.E. Conrad. 1972. Stoichiometric depolymerization of polyuronides and glycosaminoglycuronans to monosaccharides following reduction of their carbodiimide-activated carboxyl groups. Biochemistry. V. 11, 1383-1388.

97. L. Vadas, H.S. Prihar, B.K. Pugashetti and D.S. Feingold. 1981. A gas chromatographic methods for the quantitative determination of hexuronic acids in alginic acid. Anal. Biochem. V. 114, 294-298.

98. K. Larsson, O. Larm and K. Granath. 1984. Studies on the reduction of uronic acid groups in alginic acid. Acta Chem. Scand., Ser. B. V. 38, 15-19.

99. M. Fujihara and T. Nagumo. 1986.Reduction of carboxyl groups in alginate. Nippon Kagaku Kaishi, V. 4, 576-579. Chem. Abstr. 1987. V. 106, 5362.

100. E. Quintero, K. Ishida, G. Gordon and G. Geesey. 1989. Comparison of reduction methods for gas chromatographic-mass spectrometric identification and quantitation of uronic acids in acidic polysaccharides. J. Microbiol. Methods. V. 9, 309-322.

101. N.O. Maness, J.D. Ryan and A.J. Mort. 1990. Determination of the degree of methyl esterification of pectins in small samples by selectivereduction of esterified galacturonic acid to galactose. Anal. Biochem. V. 185, 346-352.

102. G. Skjaak-Braek. 1992. Alginates: biosynthesis and some structure-function relationships relevant to biomedical and biothechnological applications. Biochem. Soc. Trans. V. 20, 27-33.

103. A. Penman and G.R. Sanderson. 1972. A method for the determination of uronic acid sequence in alginates. Carbohydr. Res. V. 25, 273-282.

104. D.A. Rees and E.J. Welsh. 1977. Secondary and tertiary structure of polysaccharides in solution and in gels. Angew. Chem., Int. Ed. Engl. V. 16, 214-224.

105. A.I. Usov, M.I. Bilan and A.S. Shashkov. 1997. Structure of a sulfated xylogalactan from the red alga Corallina pilulifera P. et R. (Rhodophyta, Corallinaceae). Carbohydr. Res. V. 303, 93-102.

106. R.J. Sturgeon. 1980. Enzymic determination of D-galactose. In: (R.L. Whistler and J.N. BeMiller, eds.) Methods in carbohydrate chemistry, V. VIII (General methods), Academic Press, New York, pp. 131-133.

107. K. Leontein, B. Lindberg and J. Lonngren. 1978. Assignment of absolute configuration of sugars by g.l.s. of their acetylated glycosides formed from chiral alcohols. Carbohydr. Res. V. 62, 359-362.

108. T.G. Kantor and M. Schubert. 1956. A methods for the desulfation of chondroitin sulfate. J. Am. Chem. Soc. V. 72, 152-153.

109. I. Ciucanu and F. Kerek. 1984. A simple and rapid method for the permethylation of carbohydrates. Carbohydr. Res. V. 131, 209-217.

110. T.T. Stevenson and R.H. Furneaux. 1991. Chemical methods for the analysis of sulfated galactans from red algae. Carbohydr. Res. V. 210, 277298.

111. H. Bjorndal, C.G. Hellerqvist, B. Lindberg and S. Swensson 1970. Gasliquid chromatography and mass-spectrometry in methylation analysis of polysaccharides. Angew. Chem., Internat. Ed. Engl. V. 9, 610-619.

112. S.L. Patt and J.N. Shoolery. 1982. Attached proton test for carbon-13 NMR. J. Magn. Reson. V. 46, 535-539.

113. G.M. Lipkind, A.S. Shashkov, Y.A. Knirel, E.V. Vinogradov and N.K. Kochetkov. 1988. A computer-assisted structural analysis of regular13polysaccharides on the basis of C-N.M.R. data. Carbohydr. Res. V. 175, 59-75.

114. M. Lahaye, W. Yaphe and C. Rochas. 1985. 13C-N.M.R.-srectral analysis of sulfated and desulfated polysaccharides of the agar type. Carbohydr. Res. V. 143, 240-245.

115. E.L. McCandles and J.S. Craigie. 1979. Sulfated polysaccharides in red and brown algae. Annu. Rev. Plant Physiol. V. 30, 41-53.

116. J.R. Turvey. 1965. Sulfates of the simple sugars. Adv. Carbohydr. Chem. V. 20, 183-218.

117. D.A. Rees. 1961. Estimation of the relative amount of isomeric sulfate esters in some sulfated polysaccharides. J. Chem. Soc. 5168-5171.

118. M.J. Gidley. 1985. Quantification of the structural features of starch polysaccharides by N.M.R. spectroscopy. Carbohydr. Res. V. 139, 85-93.

119. А.И. Усов, М.И. Билан. 1998. Полисахариды водорослей. 52. Строение сульфатированного ксилогалактана из известковой красной водоросли Bossiella cretacea (P. et R.) Johansen (Rhodophyta, Corallinaceae). Биоорган, химия. Т. 24(2), 139-146.

120. E. F. L. J. Anet. 1964. 3-Deoxyglycosuloses (3-deoxyglycosones) and the degradation of carbohydrates. Advan. Carbohydr. Chem. V. 19, 181218.

121. A.C. Шашков, А.И. Усов, C.B. Яроцкий. 1978. Полисахариды водорослей. XXIV. Применение спектроскопии 13С-ЯМР для анализа структуры полисахаридов группы агара. Биоорган, химия. Т. 4(1), 7481.

122. K.S. Dodgson and R.G. Price. 1962. A note on the determination of the ester sulfate content of sulfated polysaccharides. Biochem. J. V. 84, 106110.

123. D.M. Updegraff. 1969. Semimicro determination of cellulose in biological material. Anal. Biochem. V. 32, 420-424.

124. A.I. Usov and M. Ya. Elashvili. 1991. Polysaccharides of algae. 44. Investigation of sulfated galactan from Laurencia nipponica Yamada (Rhodophyta, Rhodomelaceae) using partial reductive hydrolysis. Bot. Mar. V. 34, 553-560.

125. А.И. Усов, М.Я. Элашвили. 1991. Количественное определение производных 3,6-ангидрогалактозы и специфическое расщепление галактанов красных водорослей в условиях частичного гидролиза. Биоорган, химия. Т. 17, 839-848.

126. A. Haug, В. Larsen and О. Smidsrod. 1966. A study of the constitution of alginic acid by partial acid hydrolysis. Acta Chem. Scand. V. 20, 183190.

127. M. Dubois, К.A. Grilles, J.K. Hamilton, P.A. Rebers and F. Smith. 1956. Colorimetric methods for the determination of sugars and related substances. Anal. Chem. V. 28, 350-356.

128. W. Sinner and J. Puis. 1978. Non-corrosive dye reagent for detection of reducing sugars in borate complex ion-exchange chromatography. J. Chromatogr. V. 156, 197-204.

129. P. J. Wood and I.R. Siddiqui. 1971. Determination of methanol and its application to measurement of pectin ester content and pectin methyl esterase activity. Anal. Biochem. V. 39, 418-428.

130. B.B. Барбакадзе, А.И. Усов. 1978. Полисахариды водорослей. XXVI. Метилирование и периодатное окисление полисахарида из красной водоросли Grateloupia divaricata Okam. Биоорган, химия. Т. 4, 11001106.1. Благодарности1. Выражаю благодарность:

131. Н.Г. КЛОЧКОВОЙ и А.Н. КАМНЕВУ за предоставленные образцы водорослей;

132. A.C. ШАШКОВУ за съемку и помощь в интерпретации спектров ЯМР;

133. B.JI. САДОВСКОЙ за масс-спектрометрические анализы.

134. Особую признательность выражаю моему научному руководителю АНАТОЛИЮ ИВАНОВИЧУ УСОВУ за предоставление столь интересной темы исследований и постоянное внимание и поддержку при выполнении работы.